Summary
Aqui, propomos três métodos diferentes de danificar as fibras sensoriais que inervam a córnea. Estes métodos facilitam o estudo da regeneração axonal em camundongos. Estes três métodos, adaptáveis a outros modelos animais, são ideais para o estudo da fisiologia e regeneração da inervação corneana.
Abstract
A córnea é um tecido transparente que cobre o olho e é crucial para uma visão clara. É o tecido mais inervado do corpo. Essa inervação proporciona sensação e função trófica ao olho e contribui para preservar a integridade corneana. A ruptura patológica dessa inervação é denominada ceratite neurotrófica. Isso pode ser desencadeado por lesão no olho, cirurgia ou doença. Neste estudo, propomos três diferentes protocolos para causar dano à inervação de forma a recapitular os três tipos de casos geralmente encontrados na clínica.
O primeiro método consiste em fazer uma abrasão do epitélio com uma broca oftálmica. Trata-se da remoção da camada epitelial, das terminações nervosas livres e do plexo subbasal de forma semelhante à cirurgia de ceratectomia fotorrefrativa realizada na clínica. O segundo método visa apenas a inervação seccionando-a na periferia com um punch de biópsia, mantendo a integridade do epitélio. Este método é semelhante aos primeiros passos da ceratoplastia lamelar e leva a uma degeneração da inervação seguida de recrescimento dos axônios na córnea central. O último método danifica a inervação de um modelo de camundongo transgênico usando um microscópio multifóton, que localiza especificamente o local de cauterização das fibras nervosas fluorescentes. Este método inflige o mesmo dano que a fotoceratite, uma superexposição à luz UV.
Este estudo descreve diferentes opções para investigar a fisiopatologia da inervação corneana, particularmente a degeneração e regeneração dos axônios. Promover a regeneração é crucial para evitar complicações como defeitos do epitélio ou mesmo perfuração da córnea. Os modelos propostos podem ajudar a testar novas moléculas farmacológicas ou terapia gênica que melhoram a regeneração nervosa e limitam a progressão da doença.
Introduction
A córnea, que é a superfície transparente do olho, é composta por três camadas distintas: o epitélio, o estroma e o endotélio. Este órgão possui a maior densidade de inervação do corpo e é composto principalmente por fibras sensitivas (tipos Aδ e C) originárias do ramo oftálmico do gânglio trigeminal. As fibras sensoriais penetram na periferia da córnea no estroma médio na forma de grandes feixes que se ramificam para cobrir a superfície. Eles então se bifurcam para perfurar a membrana de Bowmann e formam o plexo subbasal, que é facilmente reconhecível pela formação de um vórtice no centro da córnea. Essas fibras terminam como terminações nervosas livres na superfície externa do epitélio. São capazes de transduzir estímulos térmicos, mecânicos, químicos e liberar fatores tróficos essenciais para a homeostase do epitélio 1,2. A ceratite neurotrófica (NK) é uma doença degenerativa que afeta a inervação sensorial corneana. Esta doença rara decorre de uma diminuição ou perda da sensibilidade corneana que resulta em menor produção lacrimal e pobres propriedades cicatrizantes da córnea3. A NK evolui através de três estágios bem descritos, desde o estágio 1, onde os pacientes sofrem defeitos epiteliais, até o estágio 3, onde ocorre fusão estromal e/ou perfuração corneana4.
Clinicamente, as origens desta doença podem ser diversas. Os pacientes podem perder a inervação corneana após lesão física ocular, cirurgia ou por doenças crônicas, como diabetes 5,6. Até o momento, o processo de patogênese da NK permanece pouco compreendido, e as opções terapêuticas para essa condição que ameaça a visão são muito limitadas. Portanto, um melhor entendimento das características dos defeitos epiteliais é necessário para melhor compreender os mecanismos por trás da regeneração dessas fibras e potencialmente promovê-los. Aqui, propomos vários modelos de lesão corneana que induzem NK em camundongos.
