Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Analyse af Neural Crest migrering og differentiering af Cross-arter Transplantation

Published: February 7, 2012 doi: 10.3791/3622
Automatic Translation
1, 1
1Department of Biochemistry and Cell Biology, Rice University

Summary

En metode til analyse af indvandring og eventuel skæbne aviære neurale crest celler i vagtel-chick kimære embryoner er beskrevet. Denne fremgangsmåde er en enkel og ligetil teknik til sporing crista neuralis-celler under migrering og differentiering, som ellers er vanskelige at skelne i en manipuleret chick embryo.

Abstract

Avian embryoner skabe en unik platform for at studere mange hvirveldyr udviklingsprocesser, som følge af den nemme adgang af embryonerne i ægget. Kimæriske fugle embryoner, som vagtler donorvæv er transplanteret ind i en kyllingeembryo i ovo og kombinerer kraften i uudsletteligt genetisk mærkning af cellepopulationer med lethed af manipulation forelagt af aviær embryo.

Quail-chick kimærer er en klassisk redskab til at spore migrerende neurale kamceller (NCCer) 1-3. NCC'erne er en forbigående vandrende population af celler i embryonet, som har oprindelse i det dorsale område af udviklingen neuralrøret 4. De gennemgår en epitelial til mesenkymale overgang og derefter migrere til andre områder af embryo, hvor de differentierer til forskellige celletyper, herunder brusk 5-13, melanocytter 11,14-20, neuroner og glia 21-32. NCC'erne er multipotente, og deres endelige skæbne er indflydelseket ved 1) den region af neuralrøret, som de stammer langs Rostro-caudale akse af embryonet 11,33-37, 2) signaler fra naboceller, når de trækker 38-44, og 3) mikromiljø deres endelige destination inden for fosteret 45,46. Sporing af disse celler fra deres udgangspunkt i neuralrøret, at deres endelige position og skæbne i embryo, giver et vigtigt indblik i de udviklingsmæssige processer, der regulerer mønster og organogenesen.

Transplantation af komplementære områder af donor neuralrøret (homotopic podning) eller forskellige regioner i donor neuralrøret (heterotop podning) kan afsløre forskelle i præ-specifikation af NCCer langs Rostro-caudale akse 2,47. Denne teknik kan tilpasses yderligere til at transplantere en ensidig rum i neuralrøret, således at den ene side stammer fra donorvæv og den kontralaterale side forbliver uforstyrrede i værten embryo, yiElding en intern kontrol inden for den samme prøve 2,47. Det kan også være indrettet til transplantation af hjernen segmenter i senere embryoner efter HH10, når den forreste neuralrøret er lukket 47.

Her rapporterer vi teknikker til generering vagtel-chick kimærer via neuralrøret transplantation, som tillader sporing af vandrende NCC'erne afledt af en diskret del af neuralrøret. Species-specifik mærkning af de donor-afledte celler med vagtel-specifikke QCPN antistof 48-56 tillader forskeren at skelne donor og værtsceller på det eksperimentelle slutpunktet. Denne teknik er enkel, billig, og har mange applikationer, herunder skæbne-mapping, celleafstamning sporing og identifikation af præ-mønster begivenheder langs Rostro-caudale akse 45. På grund af den lette adgang til aviær embryo, kan vagtel-chick transplantat teknik kombineres med andre manipulationer, herunder men ikke begrænset til linsen ablation 40, injektion af inhibitoriske molekyler 57,58 eller genetisk manipulation via elektroporering af ekspressionsplasmider 59-61, til at identificere respons bestemt migrerende strømme af NCC'erne til perturbationer i fosterets udviklingsmæssige program. Endvidere kan denne podning teknik også anvendes til at generere andre interspecifikke kimære embryoer, såsom vagtel-Ande-kimærer til at studere NCC bidrag til kraniofaciale morfogenese eller muse-chick kimærer til at kombinere kraften af ​​muse genetik med lette manipulation af aviært embryon . 62

Protocol

1. Inkuber kylling og vagtelæg til den ønskede scene

For HH9 embryoner variere typiske inkubationstider fra 29-33 timer ved 38 ° C. 63

  1. Vask eventuelle rester fra æggene med lunkent vand.
  2. Arranger kylling æg på bakken vandret. Markerer opad med blyant, hvilket vil svare til den region, hvor embryoet vil blive lokaliseret. Inkuber vagtelæg stumpe ender.
  3. Sted i 38 ° C befugtet inkubator. Tænd rokkende funktion.

