Summary
Förundersökningen bekräftar att subaraknoidalblödning (SAH) orsakar hjärnans pericytdöd. Utvärdering av pericytkontraktilitet efter SAH kräver differentiering mellan livskraftiga och icke-livskraftiga pericyter i hjärnan. Därför har en procedur utvecklats för att märka livskraftiga och icke-livskraftiga pericyter i hjärnan samtidigt, vilket underlättar observation med hjälp av ett högupplöst konfokalmikroskop.
Abstract
Pericyter är viktiga väggceller som ligger i hjärnans mikrocirkulation och som är avgörande för att aktivt modulera hjärnans blodflöde via kontraktilitetsjusteringar. Konventionellt mäts deras kontraktilitet genom att observera morfologiska förändringar och närliggande kapillärdiameterförändringar under specifika omständigheter. Ändå äventyras postvävnadsfixering, utvärdering av vitalitet och påföljande pericytkontraktilitet hos avbildade hjärnpericyter. På samma sätt misslyckas genetisk märkning av hjärnpericyter med att skilja mellan livskraftiga och icke-livskraftiga pericyter, särskilt vid neurologiska tillstånd som subaraknoidalblödning (SAH), där vår preliminära undersökning bekräftar hjärnans pericytdöd. Ett tillförlitligt protokoll har tagits fram för att övervinna dessa begränsningar, vilket möjliggör samtidig fluorescerande märkning av både funktionella och icke-funktionella hjärnpericyter i hjärnsnitt. Denna märkningsmetod möjliggör högupplöst visualisering av konfokalmikroskop, samtidigt som den markerar hjärnskivans mikrovaskulatur. Detta innovativa protokoll erbjuder ett sätt att bedöma hjärnans pericytkontraktilitet, dess inverkan på kapillärdiametern och pericytstrukturen. Att undersöka hjärnans pericytkontraktilitet inom SAH-kontexten ger en insiktsfull förståelse för dess effekter på hjärnans mikrocirkulation.
Introduction
Hjärnans pericyter, som kännetecknas av sina smala utbuktningar och utskjutande cellkroppar, omger mikrocirkulationen 1,2. Medan cerebral blodflödesförstärkning främst drivs av kapillärutvidgning, uppvisar mindre artärer långsammare dilatationshastigheter3. Pericytkontraktilitet utövar inflytande över kapillärdiameter och pericytmorfologi, vilket påverkar vaskulär dynamik4. Sammandragning av hjärnans pericyter leder till kapillärsammandragning, och i patologiska scenarier kan överdriven kontraktion hindra erytrocytflödet5. Olika faktorer, inklusive noradrenalin som frigörs från locus coeruleus, kan inducera hjärnans pericytsammandragning i kapillärerna6. Med en reglerande roll i cerebralt blodflöde uppvisar pericyter 20-HETE-syntes och fungerar som en syresensor under hyperoxi7. Oxidativ-nitrativ stressutlöst sammandragning av hjärnans pericyter påverkar kapillärernanegativt 5. Trots både in vivo- och ex vivo-undersökningar av hjärnans pericytkontraktion8 kvarstår begränsad kunskap om avbildning av livskraftiga och icke-livskraftiga hjärnpericyter i hjärnskivor.
Avgörande är att avbildning av hjärnpericyter efter vävnadsfixering äventyrar deras vitalitet och efterföljande bedömning av kontraktilitet. Dessutom, i scenarier som neurologiska störningar (t.ex. subaraknoidalblödning - SAH), misslyckas transgen märkning av hjärnpericyter med att skilja mellan livskraftiga och icke-livskraftiga pericyter, vilket bekräftas av vår preliminära SAH-inducerade hjärnpericytdödsstudie9.
För att övervinna dessa utmaningar använde vi TO-PRO-3 för att märka levande pericyter, medan avlidna var färgade med propidiumjodid (PI). Vi använde högupplösta konfokala avbildningstekniker för att visualisera livskraftiga och icke-livskraftiga hjärnpericyter i hjärnskivor samtidigt som skivaktiviteten bevarades under avbildningen. Denna artikel syftar till att presentera en reproducerbar metod för avbildning av livskraftiga och icke-livskraftiga hjärnpericyter i hjärnskivor, vilket fungerar som ett värdefullt verktyg för att undersöka effekten av hjärnpericyter på cerebral mikrocirkulation efter SAH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Det experimentella protokollet godkändes av Animal Ethics and Use Committee vid Kunming Medical University (kmmu20220945). Sprague-Dawley (SD) råttor av båda könen, 300-350 g, användes för den aktuella studien.