O primeiro modelo é a abrasão da camada epitelial da córnea com uma broca ocular. Esse modelo tem sido estudado principalmente no contexto da regeneração do epitélio em diferentes animais, como roedorese peixes7,8,9, e para testar moléculas promotoras da cicatrização corneana 10,11. Fisiologicamente, leva 2-3 dias para que as células epiteliais fechem a ferida. O padrão fisiológico da inervação, entretanto, leva mais de quatro semanas para se recuperar da abrasão12,13. Durante a cirurgia, a broca ocular remove a camada epitelial da córnea que contém o plexo subbasal e as terminações nervosas livres das fibras. Este procedimento pode ser clinicamente comparado a pacientes com ceratectomia fotorrefrativa (PRK) para correção de defeitos refrativos oculares. O procedimento consiste na remoção do epitélio da córnea e, em seguida, na remodelagem do estroma com laser14. Os pacientes podem apresentar vários efeitos colaterais após essa cirurgia, como diminuição da densidade do nervo corneano por 2 anos e redução da sensibilidade por um período de 3 meses a um ano após a cirurgia15. Como a cirurgia induz uma fragilidade do microambiente corneano, esse modelo poderia ajudar a investigar esses efeitos colaterais e desenvolver abordagens terapêuticas que promovessem reinervação mais rápida, reduzindo os efeitos colaterais em questão.
O segundo modelo consiste em seccionar os axônios na periferia da córnea com punch de biópsia, induzindo uma degeneração walleriana da inervação central 16. Clinicamente, esse método poderia ser comparado à ceratoplastia lamelar anterior, na qual o cirurgião realiza uma trepanação parcial da córnea para remover uma parte da espessura anterior da córnea e substituí-la por um transplante de doador 17. Após a ceratoplastia lamelar, os pacientes podem apresentar uma série de sintomas, incluindo olho seco, perda da inervação corneana e rejeição do enxerto18. Este modelo de axotomia realizada em nervos corneanos poderia fornecer informações sobre os mecanismos de degeneração das fibras, que ocorre após um enxerto, seguido pela regeneração dos axônios.
O terceiro método danifica os nervos da córnea com um laser. Utilizando-se microscópio multifóton na córnea de animais anestesiados, a degeneração dos nervos localizados no campo óptico é induzida como resultado da formação de espécies reativas de oxigênio (EROs), o que leva a danos no DNA e cavitação celular19. Esse método recapitula o fotodano corneano induzido pela superexposição aos raios UV naturais (queimaduras solares), que também desencadeiam a formação de EROs, levando a danos no DNA20. Os pacientes que sofrem de queimadura solar da córnea experimentam grande dor, pois a deterioração das células epiteliais priva as extremidades das fibras corneanas de tudo.
Os três métodos aqui descritos são projetados para permitir a investigação do processo de patogênese NK e regeneração axonal. São facilmente reprodutíveis e precisos. Além disso, permitem rápida recuperação e fácil monitoramento dos animais.
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Protocol
Todos os experimentos foram aprovados pelo National Animal Experiment Board.
1. Preparações
- Preparar uma solução anestésica de ketamina-xilazina para anestesia. Injetar cetamina a 80 mg/kg e xilazina a 10 mg/kg diluindo 200 μL de cetamina (100 mg/mL) e 125 μL de xilazina (20 mg/mL) em 2.175 mL de NaCl 0,9% estéril.
- Preparar 0,02 mg/mL de solução de buprenorfina como solução analgésica adicionando 100 μL de buprenorfina a 0,3 mg/mL a 1.400 mL de NaCl 0,9% estéril.
- Prepare a solução de coloração fluorescente.
- Use uma balança fina para pesar 10 mg de sal fluoresceína e dilua-o em 10 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) para obter uma solução de fluoresceína a 0,1%.
- Proteja a solução da luz e agite-a durante 5 minutos. Use uma seringa de 10 mL e um filtro de seringa de 0,2 μm para filtrar a solução.
NOTA: A solução fluorescente tem de ser protegida da luz e pode ser armazenada a +4 °C durante 5 dias.