2. Forbered æg for vinduesystemet og dissektion

  1. Fjerne æggene fra inkubatoren, og sterilisere toppe med 70% ethanol. Det er bedst at sprøjte på ethanol og tørre det hurtigt med et stykke køkkenrulle eller Kimwipe at undgå absorption af ethanol gennem æggeskallen.
  2. Læg kyllingen ægget på en individuel æggeholderen (vi bruger en petriskål foret med foldede papirservietter, fx "Kimwipes"). Ved hjælp af AA pincet, en lille hol tryke i den øvre overflade af æggeskallen ved den spidse ende af ægget.
  3. Fjernelse 1,5-3mL af lys albumin fra hønseæg med en 18 ½ G kanyle og 5 ml sprøjte. Det er bedst at indsætte nålen lodret ind i hullet, med den skrå kant vendende den spidse ende af ægget (figur 2A). Denne måde, når albumin er trukket tilbage, der er lille risiko for uheld beskadige blommen via sugning. Kassér albumin. Dette skridt vil sænke æggeblomme og fosteret i ægget for at muliggøre et vindue for at blive åbnet i æggeskal.
  4. Tør hullet med 70% ethanol som beskrevet ovenfor, og forsegle det med Scotch tape. Det er vigtigt, at æggeskallen omgiver hullet er fuldstændig fri for albumin og tør eller klæbemidlet ikke vil tætne.
  5. Til AA tangen trykke et andet hul i den mærkede øvre overflade af det vandrette æg, ikke helt ved toppunktet. Pas på ikke at lade pincetten gå for vidt gennem æggeskallen at undgå at beskadige æggeblomme eller embryo.
  6. ISERT ene side af den buede iris tangen i hullet parallelt med æg skallen. Klemme ned på skallen, der arbejder i en cirkulær bevægelse for at bryde et ~ 2 cm i diameter vindue i hønen ægget shell. Kassér fjernet æggeskal. Alternativt, dække den øverste overflade af ægget med pakning tape og bruge en saks til at klippe ud af vinduet. Dette minimerer chancen for æggeskallen rester falder ind i ægget. Embryoet skal vises som en uigennemsigtig skive på toppen af ​​blommen. Kassér alle ubefrugtede æg (identificeret ved lille, hvid plet på overfladen af ​​æggeblomme, eller fravær af blastoderm).
  7. Injicere en lille mængde af India-blæk (fortyndet 1:10 i steril Ringers opløsning indeholdende "Pen / Strep" antibiotikum: slutkoncentration 100 ug / ml penicillin og 100 ug / ml streptomycin) under blastoderm at hjælpe med mellemstationer embryoet. Anvende en 1 ml sprøjte og 26 ½ G kanyle, bøjet til en vinkel på 45 ° i bunden af ​​nålen med det koniske opad, alternativt, en may bruge et trukket glas Pasteur-pipette og mund pipetteringsapparat (øjenbeskyttelse, når man bøjer kanyle eller brække glas nål). Punktering blommen membranen uden for omkredsen af ​​den blastoderm og skub spidsen af ​​nålen under embryo, tæt på overfladen af ​​blommen, men ikke i de embryoniske lag (figur 2B). Injicer lige nok blæk for at skitsere embryo, derefter forsigtigt trække nålen (figur 2C). Injektion for meget blæk kan føre til fosterdød. Det er vigtigt ikke at injicere eventuelle luftbobler under embryo, da dette kan være en kilde til forurening. NB: Alle Ringers opløsning, der anvendes i denne procedure er steriliseret og indeholder Pen / Strep som defineret ovenfor. Sterilt phosphatbufferet saltvand (PBS) er også et acceptabelt alternativ til Ringers opløsning i alle trin af denne protokol.
  8. Fase fosteret ifølge Hamburger og Hamilton 63 og optage scenen på æggeskallen i permanent blæk eller blyant. Faser bedst vurderes under stereomicroscopy med fiberoptiske "slangearm" lyskilder, der har en begrænset varmebelastning.
  9. Anvendes 2-3 dråber varm steril Ringers opløsning på overfladen af ​​embryonet at undgå dehydrering og kontaminering. Midlertidigt lukkes vinduet med parafilm strakt over overfladen af ​​ægget.
  10. Gentag trin 2,2-2,9 med alle chick æg, før du begynder transplantationen eksperimenter.
  11. Idet vagtelembryoner kun anvendes til donorvæv, in ovo trin 2,2-2,9 udelades. For ex ovo forberedelse af donor embryoner, der vagtelæg inkuberes stump side op og åbnede i denne region med buede pincet til at afsløre embryo. Brug dissekere saks, lave fire nedskæringer i form af en firkant gennem vitellinmembranen og blastoderm uden embryo (sørg for at alle snit mødes). Ved hjælp af en buet iris pincet, forsigtigt fat en skåret kant og løft embryo fra ægget, og overføre det til Ringers opløsning i en petriskål. Alternativt kan man anvende kurvend iris pincet løfte udskæres embryo fra neden eller et foster ske eller plast overførsel pipetten skære igennem den udvidede del af cylinderen, kan anvendes til at overføre fosteret af ægget. Fjern forsigtigt vitellinmembranen med # 5 pincet. Saml de resterende vagtelembryoner som ovenfor, og iscenesætte dem under et dissektionsmikroskop.

