Summary
La pince hyperinsulinémique-euglycémique est le «gold standard» pour l'évaluation de l'action d'insuline. L'insuline est perfusée à un taux constant stimulant l'absorption du glucose. La quantité de glucose exogène infusé pour contrer cette baisse est révélatrice de sensibilité à l'insuline. Voici la procédure est effectuée sur une conscience, rat effrénée.
Abstract
Diabète de type 2 (DT2) est l'augmentation rapide de la prévalence. Caractérisés par une production d'insuline insuffisante ou l'impossibilité d'utiliser l'insuline produite, les résultats DT2 chez des niveaux élevés de glucose dans le sang. Le «étalon-or» dans l'évaluation de sensibilité à l'insuline est une pince hyperinsulinémique euglycémique ou pince-insuline. Dans cette procédure, l'insuline est perfusée à un taux constant résultant en une baisse de la glycémie. Afin de maintenir la glycémie à un niveau constant, le glucose exogène (D50) est injecté dans la circulation veineuse. La quantité de glucose perfusée pour maintenir une homéostasie est révélateur de sensibilité à l'insuline. Ici, nous montrons la procédure de serrage de base dans la chronique cathétérisés, débridée, le rat conscient. Ce modèle permet au sang d'être recueillies avec un minimum de stress pour l'animal. Après l'induction de l'anesthésie, une incision médiane est faite et les artère carotide commune gauche et droite veine jugulaire sont cathétérisés. Cathéters insérés sont rincés avec du sérum physiologique hépariné, puis extériorisé et sécurisé. Les animaux sont autorisés à récupérer pendant 4-5 jours avant les expériences, avec un gain de poids contrôlée quotidiennement. Seuls les animaux qui regagner du poids à la pré-chirurgie niveaux sont utilisés pour des expériences. Le jour de l'expérience, les rats sont mis à jeun et connectés à des pompes contenant de l'insuline et D50. Glycémie de base est évaluée à partir de la ligne artérielle et a utilisé un indice de référence tout au long de l'expérience (euglycémie). Suite à cela, l'insuline est perfusée à un taux constant dans la circulation veineuse. Pour correspondre à la baisse de la glycémie, D50 est perfusé. Si le taux de perfusion D50 est supérieur au taux d'absorption, une augmentation de la glycémie va se produire. De même, si le taux est insuffisant pour correspondre à l'ensemble du corps l'absorption du glucose, une baisse se produira. Titrage de glucose se poursuit jusqu'au lectures de glucose stables sont atteints. Les niveaux de glucose et des taux de perfusion de glucose au cours de cette période de stabilité sont enregistrés et signalés. Les résultats fournissent un indice de sensibilité d'insuline du corps tout entier. La technique peut être affiné pour répondre aux exigences spécifiques d'expérimentation. Il est en outre renforcée par l'utilisation de traceurs radioactifs qui peuvent déterminer stimulée par l'insuline des tissus spécifiques captation du glucose ainsi que l'ensemble du glucose du corps.
Protocol
A: cathétérisme chirurgicale de circulation artérielle et veineuse
Partie 1: Préparation du cathéter artériel et veineux
- Coupez 15 cm de PE-50 (diamètre intérieur de 0,58 mm (0,023 ") x diamètre extérieur de 0,965 mm (0,038"). Coupez une section de tube en silastic 1mm (0,76 mm (0,030 ") de diamètre interne x 1.65mm (0,065 ") de diamètre extérieur) pour l'utiliser comme retenue de billes. Les billes de retenue empêche le rat de se retirer le cathéter une fois qu'il est en place.
- Insérez le bout des micro-pinces à disséquer dans la lumière de la bille de retenue et de douceur tenir le bout de la pince à part pour étirer l'ouverture plus large. En utilisant une autre paire de micro pinces à disséquer, faites glisser le tube de silastic dans la lumière de l'interdiction de perles. Fixez avec de la colle adhésif fort (Loctite Super Glue). La perle doit être à plat autour du cathéter. Laisser un cathéter à sécher (24h).
- Pour un rat de 300 grammes, la ligne de l'artère est ~ 2.7cm de la bille de retenue alors que la ligne jugulaire est ~ 3.2cm. Longueurs cathéter de la retenue sont ajustés par 0.5cm pour chaque augmentation de 100g de poids corporel. Ne pas biseau les bords du cathéter que cette ponction peut le navire pendant l'insertion.