- Preparação do rato
- Pesar o camundongo e induzir a anestesia realizando uma injeção intraperitoneal de 10 μL/g de peso do camundongo (MW) da solução anestésica. Quando o rato parar de se mover, coloque-o numa placa aquecida (37 °C) e verifique se está completamente anestesiado apertando os dedos dos pés.
- Aplique uma gota de lágrima artificial no olho submetido à cirurgia e uma gota de gel ocular no olho contralateral.
- Uma vez que o camundongo não responde ao pinçamento, injetar a analgesia (0,02 mg/mL de buprenorfina) a 5 μL/g de MW para fornecer 0,1 mg/kg de buprenorfina por via subcutânea no pescoço.
2. Abrasão da córnea
- Siga o passo 1.3 para preparar a solução de coloração fluorescente.
- Siga a etapa 1.4 para preparar o mouse.
- Antes de fazer a abrasão, mergulhe a broca ocular em EtOH 70% e depois em PBS para limpá-la.
- Coloque o mouse sobre uma placa aquecida (37 °C) na lateral para acessar facilmente o olho submetido à cirurgia.
- Use um cotonete para absorver a lágrima artificial e escove os cílios sem tocar no olho.
- Ligue a rebarba ocular, abra a pálpebra do rato com dois dedos e, simultaneamente, bloqueie as vibrissas para evitar que fiquem presas na rebarba.
- Localize a pupila ou o centro do olho e aplique a broca ocular na superfície do olho, e faça movimentos circulares. Observando de perto, a superfície do epitélio removido pode ser observada. Caso contrário, faça aproximadamente 20 movimentos circulares na córnea.
- Coloque o rato de volta na barriga e verifique se o gel ocular ainda está presente no olho contralateral.
- Aplique uma gota de solução corante fluorescente sobre o olho abrasado e aguarde 20 s. Absorva a gota com um tecido sem tocar no olho e enxágue-o com uma gota de lágrima artificial. Absorva a gota da lágrima artificial com um tecido e ilumine o olho com a lâmpada de cobalto azul.
NOTA: A abrasão tem que ter uma forma circular. Requer algum treinamento para obtê-lo. - Aplique uma gota de gel ocular no olho abrasado e deixe o mouse acordar na almofada aquecida. Quando o rato estiver se movendo por conta própria, coloque-o de volta em sua gaiola.
- Verifique o bem-estar do animal durante os 2 dias seguintes.
- Após o uso da broca ocular, utilizar um tecido mole para remover as células epiteliais presas na cabeça da broca e mergulhá-la em EtOH a 70% e, em seguida, PBS.
NOTA: Uma vez que as células epiteliais são removidas com o tecido mole, certifique-se de que nenhum pedaço de tecido está preso na cabeça da rebarba.
3. Axotomia dos nervos corneanos
- Siga a etapa 1.4 para preparar o mouse.
- Coloque o rato sob uma lupa binocular na lateral para acessar o olho submetido à cirurgia. Coloque o fundo de uma placa de Petri sob a cabeça do mouse para que o olho fique horizontal.
OBS: Os seguintes passos serão realizados através da observação através da lupa binocular. - Retire a lágrima artificial com um cotonete e remova os cílios sem tocar no olho.
- Coloque um alicate curvo liso sob o olho do animal para tirá-lo da órbita. Certifique-se de fechar o alicate o suficiente para que o olho não possa voltar à órbita uma vez que a pressão é aplicada, mas não excessivamente para evitar danos ao nervo óptico.
- Aplicar o punch de biópsia de 2,5 mm verticalmente no olho sem pressão para garantir o contato total do punch com a superfície da córnea.
NOTA: Uma vez que o punch é aplicado contra a córnea, a mão do experimentador pode interferir no campo de visão. - Em seguida, comece a aplicar pressão e torça o soco várias vezes.
NOTA: Dependendo da pressão, o número de torções pode variar, mas geralmente é em torno de 5. Requer treinamento para sentir a pressão e o movimento certos. Se for aplicada muita pressão, o olho se rompe. Neste caso, pode-se observar líquido saindo da lesão e o olho amolecer. O animal tem que ser sacrificado. - Remova o punch da biópsia. Um círculo deve ser visível na córnea onde o punch da biópsia foi aplicado.
