Summary

Sistemas Célula de rotação de cultura para cultura de células humanas: células trofoblásticas Humanos como um modelo

Published: January 18, 2012
doi:

Summary

Tradicionais, duas técnicas de cultura de células dimensional muitas vezes resultam em características alteradas com relação a marcadores de diferenciação, citocinas e fatores de crescimento. Tridimensional de cultura de células no sistema de rotação de cultura de células (CCRs) restabelece a expressão de muitos destes fatores, como mostrado aqui com uma linha extravilosas trofoblasto celular.

Abstract

O campo de pesquisa trofoblasto humano ajuda na compreensão do ambiente complexo estabelecido durante placentação. Devido à natureza destes estudos, humanos em experimentação in vivo é impossível. A combinação de culturas primárias, as culturas de explante e linhas de células do trofoblasto um auxiliar para a compreensão de invasão da parede uterina 2 e remodelação das artérias uterinas espiral 3,4 por células do trofoblasto extravilosas (TEVs), que é necessário para o estabelecimento de sucesso da gravidez. Apesar da riqueza de conhecimentos provenientes de tais modelos, aceita-se que em modelos de células in vitro utilizando linhas cultura EVT-como célula de exibição alterado propriedades celular quando comparados com os seus homólogos em 5,6 vivo. Células cultivadas em sistema de rodízio de cultura de células (CCRs) exibir as propriedades morfológicas, fenotípicas e funcionais de linhas de EVT-como célula que mais perto imitar diferenciar em uTEVs Tero, com aumento da expressão de genes de mediação invasão (por exemplo metaloproteinases de matriz (MMPs)) e diferenciação do trofoblasto 7,8,9. O Hospital Saint Georges de células placentária Linha-4 (SGHPL-4) (gentilmente doado pelo Dr. Guy Whitley e Judith Dr. Cartwright) é uma linha de células EVT-like que foi usado para testes no CCRs.

O design do navio cultura RCCs é baseado no princípio de que órgãos e tecidos em função de uma imagem tridimensional do ambiente (3-D). Devido às condições de cultura dinâmica no reservatório, incluindo as condições de cisalhamento fisiologicamente relevantes, as células cultivadas em três dimensões formam agregados com base em afinidades naturais celular e se diferenciar em tecido organotípicas-like assembléias 10,11,12. A manutenção de uma órbita de fluido proporciona um baixo cisalhamento, o ambiente de turbulência de baixa semelhante às condições encontradas in vivo. Sedimentação das células cultivadas for anulada, ajustando a rotaçãovelocidade do CCRs para assegurar uma constante queda livre de células. Troca de gases ocorre através de uma membrana permeável hidrofóbica localizado na parte traseira do biorreator. Como seus pais tecido in vivo, CCRs de produção de células são capazes de responder a química molecular e gradientes em três dimensões (ou seja, suas superfícies apical, basal e lateral), porque eles são cultivadas na superfície dos grânulos microcarregador poroso. Quando cultivada como bidimensional monocamadas em superfícies impermeáveis, como o plástico, as células são privados dessa comunicação importante em sua superfície basal. Conseqüentemente, as restrições espaciais impostas pelo ambiente afetam profundamente sentido como células e decodificar sinais do microambiente em torno, o que implica um papel importante para o meio 3-D 13.

Temos usado a CCRs para engenheiro biologicamente significativas modelos 3-D de vários tecidos epiteliais humanas 7,14,15,16. De fato, muitos relatórios anteriores demtrada que as células cultivadas em CCRs pode assumir fenótipos fisiologicamente relevantes que não foram possíveis com outros modelos 10,17-21. Em resumo, a cultura na RCCs representa uma tarefa fácil, reprodutível, plataforma de alto rendimento que proporciona um grande número de células diferenciadas que são passíveis de uma variedade de manipulações experimentais. No protocolo a seguir, usando TEVs como exemplo, que descrevem claramente os passos necessários para as células de forma tridimensional de cultura aderente na CCRs.

Protocol

1. Preparação de colágeno Bead Antes de TEVs carregamento para 3-D de cultura de células, é preciso preparar as contas Cytodex-3 microcarregador: Pesar a quantidade adequada de Cytodex-3 contas necessárias para o experimento. Este protocolo é adaptado para o navio RCCs 10ml, em que 0,05 g de contas são necessários. Para que um navio RCCs 50ml, escala em conformidade. Em um tubo de 50 ml autoclavável cônica, misturar 250 mg Cytodex-3 contas com 12 ml de fosfato tamponada Dulbecco (DPBS). Es…

Discussion

A técnica de cultura aqui apresentada fornece aos investigadores altamente invasivo EVT células semelhantes. Ele já foi reconhecido que a perda de diferenciação ocorre em monocamadas devido à inibição da resposta celular a agentes químicos e sinais moleculares em três dimensões (superfícies celulares apical, basal e lateral) 10,13. Esta técnica reflete características observou in utero invadir células EVT. Como o procedimento imita convencionais monocamada tecido cinética de tempo da …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi financiado pelo National Institutes of Health EUA conceder NIH / NICHD # HD051998 (para CAM).