- Immédiatement avant la chirurgie, remplissez les lignes avec une solution saline héparinée (10U/ml), joint les deux extrémités d'une fiche tubes en acier inoxydable et le placer dans l'éthanol (70%) pour stériliser. Sécher à l'air avant l'insertion.
Partie 2: Préparation chirurgicale
- Des procédures ont été approuvées par l'Université de Calgary et de protection des animaux Utiliser Comité et se conformer aux directives canadienne sur l'Association pour la science des animaux d'expérimentation. Les procédures décrites ci-dessous ont été réalisées sur des adultes mâles Sprague-Dawley (~ 300g). Toutes les procédures sont effectuées sous l'isoflurane, mais il est possible d'utiliser des anesthésiques injectables. Toutes les interventions chirurgicales sont effectuées assurant des techniques aseptiques. Matériel chirurgical, des béchers et des salines hépariné sont autoclave stérilisée. Les gants chirurgicaux, des seringues et des applicateurs coton-tige sont achetés stérilisée par le fournisseur.
- Peser le rat et enregistrer le résultat. Le poids sera important dans le suivi post-opératoire des animaux. Seuls les animaux qui regagner du poids à la pré-opératoire les niveaux devraient être utilisés pour l'expérimentation. Anesthetize rat (3% d'isoflurane) dans une boîte d'anesthésie. Gardez le rat à ~ 2% d'isoflurane pendant une intervention chirurgicale en utilisant un cône de nez. La chirurgie doit être réalisée dans une zone désinfectée qui favorise l'asepsie.
- Préparer l'animal par l'élimination des poils du site opératoire (cou et les omoplates). Une tondeuse à cheveux ou de petits dépilatoires chimiques peuvent être utilisés. Effectuez cette procédure dans une zone séparée de l'endroit où la chirurgie doit être réalisée.
- Sécurisé des animaux à la table de chirurgie. Assurez-animal est complètement anesthésié par la vérification de la présence de pieds / yeux réflexes. Préparer les sites chirurgicaux avec un désinfectant de la peau approprié (éthanol à 70% suivie par Betadine scrub suivie par 70% d'éthanol).
Partie 3: Chirurgie
- Faites de petits verticaux 1cm incision médiane supérieure du sternum (Pick up peau longitudinalement le long de l'axe médian avec une pince et couper avec ciseaux ou un scalpel).
- Blunt décortiquer l'aide de micro pince à disséquer pour exposer le muscle sterno-gauche. Refléter ce muscle pour exposer environ 1 cm de l'artère carotide gauche. Utiliser la micro pince à disséquer dans l'artère carotide de tenir l'artère en place. Doucement taquinent hors tissu conjonctif de l'artère carotide. Il est important d'isoler le nerf vague de l'artère sans endommager ni l'artère ou du nerf. Isoler l'artère, puis ligaturer la fin céphalique avec une suture de soie 4-0 (cela va être utilisée pour manipuler l'artère carotide pendant la chirurgie). Note: les sutures 4-0 doivent être stérilisés avec de l'éthanol à 70% avant l'utilisation.
- Fixer le navire avec dentelées, micro dissection forceps. Piquer la fin ligaturé avec un calibre 21 VENOJECT multi-échantillon adaptateur Luer. Retirez le bouchon de tube en acier inoxydable et insérer délicatement un cathéter à l'aide d'un introducteur de cathéter stérile pour l'admettre dans l'artère. Assurer le cathéter est sécurisé avec une pince, partiellement communiqué micro pince à disséquer de serrage de l'artère et de continuer d'insérer le cathéter à la bille. À ce stade, l'extrémité du cathéter doit être dans l'arche aortique. Prenez soin de ne pas libérer un cathéter, la pression de la cuve sera elle forcer à partir.
- Attachez solidement deux points de suture 4-0 ci-dessous et un talon haut et confirmer que le cathéter de l'échantillon. Rincer la ligne avec une solution saline héparinée 10U/ml. Re-branchez l'extrémité externe du cathéter avec un bouchon tubes en acier inoxydable.
- En utilisant la même incision, émoussé disséquer pour exposer droit veine jugulaire externe. Isoler soigneusement et ligaturer la fin céphalique avec une suture de soie. Piquer la veine avec un calibre 21 VENOJECT multi-échantillon adaptateur Luer. Retirez le bouchon de tube en acier inoxydable et d'insérer un cathéter avec des stériles cintroducteur atheter aux deux perles et une cravate sutures en dessous du talon. Attachez un tiers au-dessus de suture de perles et de confirmer qu'elle échantillons. Rincer avec la ligne veineuse 10U/mL hépariné saline. Re-branchez l'autre extrémité du cathéter externe avec un bouchon métallique tube inox.