NOTA: Os próximos passos não requerem a lupa binocular. - Verifique se o olho contralateral ainda possui gel ocular e aplique um pouco no olho axotomizado.
- Deixe o rato acordar numa almofada aquecida (37 °C) e coloque-o de volta na sua gaiola quando estiver a mover-se sozinho.
- Verifique o bem-estar do animal durante os 2 dias seguintes.
4. Processamento de montagem completa da córnea
- Coleta e fixação de amostras.
- Pesar o camundongo e induzir a anestesia realizando uma injeção intraperitoneal de 10 μL/g de peso do camundongo (MW) da solução anestésica.
- Quando o rato para de se mover e não tem reflexos por pinça dos dedos, realize uma luxação cervical.
- Coloque o olho para fora da órbita usando dois dedos e enuclee o olho cortando o nervo óptico usando uma tesoura curva.
- Coloque o olho em um tubo plástico de 2 mL contendo PBS.
- Fixe o olho substituindo o PBS por paraformaldeído a 4% e colocando-o em um agitador (30 rpm) à temperatura ambiente (TR) por 20 min.
- Enxaguar 3 vezes por 10 min com PBS no RT em um agitador (30 rpm).
- Dissecção da córnea
- Coloque uma gota de PBS em um pedaço de parafilme dentro de uma placa de Petri.
- Coloque o olho nesta gota de PBS.
- Coloque a placa de Petri sob a lupa binocular.
- Dissecar a córnea com tesoura de microdissecção e pinça. Corte acima do corpo ciliar para manter o limbo.
- Retire o cristalino, o corpo ciliar e a íris com pinças finas.
- Coloque a córnea de volta em um tubo plástico de 2 mL.
- Protocolo de imunofluorescência
- Incubar a córnea em 2 mL de gelatina de pele de peixe a 2,5%, soro de cabra a 5% e detergente a 0,5% em PBS por 1 h à RT em um agitador (30 rpm).
- Incubar a córnea em 150 μL de uma solução de gelatina de pele de peixe a 2,5%, soro de cabra a 5% e detergente a 0,1% em PBS contendo o anticorpo primário diluído a 1/1000 (anticorpo antitubulina βIII) durante a noite a 4 °C num agitador (30 rpm).
- Enxaguar 3 vezes por 1 h com detergente 0,1% em PBS no RT em um agitador (30 rpm).
- Incubar a córnea na mesma solução da etapa 4.3.2, contendo o anticorpo secundário diluído a 1/500 durante a noite a 4 °C num agitador (30 rpm).
- Enxaguar 3 vezes por 1 h com PBS no RT em um agitador (30 rpm).
- Incubar a córnea por 10 min com 150 μL de intercalador de DNA diluído a 1/5000 em RT em um agitador (30 rpm).
- Enxágue 2 vezes por 5 min com PBS.
- Montagem da córnea
- Coloque a córnea em uma lâmina, epitélio voltado para a lâmina, e use um bisturi para criar quatro seções sem atingir o centro.
Observação : fazer as seções opostas entre si para formar uma forma de flor. - Coloque o endotélio da córnea voltado para a lâmina e remova o PBS ao redor da córnea usando um tecido.
NOTA: Não remova o PBS sob a córnea; caso contrário, bolhas de ar podem aparecer. Em caso afirmativo, adicione PBS à córnea e remova a bolha de ar. Em seguida, reinicie a partir da etapa 4.3.2. - Adicione a pasta de modelo nos quatro cantos de uma tampa retangular.
NOTA: A pasta modelo eleva a lamínula, pois a córnea é um tecido espesso. - Solte 50 μL de um meio de montagem sobre a córnea e coloque cuidadosamente a lamínula acima para evitar a formação de bolhas.
- Sele a tampa com esmalte.