3. Forberede værtsembryo at modtage transplantatet

  1. Fjerne parafilm fra værten (kylling) embryo og under anvendelse af en skarp wolfram nål eller # 5 pincet, rive et lille hul i vitellinmembranen ved den ønskede område af neuralrøret (figur 3A).
  2. Tilsættes en dråbe Ringers opløsning af embryoet. Sørge for at holde embryo fuldstændigt nedsænket i Ringers opløsning under hele proceduren for at forhindre udtørring af vævet. Derefter tilsættes dråber Ringers opløsning på overfladen af ​​embryoet via overførsel pipette om nødvendigt.
  3. Ved hjælp af en trukket glas nål, omhyggeligt at rostralt og caudal tværgående snit svarende til længden og området af interesse i den dorsale neuralrøret. (Trækkes glas nåle er genereret ud fra silicium glas kapillarrørene, som er blevet trukket under varme med en kanyle trække-apparat.) For ensidige transplantater indsnit kun omfatte lumen af ​​den dorsale neuralrøret, og bilaterale transplantater, indskæringerne at hele hele dorsale neuralrøret. Derefter skæres bilateralt mellem den dorsale neuralrøret og paraksiale mesoderm.
  4. Omhyggeligt adskille udskåret eksplantatet fra neuralrøret derefter fjerne det fra embryonet ved sugning i et glas mikropipette (figur 3B).

4. Forbered donor graft vævet

  1. Vælg en scene-matchet vagtler foster. Hold embryo ned med AA pincet, fjern ægmembran, og fjerne en lignende størrelse region af neuralrøret, som beskrevet ovenfor (3,3-3,4) (figur 3A'-B '). Afhængigt af behovene i dit eksperiment, kan dette område være enkomplementære region af værten (kylling) neuralrøret eller fra en anden region langs Rostro-caudale akse. (NB: for større regionale transplantater, herunder komplette neuralrørsdefekter vin, kan forskerne ønsker at tilføje en proteasefordøjelsestrinet på dette trin for at fjerne enhver vedhængende mesenkymvæv fra donorvæv forud for transplantation Men for små ryg neuralrørsdefekter podninger i tidlige stadier. er som beskrevet her, proteasespaltning er ikke nødvendigt, da neuralrøret let adskilles fra tilstødende mesenkym ved strengt kirurgiske teknikker.)