- Tunnel de calibre 14 aiguille émoussée sous la peau et faire une incision dans le dos entre les omoplates. Enfiler le cathéter dans l'aiguille pour les extérioriser à l'arrière du rat. Environ 4cm de la ligne est visible. Coupez 0.5cm du Tygon S-50-HL tubes médicaux, placez-le autour des deux cathéters extériorisés et sécurisé avec une bande tel que requis (bleu pour veine, rouge pour l'artère). Retester cathéters pour assurer la perméabilité, rincer et remplir avec 150U/ml hépariné saline pour éviter la coagulation.
- Fermez toutes les incisions avec suture de soie 3-0. Placez rats exposés, en pré-chauffé, cage propre avec de la nourriture dans le fond de la cage.
B: Soins post-opératoires
Partie 1: Immédiate soins postopératoires et de surveillance
- Une fois que le rat retrouve pleinement la capacité de soins ambulatoires et de la vigilance retourner le rat pour le logement des animaux.
- Autoriser le rat pour récupérer pendant 3-5 jours.
- Moniteur quotidienne de l'infection, la douleur et les changements de poids. L'infection peut être préoccupante si la sortie de sites d'incision, de la léthargie générale et / ou la douleur est observée. La douleur est indiqué par une posture voûtée, fourrure sur le dos hérissé et l'absence de comportement ambulatoire et / ou de manger. Une perte de poids peut être ressenties immédiatement après la chirurgie jusqu'à trois jours après la chirurgie, cependant, le poids devrait se stabiliser et / ou d'augmenter à 10% du poids pré-chirurgicale dans les 5 jours. Grave perte de poids peut indiquer une infection, d'AVC et / ou la douleur.
- Retester cathéters quotidiennement pour assurer la perméabilité.
Partie 2: Maintenir la perméabilité des cathéters
- Chaque jour pendant la récupération post-opératoire, remplissez 1ml Seringues Astuce Slip avec une solution saline héparinée 150U/ml et bouchon avec une aiguille de calibre 22 émoussé. L'aiguille émoussée est inséré dans 20cm de tube PE-50 avec 23 tubes d'acier de jauge inox coupleur à l'autre bout.
- Retirer les bulles d'air en plaçant l'extrémité avec le coupleur tube supérieur au reste de la seringue 1ml et pousser les bulles hors de la ligne.
- Clamp de la ligne artérielle externalisés chez le rat avec des pinces hémostatiques juste en dessous de la fiche.
- Enlevez le bouchon du cathéter en acier en utilisant la seconde paire de pinces hémostatiques.
- Insérez le coupleur tube relié à la seringue dans la ligne artérielle et la libération des produits hémostatiques occlusion du cathéter artériel externalisés.
- Aspirer le sang artériel du cathéter dans la seringue. Si le cathéter ne tire pas facile, il peut être nécessaire de pousser très doucement dans une petite quantité de solution de rinçage par le cathéter afin de déloger la pointe du cathéter au cas où elle est calée contre la paroi du vaisseau. Le cathéter a été complètement effacé quand le sang atteint la seringue.
- Clamp la fin tube PE-50 à la seringue 1ml et de disposer de la seringue. Remplacer avec une nouvelle seringue remplie de fraîcheur saline héparinée 150U/ml. Desserrer le tube et la tenue de la nouvelle seringue verticale, faites glisser la nouvelle seringue avec un doigt pour déloger les bulles d'air possible, de nouveaux haut et loin de la ligne. Remarque: Les soins doivent être assurés que les bulles d'air peuvent provoquer un AVC.
- Injecter la solution saline 150U/ml heparinzed jusqu'à la ligne de sonde est clair et exempt de sang.
- Clamp de la ligne artérielle externalisés chez le rat avec des pinces hémostatiques juste en dessous du raccord de tubes. Retirez le connecteur de la ligne de seringue cathéter artériel et le remplacer par le bouchon de tube en acier inoxydable.
- Relâchez le hémostatiques occlusion du cathéter artériel externalisés.