1. Inducering av SAH-modellen
- Bedöva råttorna med 2 % isofluran och 100 % syrgas. Upprätthåll anestesi genom att tillföra kontinuerlig inhalationsanestesi med isofluran (1%-3%). Säkra råttans huvud med en stereotaktisk apparat (se materialförteckning).
- Skapa SAH-modellen genom att följa stegen nedan.
- Sätt in en mikroinjektionsnål i den suprasellara cisternen. Injicera sedan autologt blod från råttans svansartär (utan antikoagulantia) i den suprasellara cisternen med hjälp av en sprutpump (se materialförteckning).
- Implantera en mikroinjektionsnål i den högra laterala hjärnkammaren med hjälp av de nämnda koordinaterna: bregma, −0,8 mm; lateral, 1,4 mm; Djup, 4 mm9. För SAH-grupper, injicera 0,2 ml råttsvansartärblod. För skengrupper, administrera samma volym isoton koksaltlösning (Figur 1A).
2. Förberedelse och stabilisering av hjärnskivor
- Djupt bedöva råttorna med 2 % isofluraninhalation. Efter halshuggning, extrahera hela hjärnan och sänk ner dem i iskall konstgjord cerebrospinalvätska (ACSF).
OBS: Använd nyberedda ACSF-lösningar med följande sammansättning: 134 mM NaCl, 2.8 mM KCl, 29 mM NaHCO3, 1.1 mM NaH 2 PO 4, 1.5 mM MgSO4, 2.5 mM CaCl2och 10.11 mM D-glukos (se materialförteckning). Håll ett pH mellan 7,3 och 7,4. - Använd en vibratomé (se materialförteckning) för att förbereda spetsiga hjärnskivor med en tjocklek på 200 μm från SD-råttorna i iskall ACSF som luftas med 5 % CO2 och 95 % O 2 (figur 2).
- Placera de 200 μm tjocka spetsiga hjärnskivorna i en förvaringskammare på ett nylonnät nedsänkt i ACSF. Balansera ACSF-lösningen med 95 %O2 och 5 % CO2 och håll ett temperaturområde på 35–37 °C. Låt hjärnskivorna stabiliseras i 2 timmar, så att de får tid att anpassa sig (Figur 3).
3. Märkning av pericyter i akuta hjärnskivor med TO-PRO-3
OBS: Pericyter från akuta hjärnskivor märktes fluorescerande med spårämnet TO-PRO-310.
- Tillsätt det fluorescerande färgämnet TO-PRO-3 till ACSF och uppnå en slutlig koncentration på 1 μM. Inkubera de akuta hjärnskivorna i rumstemperatur i en mörk miljö med den TO-PRO-3-innehållande ACSF i 20 minuter.
OBS: Kom ihåg att bära latexhandskar när du hanterar TO-PRO-3 för skydd. - Överför nylonnätsilen, som bär hjärnskivorna, från laddningskammaren till en 6-håls plattsköljkammare (se materialtabell). Låt hjärnskivorna stanna i sköljkammaren i 10 minuter (Figur 4D).
OBS: Detta sköljningssteg avslutar färgningsprocessen, minskar bakgrundsmärkningen och förhindrar ospecifik färgning. - Skölj preparaten i totalt 15 minuter med ACSF-lösning som är i jämvikt med en blandning av 5 % CO2 och 95 % O2 . Detta sköljningssteg stoppar färgupptaget och minimerar bakgrundsmärkningen (Figur 4C).
4. Färgning av icke-vitala pericyter av cerebral mikrocirkulation i akuta hjärnskivor
- Inkubera hjärnskivor förladdade med TO-PRO-3 vid 37 °C med isolektin B4 konjugerat till Alexa Fluor 488 (FITC-ISOB4; 5 μg/ml, se materialtabell) i 30 minuter i en mörk miljö. Efter inkubationen, skölj hjärnskivorna i 15 minuter i ACSF (Figur 4E).