- Coloque a córnea em uma lâmina, epitélio voltado para a lâmina, e use um bisturi para criar quatro seções sem atingir o centro.
- Imagiologia
- Coloque a lâmina sob um microscópio epifluorescente.
- Defina o tamanho do mosaico e a profundidade da imagem e inicie a aquisição.
- Aplique um programa de desfoque e deconvolução na imagem adquirida.
NOTA: A etapa 4.6.3 é uma opção selecionada no software de aquisição (Large Volume Computational Clearing [LVCC])
5. Ablação localizada a laser de nervos corneanos
- Ligue o microscópio multifóton vertical e o laser combinado com um oscilador paramétrico óptico. Ativar o estágio aquecido do microscópio (37 °C) e ajustar os lasers em 850 nm e 1100 nm, correspondendo aos comprimentos de onda necessários para o modelo de camundongo.
- Use um medidor de potência para ajustar a potência dos lasers simultaneamente em cerca de 20 mW.
- Siga o passo 1.4 para preparar o rato e aplicar gel ocular em ambos os olhos.
NOTA: O animal utilizado para este protocolo deve ser de uma linhagem transgênica de camundongos (camundongo transgênico MAGIC-Marker21) que expresse um fluoróforo endógeno nas fibras nervosas da córnea. - Instale o animal em um suporte de cabeça. Gire o animal 90° para o olho de interesse ficar de frente para o teto.
- Prenda as vibrissas do animal para limpar a área dos olhos. Amarre o corpo do animal para diminuir o movimento da cabeça induzido pela respiração.
- Posicione uma lamínula circular no olho acima do gel ocular. A tampa tem que ser horizontal. Não hesite em mover a cabeça do animal para que a tampa seja posicionada corretamente.
- Adicione uma gota de PBS acima da tampa. Coloque o animal no palco do microscópio cuidadosamente e ajuste a torre objetiva na distância certa.
- Use a objetiva aquosa de 20x e a epifluorescência para localizar o olho e a inervação através da ocular.
- Ative os lasers e defina a profundidade que precisa ser iluminada.
- Adquira imagens de 1024 x 1024 (pixels) a uma velocidade de aquisição de 70%-85% da velocidade máxima de varredura.
- Uma vez adquirida a imagem, retire o animal do microscópio e retire a lamínula e as alças. Retire o animal do suporte da cabeça, adicione mais gel ocular, se necessário, e deixe-o acordar em uma gaiola em uma placa aquecida.
NOTA: A destruição da inervação pode ser observada 1 semana após a aquisição de imagens. Este protocolo pode ser repetido uma vez por semana durante várias semanas para aumentar os danos causados pelos lasers. - Quando o animal estiver se movendo por conta própria, coloque a gaiola de volta no estábulo e verifique seu bem-estar pelos 2 dias seguintes.
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Representative Results
Este estudo propõe vários protocolos para causar danos à inervação corneana em camundongos. Embora protocolos semelhantes tenham sido utilizados para investigar a fisiopatologia da cicatrização do epitélio, optamos por adaptar e desenvolver novos métodos de investigação da regeneração da inervação corneana. Para a observação da inervação, foram utilizadas duas técnicas. Primeiro, empregamos uma técnica de imunofluorescência para corar as fibras nervosas usando um anticorpo pan-neuronal (tubulina BIII) e os núcleos com um intercalador. Em segundo lugar, aproveitamos uma linhagem transgênica de camundongos expressando proteínas fluorescentes nas fibras nervosas. As córneas foram obtidas em microscópio de epifluorescência.