- Répétez l'opération pour la ligne veineuse. Cependant, en raison de l'échantillonnage à basse pression veineuse est souvent impossible. Si la solution saline 150U/ml heparinzed peut être perfusé avec une résistance minimale, il est probable que le cathéter est bien positionnée dans la veine.
C: hyperinsulinémique euglycémique-Clamp
Partie 1: Clamp Set-up et de préparation
- Peser le rat et noter le poids. Ce sera nécessaire pour déterminer le taux de perfusion d'insuline et de glucose. Rapide le rat pendant au moins 5h avant l'expérimentation. Cela garantit que l'animal est dans un état post-prandiale et la contribution du glucose à partir de sources alimentaires est minimisé. Placez le rat dans un petit récipient / cage avec une literie qui limite les mouvements excessifs. L'animal doit être capable de tourner autour et toiletter librement.
- Mettre en place des lignes et des pompes à perfusion comme on le voit dans la figure 1. P50 longueurs de tube de connexion sont les suivants: seringue pour connecteur Y est de 8 cm, connecteur Y pour rat est de 15cm, ligne artérielle est 20cm, et la ligne veineuse est de 10cm de longueur. Retirer les bouchons en tube d'acier inoxydable et rincer les lignes jugulaires et artères pour assurer la perfusion et d'échantillonnage respectivement avec une solution saline héparinée 10U/ml.
- Déterminer l'insuline volume requis. Cela variera selon le niveau d'insuline et le poids des rats. Ici, 4mU/kg/min est administré à un taux de 2uL/min. Ceci est une forte dose physiologique. Lorsque c'est possible, des efforts devraient être faits pour limiter les volumes de perfusion. L'insuline doit être diluée de façon appropriée et être administré en présence de plasma. Une solution de 3% du plasma de rats dans une solution saline est utilisée pour diluer l'insuline dans ce laboratoire. L'insuline est HumulinR 100U/ml (Eli Lily), bien que d'autres l'insuline à action rapide peut être employée. Assurez-vous d'insuline diluée est bien mélangé avant de mettre dans une seringue de perfusion.
- Préparer dextrose à 50%. Cela peut être placé directement dans la seringue sur la pompe à perfusion. Mark pompe avec «glucose» pour éviter toute confusion future. N'oubliez pas de vérifier des volumes suffisants de l'insuline et de glucose pour l'étude. Pinces durent généralement ~ 2h. Dans le présent protocole, les seringues de 3 ml sont utilisés.
- Placez le glucose et des seringues à insuline sur Modèle Harvard Apparatus 11 Plus pompes à seringues. De glucose Advance à Y-Connector et une ligne avec une pince hémostatique. L'insuline Advance à l'animal, pince ligne avec hémostatique. Pince lignes et permettre de rats pour se détendre pendant 30min avant de commencer l'expérience. REMARQUE: les gardes pointe hémostatique sont suggérées afin d'éviter permanente sertissage des lignes.
- Préparer la centrifugeuse et EDTA tubes revêtus pour la collecte de plasma. Dans la présente étude, des échantillons de sang supplémentaires seront obtenus lorsque l'animal est serré.
Partie 2: Protocole expérimental
- Un échantillon d'insuline de base et l'échantillon hématocrite devrait être acquise. D'échantillonnage assure Hématocrite volume sanguin est maintenu tout au long de l'expérience. Généralement, les niveaux d'hématocrite ne doit pas tomber plus de 10% de la valeur initiale.
- Obtenir un échantillon de glucose de référence (le One Touch Ultra, LifeScan, Inc) et déterminer le niveau de glucose de sang entier à serrer. Ici, on pince au euglycémie, ou 5,0-5.5mm (Figure 2). Après chaque échantillon de sang, rincer ligne artérielle avec un petit volume de sérum physiologique hépariné 10U/ml pour empêcher la coagulation. REMARQUE: Assurez-vous qu'aucun des caillots ou des bulles d'air sont dans la ligne avant d'infuser. Ceux-ci peuvent donner à l'animal d'un coup.
- Démarrer la perfusion d'insuline. Prenez la glycémie à intervalles 5-10min, surveillance de la glycémie à chaque point de temps. Ajuster le débit de perfusion de glucose au besoin jusqu'à un état d'équilibre est atteint. Ce processus est généralement un processus d'essai et d'erreur et peut prendre 30 minutes à> 2h. Les niveaux de glucose nécessaire pour maintenir la glycémie dépendent du protocole expérimental, les espèces et les conditions actuelles (figure 2).