- Inkubera hjärnskivorna i ACSF gasade med 5 % CO2 och 95 % O2 som vanligt. Tillsätt propidiumjodid (PI) i en koncentration av 37 μM till båda lösningarna vid 37 °C. Detta kommer att märka icke-vitala hjärnpericyter. Inkubera preparaten i denna ACSF-lösning i 60 minuter i mörker (figur 4F).
- Skölj sedan preparaten i 15 minuter med ACSF-lösningar för att stoppa färgupptaget och minimera bakgrundsmärkning.
5. Avbildning av vitala och icke-vitala hjärnpericyter i akuta hjärnskivor
- Överför försiktigt hjärnskivorna till konfokala skålar med glasbotten (se materialförteckning) med hjälp av Pasteurpipetter av plast. Fyll skålarna med ACSF-lösning som tidigare balanserats med 5 % CO2 och 95 % O2 . Använd ett järnnät för att säkra råtthjärnskivorna på plats.
- Överför konfokalskålarna med glasbotten till stadiet av ett konfokalmikroskop. Placera den akuta hjärnskivan i botten av skålen och perfundera9 den med ACSF-lösning i jämvikt med en blandning av 95 %O2 och 5 % CO2 under konfokalmikroskopiavbildning (figur 5A och figur 5Ab').
- Visualisera väggcellerna i hjärnbarkens mikrokärl med hjälp av ett 40x-objektiv. Ta avbildningsstaplar med kompatibel programvara (se Materialförteckning). Använd lämpliga filter för IB4 (excitation/emission 460 nm/520 nm), PI (excitation/emission 545 nm/595 nm) och TO-PRO-3 (excitation/emission 606 nm/666 nm) (figur 5D).
OBS: Ta bilder med följande detaljer: 40× DIC N1-objektiv, 3 × 12-bitars: 512 × 512 pixlar (0,22 × 0,22 mm), kalibrering: 0,42 μm/px. - Identifiera cerebrala mikrovaskulaturer och pericyter baserat på deras nätverk och morfologi. Lokalisera en specifik region som innehåller ett cerebralt mikrovaskulaturnätverk på varje hjärnskiva och ta bilder.
- Notera noggrant bildplatsen för att säkerställa konsekvens i efterföljande bilder (Figur 5B,C). För vidare bearbetning och analys, använd bildanalysprogram (ImageJ) och fotoredigeringsprogram (se Materialförteckning).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Under normala fysiologiska förhållanden genomgår hjärnpericyter i allmänhet inte celldöd. Figur 6 illustrerar detta fenomen, där gult indikerar närvaron av vitala pericyter i hjärnan; hjärnpericyter visar ingen färgning med PI, vilket indikerar deras livskraft. För att ytterligare undersöka om pericyter förblir fästa vid mikrokärlen efter celldöd användes metoder i en SAH-råttmodell, och efterföljande avbildning genomfördes.
Metoder för att avbilda både vitala och icke-vitala hjärnpericyter i hjärnskivor efter SAH har utvecklats. Som visas i figur 7 är vitala hjärnpericyter (blå pilar) belägna i mikrokärlen, medan icke-vitala hjärnpericyter representeras av vita pilar. Denna samtidiga visualisering gör det möjligt att identifiera både vitala och icke-vitala hjärnpericyter i hjärnskivor. Dessutom observerades att PI-märkta icke-vitala hjärnpericyter förblev fästa vid hela mikrovaskulaturen.