O primeiro método utilizou uma broca oftálmica com um removedor de anel de ferrugem de 0,5 mm para remover a camada epitelial corneana (Figura 1A). Este estudo enfoca os danos causados à inervação localizada no interior do epitélio como forma de compreender os componentes celulares e moleculares envolvidos na sua regeneração. Antes da cirurgia, o epitélio basal estava íntegro. As fibras nervosas do plexo subbasal formavam um padrão típico denominado vórtice (Figura 1B). A ponta da broca utilizada nessa técnica removeu apenas a primeira camada da córnea, mas preservou tanto o estroma, onde se localizam grandes feixes de fibras, quanto o endotélio. A parte do epitélio removida pela broca era facilmente visível, pois havia nítida ruptura do epitélio basal e do plexo subbasal (Figura 1B). Os núcleos dos queratócitos podem ser facilmente identificados, pois estão esparsamente dispostos ao longo do estroma. Em relação à inervação, a borda também era clara, com ruptura do plexo subbasal permitindo a visualização dos grandes feixes de fibras no interior do estroma. Enquanto leva cerca de 3 dias para o epitélio cicatrizar, a regeneração da inervação leva mais de 4 semanas após uma abrasão. A Figura 1 ilustra a regeneração do epitélio 1 semana após a cirurgia, na qual o epitélio basal é liso. No entanto, o vórtice está ausente do centro da córnea, uma vez que a inervação ainda não retornou a esse ponto.
O segundo método consiste em seccionar os nervos na periferia da córnea com um punch de biópsia de 2,5 mm de diâmetro, em vez de escová-los com a broca (Figura 2A). Este método não perturba o epitélio tanto quanto a abrasão. Após a cirurgia, observa-se um fino anel periférico no ponto em que foi aplicado o punch da biópsia, lesando o epitélio basal (Figura 2B). No entanto, os nervos da periferia foram seccionados, desencadeando a degeneração walleriana dos axônios. Esse tipo de degeneração consiste no decaimento dos nervos da terminação terminal dos neurônios em direção ao corpo celular e, neste caso, em direção à secção induzida pelo punch da biópsia. Dependendo da profundidade da axotomia, os danos podem ser graves. Aqui vemos que ocorreu uma degeneração intensa, levando a uma perda total da inervação no centro da córnea no epitélio (Figura 2B). Como a inervação é essencial para a manutenção da homeostase do epitélio, inicia-se a desintegração da camada epitelial, criando uma úlcera (Figura 2B). A formação de úlcera só aconteceu em córneas muito danificadas.
A última técnica consiste em queimar localmente in vivo os nervos corneanos de camundongos transgênicos anestesiados com microscópio multifóton (Figura 3A). A primeira imagem é adquirida no local onde será feita a queima. Este estudo utilizou um camundongo transgênico cuja inervação expressa proteínas fluorescentes. A imagem foi adquirida no centro da córnea, onde se localiza o vórtice (Figura 3B), desde o topo do epitélio até o estroma médio. O vórtice não é mais visível 1 semana após a primeira aquisição da imagem. Em vez disso, um grupo de células imunes migrou para o local de iluminação, onde podemos identificar o feixe de fibras no estroma, que se afinaram após a primeira aquisição (Figura 3B).
Figura 1: Rebarba ocular e exemplo de inervação corneana após abrasão. (A) Uma broca oftalmológica com um removedor de anel de ferrugem de 0,5 mm foi usada para fazer a abrasão. (B) Exemplos de córneas dissecadas e imunomarcadas. Imagens pré-abrasão ilustram o epitélio basal liso e o vórtice (cabeça de seta branca) no centro. As imagens pós-abrasão mostram uma delimitação clara do plexo subbasal, que foi removido (cabeças de setas vermelhas). Imagens obtidas com 1 semana pós-abrasão (1WPAbr) mostram onde as fibras estão se regenerando (ponta de seta laranja). A inervação é corada com anticorpo anti-BIII tubulina (verde). Os núcleos são corados com um intercalador de DNA (roxo). As imagens foram adquiridas em microscópio de epifluorescência. Barras de escala = 500 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Punch