- Steady niveaux de glucose Etat sont trois lectures consécutives dans une fourchette définie. Ici, trois lectures au sein de ~ 1 mm est considéré comme serré (par exemple 4,8, 5,2, 5,6 mm). Une fois l'état d'équilibre, d'enregistrer le débit de perfusion de glucose nécessaire pour maintenir la glycémie pendant une période 30min. Pendant ce temps des échantillons de sang supplémentaires peuvent être obtenues. Au minimum, un échantillon de plasma secondes d'insuline et de l'échantillon hématocrite doivent être obtenues.
- Une fois de serrage est terminé, les animaux peuvent être utilisés pour d'autres tests ou euthanasiés et tissus prélevés pour analyse ultérieure. Selon l'animal, les lignes de sonde peut rester brevet pour 5-7 jours.
D: hyperinsulinémique-euglycémique Résultats Clamp (insuline)
Quand elle est réalisée correctement, la procédure de serrage évalue la sensibilité état stable d'insuline du rat. En présentant les données obtenues à partir de la pince, il est essentiel de documenter les niveaux de glucose et les taux de perfusion du glucose. Les niveaux de glucose stable sur un cours du temps d'un minimum de 30min (figure 3) sont révélatrices d'un état stable. Le glucose est considéré comme stable que si la glycémie est maintenue dans l'ensemble ~ 1mm. Taux de perfusion du glucose montrent les niveaux de glucose exogène nécessaire pour maintenir la glycémie. Lorsque c'est possible, ces chiffres doivent être montré comme un cours du temps plutôt que seule, la valeur moyenne (figure 4).
Autres mesures recommandées pour être signalés sont l'insuline plasmatique et l'hématocrite. La détermination des deux jeûne et serré des niveaux d'insuline confirment que l'insuline a été administré avec succès et permet de détecter des différences de niveaux entre les groupes de traitement (figure 5). Obtention des mesures d'hématocrite au départ et à l'issue de la pince d'insuline sont proposées (figure 6). Il s'agit d'assurer des taux d'hématocrite ne tombent pas plus de 5% lors de l'expérience et les altérations accompagnement dans le volume sanguin et le débit ne pas influencer l'élimination du glucose.
Figure 1. Experimental set-up. La figure 1 montre effrénée, le rat conscient pendant la procédure de serrage. Cathéters permettent des prélèvements sanguins et des perfusions sans manipulation de l'animal. Pompes à gauche contiennent de l'insuline et du glucose.
Figure 2. Attendus de données pendant la procédure de serrage. Pour obtenir un serrage au niveau de référence (euglycémie, 5mm), les niveaux de glucose exogène (D50) sont manipulés jusqu'à la ligne de base ou «pince» est atteint.
Figure 3. Résultats attendus glucose plasmatique de la procédure de serrage. Lorsque l'animal est «serré», la glycémie est relativement stable dans le temps et les groupes expérimentaux.
Figure 4. Représentant taux de perfusion du glucose de la procédure de serrage. La quantité de glucose exogène nécessaire pour maintenir l'euglycémie diffère. Ceci est illustré avec un contrôle (chow nourris) et riche en graisses nourris (résistant à l'insuline) des animaux. La haute graisse animale nourris nécessite moins de glucose perfusée pour maintenir la glycémie, surtout parce qu'il est insensible à l'insuline perfusée.
Figure 5. Insuline plasmatique Représentant du rat. L'insuline plasmatique pendant la pince insuline doit être plus élevé que le jeûne, l'insuline plasmatique de base. Cela garantit l'insuline a été bien administré à l'animal pendant le clamp insuline.
Figure 6. Rapports hématocrite. L'hématocrite de base et de l'hématocrite après l'expérience doit être obtenu et rapporté. Ceci garantit des taux d'hématocrite ne tombent pas plus de 5% des niveaux de référence résultant de l'échantillonnage de sang excessive artérielle.