Figur 1: SAH-modell . (A) Råttans huvud var ordentligt fastsatt i stereotaxin för att säkerställa stabilitet. SAH-modellen inducerades genom att försiktigt föra in en stereotaktisk nål i den suprasellara cisternen. (B,C) I SAH-modellen kommer blodet in i subaraknoidalutrymmet i skallen och påverkar hjärnan. Hjärnhalvorna fylls med blod ca 24 timmar efter SAH. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Akut förberedelse av hela hjärnskivan . (A) Den nedre kammaren belades med agaroslim för fixering. (B) Limmet applicerades noggrant på den nedre kammaren för att fästa ordentligt på hjärnan. (C) Den omgivande tanken fylldes med iskall ACSF för att bibehålla temperaturen. (D) Den önskade sektionstjockleken definierades noggrant. (E,F). Hjärnskivorna överfördes minutiöst till en 6-hålsplatta. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Överför pipetter och färgladdning i en 6-hålsplatta. (A) Akuta hjärnskivor överfördes med hjälp av Pasteurpipetter av plast (3 ml). Pipetten som användes i punkt a var 18,2 cm. För (b) och (c) trimmades den fina spetsen på Pasteurpipetten av plast noggrant för att förhindra eventuella skador på hjärnskivorna under överföringen. Plattorna med 6 brunnar övergick effektivt från (B) till (C) för fluorescensfärgning i ett 37 °C vattenbad. (B) En brunn på 6-hålsplattan rymde en liten nylonnätsil, med fina slangar placerade för gastillförsel. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Inkubation av akuta hjärnskivor. En systematisk procedur följdes minutiöst för att märka pericyter med TO-PRO-3 i de akuta hjärnskivorna. (A) Inledningsvis fylldes en brunn med en platta med sex brunnar (12 × 8 cm) med 10 ml ACSF, vilket säkerställde korrekt luftning genom att bubbla lösningen med hjälp av fina slangar anslutna till en blandning av 95 %O2 och 5 % CO2 . (B) Därefter överfördes hjärnskivorna minutiöst till plattan med sex brunnar. (C) 10 μL av stamlösningen TO-PRO-3 fördes in i färgladdningskammaren och rördes försiktigt för att underlätta färgämnesupplösning (D). (E,F) För att ytterligare karakterisera hjärnskivorna utfördes färgning med IB4 (1 μM i ACSF) och PI (1 μM i ACSF). Dessa sekventiella steg möjliggjorde framgångsrik märkning av pericyter med TO-PRO-3 i akuta hjärnskivor, vilket underlättade efterföljande analys och undersökning av de märkta hjärnpericyterna. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Avbildning av vitala och icke-vitala hjärnpericyter i hjärnskivor. (A) Lösningen är i jämvikt med en blandning av 95 %O2 och 5 % CO2 som levereras genom slangen. (B-E) Inställning för högupplöst avbildning av TO-PRO-3-märkta, IB4-märkta endotelceller och PI-märkta celler i akuta hjärnskivor. (E) Konfokalmikroskopi. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Bild av vitala hjärnpericyter i hjärnskivor. (A) Cerebral mikrovaskulatur märktes med IB4 (grön). (B) Icke-vitala celler märktes med PI. (C) Vitala pericyter märktes med TO-PRO-3 (gul). (D) Den sammanfogade bilden visas. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 7: Representativ bild av vitala och icke-vitala pericyter i hjärnan i en hjärnskiva efter SAH. (A) Cerebral mikrovaskulatur märktes med IB4 (grön). (B) Icke-vitala celler märktes med PI (rött). (C) Vitala pericyter märktes med TO-PRO-3 (gul). (D) Den sammanfogade bilden visas. Blå pilar indikerar exempel på vitala hjärnpericyter, medan vita pilar indikerar exempel på icke-vitala hjärnpericyter. Noterbart är att kärnorna i pericyter inte sticker ut ovanför den mikrovaskulära ytan. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 8: Positiv korrelation mellan antalet icke-vitala pericyter och tiden efter SAH. Högupplöst konfokalavbildning användes för att fånga hjärnpericyter vid olika tidpunkter efter SAH. Märkbar celldöd i hjärnpericyter påbörjades 6 timmar efter SAH, vilket indikeras av vita pilar i (A). Därefter skedde en betydande ökning av pericytdöd från 6-timmarsstrecket och framåt. Antalet icke-vitala pericyter uppvisade en positiv korrelation med den tid som förflutit efter SAH, som visas i (B). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Utvecklade är högupplösta konfokala avbildningstekniker för att visualisera vitala hjärnpericyter, icke-vitala hjärnpericyter och mikrovaskulaturen i hjärnskivor. I akuta hjärnskivor hos råttor innebär processen initial märkning av pericyter med TO-PRO-311, följt av mikrovaskulära endotelceller med IB412; Därefter utförs identifiering av avlidna pericyter med hjälp av PI. Detta protokoll är enkelt, reproducerbart och mycket tillämpligt för funktionell forskning.