5. Transplantat vævet

  1. Aspirer donor eksplantatet i et glas mikropipette indeholdende Ringers opløsning. Vær omhyggelig med ikke at indføre eventuelle bobler ind i pipetten.
  2. Overføre eksplantatet støder op til det udskårne område af kylling værten. Anvendelse trukket glas nål eksplantatet orientere og forsigtigt lede den ind i ablateret region (figur 3C).
  3. Forsigtigt tilføje et par dråber Ringers opløsningtil embryonet at undgå dehydrering. Vær omhyggelig med at undgå at tabe væske direkte på transplantatet stedet, da dette kan løsne graft.
  4. Forsegl vindue med pakning tape. Sørg for, at båndet sæler hele regionen af ​​et vindue ægget. Dette forhindrer dehydrering og forurening af embryoet under efterfølgende inkubation.
  5. Returnér æg til rugemaskinen, indtil den ønskede scene. Sørg for, at "rocket"-funktionen er slået fra, mens inkubation af kimærer. Æg kan forsigtigt drejes manuelt to gange om dagen, da dette kan forøge deres levedygtighed, hvis de senere stadier af udvikling er målrettet.

6. Forbered kimære embryoner til sektionering

  1. På den eksperimentelle endpoint, skæres væk tapen dækker vinduet ved hjælp af fine saks.
  2. Gribe kanten af ​​blastoderm med buede iris pincet (nemmest med en savtakket spidser), derefter skæres embryonet væk fra blommen med 4 store stykker uden for grænserne for blastoderm. Overføre fosteret til en petriskål indeholdende Ringers opløsning. Sørge for at minimere udsættelse af embryoet til luft for at undgå udtørring af vævet.
  3. Under stereomikroskopi, adskille forsigtigt vitellinmembranen fra blastoderm bruge # 5 pincet.
  4. Omhyggeligt sørge embryoet i skålen, således at embryo er i den samme orientering som i ægget, med omgivende membraner fastlagt flad.
  5. Anvendelse dissekerende nåle fremstillet af wolfram ledninger 64 til rent fjerne det omgivende blastoderm fra embryoet ved at anbringe kanylen ved grænsen af embryoet og extraembryonic væv, med længden af wolframtråd parallelt med bunden af skålen. Anvendes en blid savning bevægelse til at skære igennem væv.
  6. Fjern forsigtigt fosterhinden med # 5 pincet. På dette punkt kan du ønsker at enten yderligere dissekere regionen for din interesse, eller forlade embryo hele.
  7. Overføre fosteret til iskold 4% paraformaldehyde og rock natten over ved 4 ° C.
  8. Forbered prøver og integrere for cryo-eller paraffin sektionering.

Spore transplanteret væv i værten embryo. Der findes adskillige teknikker til identifikation af vagtler væv i en chick embryo, herunder påvisning af vagtler nucleoli af hæmatoxylin-farvning (vagtel kerner har meget store mørkere farvning inklusioner end chick kerner), den Feulgen-Rossenbeck reaktion, acridin-orange eller biz benzamid plet kombineret med elektronmikroskopi eller immunolabeling for vagtel-specifikke antigener 3,47,65,66. Her anvender QCPN antigen og standard hel-monterede eller sektion immunfluorescensteknikker at identificere vagtler crista neuralis-celler i vagtel-chick kimærer (figur 4). Denne teknik giver den største fleksibilitet ved eksperimentel udformning, som QCPN immunofluorescens også kan kombineres med andre antistoffer til at identificere differentierede celler afledt fra donor (vagtler) væv. Brug standard hel-mount eller afsnittet immunofluorescens teknikker til at mærke vagtel-afledte celler i kimærer.

7. Repræsentative resultater

Et repræsentativt billede af det podede område af neuralrøret efter 6H af re-inkubation (i HH11) viser forventede inkorporering af det podede donor (vagtler) væv i værten (kylling) neuralrøret (figur 4A). Embryoner viser ufuldstændig integration af transplantatet, eller asymmetrisk udvikling i kranie regionen eller somitter efter reincubation bør kasseres.

Tværsnit gennem den podede område ved HH11 viser NCC'erne mærket med hNK-1 migrerer lateralt væk fra neuralrøret. Quail celler, der bidrager til NCC vandrende strøm, og til neuralrøret, er tydeligt mærket med QCPN (figur 4B).

På senere stadier, kan vagtler NCC-afledte celler kan spores tilbage til deres endelige mål væv. QCPN mærkede celler spredt i hønseembryo mesenkymaf den maksillære processen på E5 (fig. 4C).