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Discussion
Initialement développé pour enquêter sur sensibilité à l'insuline chez l'homme, la procédure de fixation a été adapté à d'autres espèces, y compris des rats de laboratoire et les souris. Étude des modèles animaux d'insulino-résistance fournit une aide significative dans la compréhension de la physiopathologie de la sensibilité à l'insuline et des pathologies associées ainsi que l'identification des interventions thérapeutiques qui ont une valeur clinique 1,2. Plusieurs méthodes pour évaluer la sensibilité d'insuline chez les animaux ont été utilisés 3. Ces techniques comprennent les variations des tests de tolérance au glucose (GTT) et des tests de tolérance à l'insuline (ITT) 4-6 ainsi que des indices de sensibilité à l'insuline / résistance dérivée du jeûne état d'équilibre 7-9. Toutefois, lorsque sensibilité à l'insuline est l'objectif principal d'expérimentation et de la faisabilité technique n'est pas de limiter la pince insuline reste la norme. Nous présentons ici la procédure de serrage les plus élémentaires dans le conscient, le rat effrénée. L'insuline est administrée à une vitesse constante, tandis que la variable exogène est le glucose perfusée pour maintenir une glycémie. L'accès à la circulation de l'animal est obtenu grâce à l'implantation de cathéters artériels et jugulaire. Comme le stress des animaux (manipulation) et le flux de glucose anesthésie modifier et sensibilité à l'insuline, un modèle qui minimise ces facteurs est favorisée et utilisés dans cette procédure.
La pince d'insuline est couramment utilisé dans le diabète, les investigations cardio-vasculaires et pharmaceutique. Modifications à la procédure comprennent l'ajout de traceurs isotopiques (radioactifs ou stables). Ce sont puissants en ce qu'ils permettent à l'enquêteur de déterminer comment des tissus spécifiques et des voies biochimiques sont modifiés en réponse à la pince. Isotopes communs incluent l'utilisation de 2 - [14C]-désoxyglucose pour examiner tout le corps et l'élimination du glucose tissu spécifique ainsi que la [3H]-glucose pour la mesure du flux de glucose. Excellent sur les questions méthodologiques et des rapports lors de l'exécution de la procédure de serrage insuline par Wasserman et al. 10,11 sont fortement recommandés.
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Disclosures
Des procédures ont été approuvées par l'Université de Calgary et de protection des animaux Utiliser Comité et respecter par l'Association canadienne pour les directives de science de laboratoire pour l'expérimentation animale. Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts ou les divulgations.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par les Instituts canadiens de recherche en santé et Génome Canada.JS détient bourses d'aide salariale de la recherche médicale de l'Alberta Heritage Foundationfor, Fondation des maladies du cœur du Canadaand l'Association canadienne du diabète. Un merci spécial à M. David Wasserman et Bracy Bingle pour enseigner cette procédure pour le laboratoire Shearer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intramedic Polyethylene Tubing (PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | Internal diameter of .58mm (.023") x Outer diameter of .965mm (.038") |
| Dow Corning Silastic Laboratory Tubing | Fisher Scientific | 11-189-15C | Internal diameter of .76mm (0.030") x Outer diameter of 1.65mm (0.065") |
| Tygon S-50-HL Medical Tubing | Harvard Apparatus | PY2 72-1251 | Internal diameter of 3.2mm (0.125") x Outer diameter of 4.7mm (0.1875") |
| Loctite Super Glue | Grand Toy | 32237 | Gel Control |
| Sterile Surgical Blade | VWR international | BD371610 | |
| Curved Micro Dissecting Forceps | George Tiemann & Co. | 160-20 | x 2 |
| Straight Micro Dissecting Forceps | George Tiemann & Co. | 160-15 | x 2 |
| Curved Hemostat | George Tiemann & Co. | 105-1135 | x 2 |
| Straight Hemostat | George Tiemann & Co. | 105-1130 | x 2 |
| Hemostat Tip Guards | Robbins Instruments, Inc. | 15.09-2-004 | |
| Straight Surgery Scissors | George Tiemann & Co. | 105-402 | |
| VENOJECT Multi-Sample Luer Adapter | Terumo Medical Corp. | 810127A | 21 guage, 1 in. |