För att specifikt spåra hjärnans pericyter i nervsystemet används den långröda fluoroforen TO-PRO-3. Medan TO-PRO-3 huvudsakligen färgar kärnorna i fixerad vävnad13, införlivas den selektivt i levande pericyter ex vivo när den appliceras i fysiologisk koksaltlösning14. Tidigare studier har bekräftat den entydiga identifieringen av murina hjärnpericyter med hjälp av TO-PRO-315. Denna fluorofor märker effektivt vitala hjärnpericyter11. Däremot fungerar PI, en vanligt förekommande laddad fluorokrom för bedömning av cellviabiliteti realtid 12, som en markör för försämrade celler när den appliceras före fixering (prefixation PI-färgning)16. Men eftersom de morfologiska egenskaperna hos pericyter, särskilt deras kärnor, inte sträcker sig över den mikrovaskulära ytan, kan det vara svårt att skilja mellan endotel- och pericytkärnor med hjälp av PI-färgning, vilket indikeras av den vita pilen i figur 8A. Studier som involverar elektronmikroskopi för tredimensionell rekonstruktion av CA1-regionen i råttans hippocampus har föreslagit att ungefär en tredjedel av endotelet täcks av pericyternas somas och processer17.
I figur 6 observeras hjärnpericyter märkta med TO-PRO-3 i mikrokärlen. Konfokala bilder av den cerebrala mikrovaskulaturen märkta med IB4 och PI avslöjar att endast ett fåtal celler genomgår celldöd under snittningsprocessen, vilket framgår av frånvaron av PI-positiva döda celler i figur 6. Följaktligen används SAH-modellen för att undersöka förekomsten av icke-vitala pericyter. Figur 7 illustrerar att celldöd är mer framträdande i pericyter än endotelceller i hjärnskivor. Dessutom, i figur 8A, observeras en signifikant ökning av pericytdöd med början 6 timmar efter SAH. Figur 8B visar en positiv korrelation mellan antalet icke-vitala pericyter och den tid som förflutit efter SAH. En omfattande studie som avbildar både vitala och icke-vitala pericyter i hjärnan har dock inte dokumenterats så vitt man vet.
För närvarande är det fortfarande osäkert om pericyter från andra arter eller system (t.ex. hjärta, tunntarm) också uppvisar vitala och icke-vitala tillstånd i akuta delar efter SAH. Sammanfattningsvis erbjuder det tillhandahållna protokollet ett replikerbart tillvägagångssätt för att avbilda både vitala och icke-vitala hjärnpericyter i hjärnskivor efter SAH. På grund av dess enkelhet och tillförlitlighet kan denna teknik användas för att avslöja den funktionella och strukturella mångfalden av pericyter i hjärnskivor och underlätta detaljerade cellulära undersökningar i olika sjukdomsmodeller relaterade till pericytpatofysiologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Studien finansierades av anslag från National Natural Science Foundation of China (81960226,81760223); Naturvetenskapliga stiftelsen i provinsen Yunnan (202001AS070045,202301AY070001-011)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-well plate | ABC biochemistry | ABC703006 | RT |
| Adobe Photoshop | Adobe | Adobe Illustrator CS6 16.0.0 | RT |
| Aluminium foil | MIAOJIE | 225 mm x 273 mm | RT |
| CaCl2·2H2O | Sigma-Aldrich | C3881 | RT |
| Confocal imaging software | Nikon | NIS-Elements 4.10.00 | RT |
| Confocal Laser Scanning Microscope | Nikon | N-SIM/C2si | RT |
| Gas tank (5% CO2, 95% O2) | PENGYIDA | 40L | RT |
| Glass Bottom Confocal Dishes | Beyotime | FCFC020-10pcs | RT |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | RT |
| Glue | EVOBOND | KH-502 | RT |
| Ice machine | XUEKE | IMS-20 | RT |
| Image analysis software | National Institutes of Health | Image J | RT |
| Inhalation anesthesia system | SCIENCE | QAF700 | RT |
| Isolectin B 4-FITC | SIGMA | L2895–2MG | Store aliquots at –20 °C |
| KCl | Sigma-Aldrich | 7447–40–7 | RT |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P0662 | RT |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich | M7506 | RT |
| NaCl | Sigma-Aldrich | 7647–14–5 | RT |
| NaH2PO4·H2O | Sigma-Aldrich | 10049–21–5 | RT |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S5761 | RT |
| Pasteur pipette | NEST Biotechnology | 318314 | RT |
| Peristaltic Pump | Scientific Industries Inc | Model 203 | RT |
| Propidium (Iodide) | Med Chem Express | HY-D0815/CS-7538 | Store aliquots at –20 °C |
| Stereotaxic apparatus | SCIENCE | QA | RT |
| Syringe pump | Harvard PUMP | PUMP 11 ELITE Nanomite | RT |
| Thermostatic water bath | OLABO | HH-2 | RT |
| Vibrating microtome | Leica | VT1200 | RT |
References
- Dalkara, T., Gursoy-Ozdemir, Y., Yemisci, M. Brain microvascular pericytes in health and disease. Acta Neuropathologica. 122 (1), 1-9 (2011).