Den QCPN antistof kan let kombineres med andre antistoffer til at undersøge differentiering af vagtel-afledte NCC'erne i værtsmiljøet. Quail NCC-afledte trigeminale sensoriske neuroner er mærket med QCPN og Tuj1 antistoffer (figur 4D).

Figur 1
Figur 1. Oversigt over forsøget og nødvendige instrumenter. A) Host (kylling) og donor (vagtler) embryoner skal være scenen matches. At mærke NCC strøm, der bidrager til trigeminus ganglion og kæbe-mandibulære region, HH9 er ideel. Ved HH9 er neuralrøret begynder at lukke i den rostrale region, men er endnu ikke helt forseglet. Den grå streg i figurerne betegner midterlinien af ​​lukningen neuralrøret. De punkterede hvide linjer angiver snitlinjerne til udskæring af et midthjernen region af den højre side af neuralrøret fra værten og donor emembryoner. Det udskårne område af værtsembryo kasseres, og donorvæv transplanteret i at generere kimære embryo. B) Nødvendige instrumenter omfatter: a) 5 ml sprøjte med 18 ½ G kanyle, b) 1 ml sprøjte med 26 ½ G kanyle bøjet ved 45 ° vinkel, c) tusch, d) klar indpakningstapen, e) glaspipette med mund pipettering apparater, f) 60 mm-petriskål, g) AA pincet, h), buede iris pincet med savtakket tips, i) # 5 pincet, j) fine saks, k) skærpet wolframtråd, l) trukket glas nål, m) parafilm kvadrater.

Figur 2
Figur 2. Fremstilling af æg og embryoer. A) tværsnitsdiagram af ægget, herunder ideelt indsætningspunktet 18 ½ G kanyle til tilbagetrækning af lys albumin. B) Efter fjernelse ~ 3 ml lys albumin, sænker æggeblomme og embryoet i ægget, så forskerne til at skære et "vindue" (pile) i tHan æggeskallen at få adgang til fosteret. India-blæk, fortyndet 1:10 i steril Ringers opløsning kan derefter injiceres under blastoderm at tilvejebringe kontrast til let opsætning af embryoner. C) hønseembryo efter farvende.

Figur 3
Figur 3. Skematisk og eksempler på HH trin 9 donor og vært embryoner på hvert trin i podning procedure. A) Chick værtsembryoet. Stiplede linjer i diagrammet angiver, hvor vitellinmembranen skal rives at få adgang til Skalle for podning. Når revet trekantede flig af vitellinmembranen bør skrællet caudalt. Box i billedet viser indsatte anvendes i (BC). A ') Quail donor embryo. Billede er af donor embryo udskåret fra æg og anbragt i petriskål for dissektion af transplantatvæv. Box i billedet viser indsatte anvendes i (B '). Stiplede linjer i diagram (a ') angiver, hvor vitellin og æggeblomme membraner skal skæres for at fjerne tHan embryon fra ægget. B) værtsembryo med ensidig midthjernen region af neural udskåret rør (hvide pile) afventer transplantation. Punkterede linie i diagram viser, hvor der skal skæres for at udskære neuralrøret i midthjernen region. B ') Donor foster med dorsal neuralrøret graft væv udskåret (transplantatvæv angivet ved sorte pilespidser). Punkteret linie i diagrammet indikerer, hvor der skal skæres i vagtler embryo at udskære donorvæv ensidigt podning af midterhjernen område af neuralrøret. C) kimært embryo efter podning af vagtler dorsale neuralrøret eksplantatet ind i kyllingens midthjernen region.