de biópsia e exemplo de inervação corneana após axotomia. (A) Um punch de biópsia estéril de 2,5 mm de diâmetro é aplicado ao olho para induzir uma axotomia. (B) Exemplos de córneas dissecadas e imunomarcadas. Imagens pré-axotomia ilustram a presença do vórtice no centro da córnea (cabeça de seta branca). Imagens pós-axotomia mostram o anel (pontas de setas vermelhas) criado pelo soco no epitélio. Imagens adquiridas com 2 semanas pós-axotomia (2WPAx) ilustram a formação da úlcera (cabeça de seta laranja). A inervação é corada com tubulina BIII (verde). Os núcleos são corados com um intercalador (roxo). As imagens foram adquiridas em microscópio de epifluorescência. Barras de escala = 500 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Configuração para cauterização do nervo corneano por lasers e um exemplo (A) O camundongo transgênico MAGIC-Marker21 anestesiado é mantido pelo porta-cabeça, e seu olho está voltado para a objetiva de 20x do bifóton. O corpo do rato é amarrado para evitar o movimento respiratório durante a aquisição. (B) Visão tridimensional (3D) da primeira aquisição do vórtice usando os comprimentos de onda 850 nm e 1100 nm simultaneamente antes do fotodano e 1 semana após o fotodano (1WPPhDa) no mesmo local do vórtice. Os lasers induziram a migração de células imunes (cabeça de seta) onde o vórtice costumava estar localizado. Barras de escala = 80 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Técnica | Estrutura impactada | Grau de impacto (+/-) | Tipo de estudo | Período de cicatrização |
| Abrasão | Epitélio | ++ | Regeneração do epitélio e da inervação | Epitélio <1 semana Inervação >2 meses |
| Inervação | ++ | |||
| Axotomia | Epitélio | +/- | Regeneração de inervação Ceratite neurotrófica | Inervação >2 meses NK >2 semanas |
| Estroma | +/- | |||
| Inervação | ++ | |||
| Cauterização do nervo | Epitélio | + (local) | Regeneração da inervação local Ceratite neurotrófica | Dependendo da frequência de cauterização |
| Estroma | ||||
| Inervação |
Tabela 1: Comparação das três estratégias propostas.
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Discussion
A ceratite neurotrófica é considerada uma doença rara, afetando 5 em cada 10.000 indivíduos. No entanto, pessoas que sofrem de NK devido a uma lesão física, como queimaduras químicas, ou síndromes, como diabetes ou esclerose múltipla, não são incluídas nessasestatísticas3. Além disso, essa condição permanece significativamente subdiagnosticada22, e a prevalência da doença é subestimada. Há uma forte necessidade de novos tratamentos e terapias que promovam a regeneração axonal como forma de preservar a visão dos pacientes. Atualmente, o único tratamento disponível oferecido aos pacientes que sofrem nos estágios iniciais da NK é a aplicação de colírios farmacológicos 23,24,25 que auxiliam na regeneração do nervo corneano. Estes, no entanto, são eficazes apenas até certo ponto. Em casos de alteração mais grave da córnea, como úlceras, transplante de membrana amniótica ou ceratoplastia 3,4 oferecem uma solução temporária para fechar a ferida e evitar infecção. No entanto, esses enxertos devem ser substituídos após um tempo limitado, com o risco de rejeição aumentando a cada procedimento adicional.
Este relato apresenta vários modelos recapitulando diferentes formas de NK comumente encontradas na clínica (Tabela 1). Estes podem ser usados para aprofundar nosso conhecimento sobre a inervação corneana e investigar alternativas aos tratamentos atuais. O modelo de abrasão pode ser associado à cirurgia de PRK, uma vez que recapitula o lento recrescimento da inervação, que ocorre após a cicatrização do epitélio abrasado. Para sua vantagem, esta técnica pode ser ensinada e reproduzida com relativa facilidade quando a pressão correta com a broca oftálmica é aplicada, e uma área abrasada regular é criada. Além disso, esta técnica pode ser adaptada às necessidades específicas de cada paciente ou para atender ao interesse do usuário, escolhendo o tamanho da área abrasada.