- Dore-Duffy, P., Cleary, K.
- Peppiatt, C. M., Howarth, C., Mobbs, P., Attwell, D. Bidirectional control of CNS capillary diameter by pericytes. Nature. 443 (7112), 700-704 (2006).
- Attwell, D., Mishra, A., Hall, C. N., O'Farrell, F. M., Dalkara, T.
- Yemisci, M., Gursoy-Ozdemir, Y., Vural, A., Can, A., Topalkara, K., Dalkara, T. Pericyte contraction induced by oxidative-nitrative stress impairs capillary reflow despite successful opening of an occluded cerebral artery. Nature Medicine. 15 (9), 1031-1037 (2009).
- Korte, N., et al. Noradrenaline released from locus coeruleus axons contracts cerebral capillary pericytes via α2 adrenergic receptors. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2023).
- Hirunpattarasilp, C., Barkaway, A., Davis, H., Pfeiffer, T., Sethi, H., Attwell, D. Hyperoxia evokes pericyte-mediated capillary constriction. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 42 (11), 2032-2047 (2022).
- Neuhaus, A. A., Couch, Y., Sutherland, B. A., Buchan, A. M. Novel method to study pericyte contractility and responses to ischaemia in vitro using electrical impedance. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2013-2024 (2017).
- Gong, Y., et al. Increased TRPM4 Activity in cerebral artery myocytes contributes to cerebral blood flow reduction after subarachnoid hemorrhage in rats. Neurotherapeutics: The Journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 16 (3), 901-911 (2019).
- Mai-Morente, S. P., et al. Pericyte mapping in cerebral slices with the far-red fluorophore TO-PRO-3. Bio-protocol. 11 (22), e4222 (2021).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Zhao, H., et al. Rationale for the real-time and dynamic cell death assays using propidium iodide. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (4), 399-405 (2010).
- Van Hooijdonk, C. A., Glade, C. P., Van Erp, P. E. TO-PRO-3 iodide: A novel HeNe laser-excitable DNA stain as an alternative for propidium iodide in multiparameter flow cytometry. Cytometry. 17 (2), 185-189 (1994).
- Lacar, B., Herman, P., Platel, J. C., Kubera, C., Hyder, F., Bordey, A. Neural progenitor cells regulate capillary blood flow in the postnatal subventricular zone. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32 (46), 16435-16448 (2012).
- Mai-Morente, S. P., Marset, V. M., Blanco, F., Isasi, E. E., Abudara, V. A nuclear fluorescent dye identifies pericytes at the neurovascular unit. Journal of Neurochemistry. 157 (4), 1377-1391 (2021).
- Hezel, M., Ebrahimi, F., Koch, M., Dehghani, F. Propidium iodide staining: a new application in fluorescence microscopy for analysis of cytoarchitecture in adult and developing rodent brain. Micron (Oxford, England). 43 (10), 1031-1038 (2012).
- Mathiisen, T. M., Lehre, K. P., Danbolt, N. C., Ottersen, O. P. The perivascular astroglial sheath provides a complete covering of the brain microvessels: An electron microscopic 3D reconstruction. Glia. 58 (9), 1094-1103 (2010).