| Sterile Catheter Introducer | BD Biosciences | 406999 | |
| 14-gauge Blunt Needle | BD Biosciences | 511310 | 14 guage, 2 in. |
| Sterile Surgical Suture | Johnson & Johnson | 1679H | Silk, size 3-0 |
| Non-Sterile Surgical Suture | Angiotech Pharmaceuticals, Inc. | SP116 | Silk, size 4-0 |
| Cotton Swabs | VWR international | 10806-005 | |
| 4ply Gauze Pads | VWR international | CA43845-062 | |
| Small Animal Cordless Clippers | Harvard Apparatus | 729063 | |
| Isoflurane | Halocarbon Products Corp. | IPN-45 | |
| Anesthetic Cart | Benson Medical Instruments | ||
| 70 % Ethanol | Fisher Scientific | HC-1000 | |
| Betadine Antiseptic Solution | Western Drug Distribution Center, Ltd. | 105267 | |
| Model 11 Plus Syringe Pump | Harvard Apparatus | 702208 | |
| Stainless Steel Tubing Couplers | Harvard Apparatus | 72-4434 | 23 gauge, 0.3 in. |
| Stainless Steel Tubing Plugs | Harvard Apparatus | 72-4436 | 23 gauge, 0.5 in. |
| Stainless Steel Blunt Needles | Instech Laboratories, Inc | LS22 | 22 gauge |
| 60 Degree Y-Connectors | Small Parts, Inc. | STCY-22-05 | 22 gauge |
| CritSpin Micro-hematocrit Centrifuge | Iris Sample Processing | CS12 | |
| Mini Centrifuge | Fisher Scientific | 05-090-100 | |
| Micro Centrifuge Tubes | VWR international | 53550-778 | |
| 50ml polypropylene centrifuge tubes | VWR international | 89004-364 | |
| 1ml Plastic Slip Tip Syringes | BD Biosciences | 309602 | |
| 3ml Plastic Luerlok Tip Syringes | BD Biosciences | 309585 | |
| Heparin Anticoagulant Injection | Western Drug Distribution Center, Ltd. | 102824 | Manufacturer: LEO Pharma Inc.Conc. 1000 IU |
| EDTA Solution | Promega Corp. | V4231 | 0.5 M, pH 8.0 |
| Saline | Western Drug Distribution Center, Ltd. | ABB7983154 | Manufacturer: Hospira0.9% Sodium Chloride |
| 50% Dextrose | Vétoquinol | 8DEX012D | |
| Humulin-R | Eli Lilly | HI-210 | 100U/ml |
| 1ml Insulin Syringes | BD Biosciences | 309311 | |
| Fisherbrand* Hemato-Seal Sealant | Fisher Scientific | 02-678 | |
| Fisherbrand* Microhematocrit Capillary Tubes | Fisher Scientific | 22-362-574 | |
| One Touch Ultra Test Strips | LifeScan, Inc. | AW 085-314H | |
| One Touch Ultra Blood Glucose Meter | LifeScan, Inc. | AW 085-314B | |
| Sodium Pentobarbitol | Ceva Sante Animale | 1715 138 | Conc. 54.7mg/ml |
| Red Laboratory Labeling Tape | VWR international | 89097-932 | |
| Blue Laboratory Labeling Tape | VWR international | 89097-936 | |
| Weigh Scale | Fisher Scientific | 01-913-88 | |
| Vortex | VWR international | 58815-234 | |
| Timer | VWR international | 62344-641 |
References
- Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Limitations to basal and insulin-stimulated skeletal muscle glucose uptake in the high-fat-fed rat. Am J Physiol Endocrinol Metab. 279, E1064-E1071 (2000).
- Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Limitations to muscle glucose uptake due to high fat feeding. Am. J. Physiol. 279, E1064-E1071 (2000).
- Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, 15-26 (2008).
- Cho, H. Insulin resistance and a diabetes mellitus-like syndrome in mice lacking the protein kinase Akt2 (PKB beta). Science. 292, 1728-1731 (2001).
- Dubois, M. J. The SHP-1 protein tyrosine phosphatase negatively modulates glucose homeostasis. Nat Med. 12, 549-556 (2006).
- Pacini, G., Thomaseth, K., Ahren, B. Contribution to glucose tolerance of insulin-independent vs. insulin-dependent mechanisms in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 281, 693-703 (2001).
- Herbach, N. Dominant-negative effects of a novel mutated Ins2 allele causes early-onset diabetes and severe beta-cell loss in Munich Ins2C95S mutant mice. Diabetes. 56, 1268-1276 (2007).
- Maeda, N. Diet-induced insulin resistance in mice lacking adiponectin/ACRP30. Nat Med. 8, 731-737 (2002).
- Potenza, M. A., Marasciulo, F. L., Tarquinio, M., Quon, M. J., Montagnani, M. Treatment of spontaneously hypertensive rats with rosiglitazone and/or enalapril restores balance between vasodilator and vasoconstrictor actions of insulin with simultaneous improvement in hypertension and insulin resistance. Diabetes. 55, 3594-3603 (2006).
- Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
- Wasserman, D. H., Ayala, J. E., McGuinness, O. P.