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
Cytodex microcarrier beads Sigma-Aldrich C3275  
Rotating Cell Culture System (RCCS) Synthecon RCCS-D Includes rotor base, power supply, 4 disposable RCCS units
RCCS Disposable Units Synthecon Contact Synthecon  
3ml Luer-Lock tip syringe BD 309585  
10ml wide-tip serological pipette BD 357504  
MEM Alpha Invitrogen 12561-072  
Leibovitz’s L-15 medium, powder Invitrogen 41300-039  
H2O, Endotoxin free Fisher MT-25-055-CM  
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich S-7795  
Peptone Fisher Scientific BP1420-100  
Fructose Sigma-Aldrich F3510-100  
Galactose Sigma-Aldrich G5388-100  
Glucose Sigma-Aldrich G7528-250  
HEPES Invitrogen 15630-080  
L-Glutamine Invitrogen 25030  
Insulin-Transferrin-Sodium Selenite (ITS) Sigma-Aldrich I1884  
FBS Invitrogen 10437  
Penicillin-Streptomycin Invitrogen 15140  

References

  1. Knofler, M. Critical growth factors and signalling pathways controlling human trophoblast invasion. Int. J. Dev. Biol. 54, 269-269 (2010).
  2. Cartwright, J. E. Remodelling at the maternal-fetal interface: relevance to human pregnancy disorders. Reproduction. 140, 803-803 (2010).
  3. Harris, L. K. IFPA Gabor Than Award lecture: Transformation of the spiral arteries in human pregnancy: key events in the remodelling timeline. Placenta. 32, S154-S154 (2011).
  4. Whitley, G. S., Cartwright, J. E. Trophoblast-mediated spiral artery remodelling: a role for apoptosis. J. Anat. 215, 21-21 (2009).
  5. Apps, R. Genome-wide expression profile of first trimester villous and extravillous human trophoblast cells. Placenta. 32, 33-33 (2011).
  6. Bilban, M. Trophoblast invasion: assessment of cellular models using gene expression signatures. Placenta. 31, 989-989 (2010).
  7. LaMarca, H. L. Three-dimensional growth of extravillous cytotrophoblasts promotes differentiation and invasion. Placenta. 26, 709-709 (2005).
  8. Jovanovic, M., Stefanoska, I., Radojcic, L., Vicovac, L. Interleukin-8 (CXCL8) stimulates trophoblast cell migration and invasion by increasing levels of matrix metalloproteinase (MMP)2 and MMP9 and integrins alpha5 and beta1. Reproduction. 139, 789-789 (2010).
  9. Husslein, H. Expression, regulation and functional characterization of matrix metalloproteinase-3 of human trophoblast. Placenta. 30, 284-284 (2009).
  10. Barrila, J. Organotypic 3D cell culture models: using the rotating wall vessel to study host-pathogen interactions. Nat. Rev. Microbiol. 8, 791-791 (2010).
  11. Hammond, T. G., Hammond, J. M. Optimized suspension culture: the rotating-wall vessel. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 281, 12-12 (2001).
  12. Unsworth, B. R., Lelkes, P. I. Growing tissues in microgravity. Nat. Med. 4, 901-901 (1998).
  13. Schmeichel, K. L., Bissell, M. J. Modeling tissue-specific signaling and organ function in three dimensions. J. Cell. Sci. 116, 2377-2377 (2003).
  14. Bentrup, H. ?. ?. n. e. r. z. u., K, . Three-dimensional organotypic models of human colonic epithelium to study the early stages of enteric salmonellosis. Microbes. Infect. 8, 1813-1813 (2006).
  15. Carterson, A. J. A549 lung epithelial cells grown as three-dimensional aggregates: alternative tissue culture model for Pseudomonas aeruginosa pathogenesis. Infect. Immun. 73, 1129-1129 (2005).
  16. Myers, T. A. Closing the phenotypic gap between transformed neuronal cell lines in culture and untransformed neurons. J. Neurosci. Methods. 174, 31-31 (2008).
  17. Hjelm, B. E. Development and characterization of a three-dimensional organotypic human vaginal epithelial cell model. Biol. Reprod. 82, 617-617 (2010).
  18. Straub, T. M. In vitro cell culture infectivity assay for human noroviruses. Emerg. Infect. Dis. 13, 396-396 (2007).
  19. Nickerson, C. A. Three-dimensional tissue assemblies: novel models for the study of Salmonella enterica serovar Typhimurium pathogenesis. Infect. Immun. 69, 7106-7106 (2001).
  20. Carvalho, H. M., Teel, L. D., Goping, G., O’Brien, A. D. A three-dimensional tissue culture model for the study of attach and efface lesion formation by enteropathogenic and enterohaemorrhagic Escherichia coli. Cell. Microbiol. 7, 1771-1771 (2005).
  21. Sainz, B., TenCate, V., Uprichard, S. L. Three-dimensional Huh7 cell culture system for the study of Hepatitis C virus infection. Virol. J. 6, 103-103 (2009).
  22. Lelkes, P. I., Ramos, E., Nikolaychik, V. V., Wankowski, D. M., Unsworth, B. R., Goodwin, T. J. GTSF-2: a new, versatile cell culture medium for diverse normal and transformed mammalian cells. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 33, 344-344 (1997).
  23. Lelkes, P. I., Ramos, E., Nikolaychik, V. V., Wankowski, D. M., Unsworth, B. R., Goodwin, T. J. GTSF-2: a new, versatile cell culture medium for diverse normal and transformed mammalian cells. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 33, 344-344 (1997).
  24. GE Healthcare. Microcarrier Cell Culture – Principles and Methods. Handbooks. , (2005).

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Zwezdaryk, K. J., Warner, J. A., Machado, H. L., Morris, C. A., Höner zu Bentrup, K. Rotating Cell Culture Systems for Human Cell Culture: Human Trophoblast Cells as a Model. J. Vis. Exp. (59), e3367, doi:10.3791/3367 (2012).

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