A axotomia assemelha-se à ceratoplastia lamelar realizada por pacientes portadores de NK em estágio tardio26. Permite investigar a degeneração das fibras (degeneração walleriana) e a recolonização dos axônios na córnea central. Embora o material necessário para a realização da cirurgia seja relativamente simples, o profissional deve ser treinado na técnica adequada, notadamente a correta aplicação de pressão e o número correto de voltas com o punch da biópsia. No contexto de uma ceratoplastia, a profundidade da incisão é determinada com precisão através do uso de um dispositivo de trefina e tomografia de coerência óptica intraoperatória, cujas técnicas não são adaptáveis aos modelos murinos17. Outra dessemelhança da ceratoplastia é a ausência de transplante de doador na técnica aqui descrita, pois realizamos apenas a incisão da córnea. Esse modelo é de interesse devido à presença de um epitélio saudável, no qual a inervação deve voltar a crescer. Isso o diferencia do modelo de abrasão, onde o epitélio é removido com a inervação.
A técnica de cauterização nervosa, utilizando microscópio multifóton, mimetiza o dano causado pela queimadura solar, mas o faz em uma área localizada da córnea, desencadeando danos ao DNA e formação de ERO19,20. Com esse método, é possível estudar a regeneração das fibras de diferentes locais da córnea e até repetir várias vezes a cauterização na mesma área, permitindo avaliar o impacto no crescimento axônio e na migração de células imunes.
Estes três protocolos oferecem a possibilidade de estudar os aspectos fundamentais do recrescimento axonal, investigando os mecanismos regenerativos, bem como as interações entre os diferentes tipos celulares presentes na córnea e na inervação. Esses métodos também oferecem um meio de promover a regeneração axonal por meio da aplicação de novas moléculasfarmacológicas24 ou terapia gênica27.
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Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.
Acknowledgments
Os autores agradecem à Dra. Karine Loulier pelo acesso à linhagem de camundongos transgênicos MAGIC-Markers. Os autores também agradecem à instalação do núcleo animal RAM-Neuro e à instalação de imagem MRI, um membro da infraestrutura nacional France-BioImaging apoiada pela Agência Nacional de Pesquisa Francesa (ANR-10-INBS-04, "Investimentos para o futuro"). Esta pesquisa foi apoiada pelo programa ATIP-Avenir, Inserm, Région Occitanie, Universidade de Montpellier, Agência Nacional de Pesquisa da França (ANR-21-CE17-0061), Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) e Groupama Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.2 µm seringe filter | CLEARLINE | 51733 | |
| 0.5 mm rust ring remover | Alger Equipment Company | BU-5S | |
| 2 mL plastic tubes | Eppendrof | 30120094 | |
| Algerbrush burr, Complete instrument | Alger Equipment Company | BR2-5 | |
| Anti-beta III Tubulin antibody | Abcam | ab18207 | |
| Antigenfix | Diapath | P0016 | |
| Artificial tear | Larmes artificielles Martinet | N/A | |
| Buprecare | Animalcare | N/A | |
| Cotton swab | Any provider | N/A | |
| Dissecting tools | Fine Science Tools | N/A | |
| Fluorescein | Merck | 103887 | |
| Gelatin from cold water fish skin | Sigma | G7765 | |
| Goat serum | Merck | S26 | |
| Head Holder | Narishige | SGM 4 | |
| Heated plate | BIOSEB LAB instruments | BIO-HE002 | |
| Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
| Imalgene 1000 | BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992 |
| LAS X software | Leica | N/A | Large volume computational clearing (LVCC) process |
| Laser Chameleon Ultra II | Coherent | N/A | |
| Laser power meter | Coherent | N/A | |
| Leica Thunder Imager Tissue microscope | Leica | N/A | |
| Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope | Zeiss | N/A | |
| Ocry-gel | TVM lab | N/A | |
| Parametric oscillator | Coherent | N/A | |
| Penlights with blue cobalt filtercap | Bernell | ALPEN | |
| Petri dish | Thermo Scientific | 150318 | Axotomy protocol |
| Petridish | Thermo Scientific | 150288 | Cornea whole-mount processing |
| Rompun 2% | Elanco | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980 |
| Sterile biopsy punch 2.5 mm | LCH medical | LCH-PUK-25 | |
| Triton X-100 | VWR | 0694 | |
| Vectashield | EuroBioSciences | H-1000 | Mounting medium |
References
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