Figur 4
Figur 4. Immunofluorescens afsløre vagtel-specifikt nukleare antigen QCPN i donor-afledte celler i den kimære embryo. A) Hele-mount billede af HH11 kimære (podet på HH9), der viser QCPN farvning i rød, og HNK-1-farvning (en markør for vandrende NCCer) igrøn. 10X forstørrelse, dorsal udsigt. B) Snit gennem embryo i (A), viser QCPN-positive vagtler afledte celler i neuralrøret og migrerende NCC co-farvet med HNK-1 (grøn). 40X forstørrelse. C) Snit gennem maksillær proces E5 kimære (inkuberet i 3 dage efter graft), viser QCPN-positive NCC-afledte celler (rød), som er migreret fra den podede område af neuralrøret til deres endelige placering i embryoet. 10X forstørrelse. D) Snit gennem E5 kimære viser bidrag vagtler afledt NCC til trigeminale ganglion (rød) og differentiering til TuJ1-positive neuroner (grøn). 40X forstørrelse. *, NCC'erne, MP, maksillær proces, NT, neuralrør, TG, trigeminus ganglion.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den podning af vagtler neuralrøret i host kyllingeembryoer beskrevet her er en enkel og billig teknik til at spore specifikke subpopulationer af trækkende NCCer stammer fra forskellige regioner langs Rostro-caudale akse 21,67-69. Denne teknik udnytter den lette adgang til aviære embryoner (sammenlignet med pattedyr embryoner) og kan kombineres med andre teknikker, såsom vævsablation, injektion af inhibitoriske molekyler, eller genetisk manipulation via elektroporation af ekspressionsplasmider til eksperimentelt at undersøge reaktion på specifikke vandrende NCC populationer til forskellige udviklingsmæssige signaler inden for de embryoner 47,69.

Quail-chick kimærer er et kraftfuldt værktøj til at undersøge NCC migration og differentiering, og denne teknik kan tilpasses til at omfatte transplantation af andre væv ud over det neurale rør. Podning af vagtler væv i hønseembryo er en veletableret technique 13,21,70-76, men er bedst læres ved visuel demonstration, som mikrodissektion af små regioner af neurale rør kræver meget finmotorik.

Fordi vagtel-afledte celler kan let skelnes fra værtsceller kyllinger celler via immunfarvning med vagtel-specifikke antistof QCPN kan udviklingspotentiale NCC'erne i forbindelse med specifikke regioner af neuralrøret udledes differentiering af donor (vagtler) celler ved den eksperimentelle slutpunkt, for eksempel tilstedeværelsen af QCPN positive celler i det periokulære regionen og hornhinden efter podning vagtel neuralrøret i midthjernen region kyllingeembryoer i HH9 indikerer, at migrerende crista neuralis fra denne region giver anledning til hornhindeendothelet og stroma 77. Neuralrørsdefekter podninger på HH9-10 afslører NCC bidrag til trigeminus ganglion og Branchialfedder buer. Desuden kan vagtel-afledte sensoriske neuroner kan spores ved hjælp af en anden vagtel-neuron specifik (QN) antistof 78,79.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker medlemmer Lwigale laboratorium for kritik af manuskriptet. SLG understøttes af en Ruth L. Kirschstein NRSA Fellowship fra National Eye Institute (F32 EY02167301). Pyl er støttet af National Eye Institute (EY018050).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chick eggs Various
Quail eggs Various
Egg incubator (Digital Readout 1502 Sportsman Incubator w/Humidity 110-120 Volt AC) Poultry Supply 1502
Dumont AA forceps, Inox Epoxy-coated Fine Science Tools 11210-10
Scotch tape Any Supplier
Curved Iris forceps Fine Science Tools 11065-07
India ink Any Supplier
Pen/Strep (Penicillin, Streptomycin) Solution VWR international 101447-068
Clear Packing tape Any Supplier
Needle pulling apparatus Narishige International PE-21
Pulled glass needle, made from 1.5-1.8 x 100mm borosilicate glass capillary tube Kimble Chase 34500 99
Pulled glass pipette, made from 5¾" Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A
Mouth pipette apparatus (aspirator tube assembly for calibrated microcapillary pipette) Sigma-Aldrich A5177-52A
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11251-30
Tungsten wire, 0.1mm diameter VWR international AA10404-H2
Needle holders (Nickel-plated pin holder) Fine Science Tools 26018-17
QCPN antiserum Developmental Studies Hybridoma Bank QCPN
Alexa Fluor secondary antibody (e.g., Alexa Fluor 594 goat anti-mouse IgG1) Invitrogen A21125
Ringer’s Solution (2L):
  • 14.4g NaCl
  • 0.34g CaCl2
  • 0.74g KCl
  • 0.230g Na2HPO4
  • 0.04g KH2PO4
  • ddH2O to 2L
  • Filter and autoclave
 Fisher Scientific
  • 7647-14-5
  • 10043-52-4
  • 7447-40-7
  • 7558-79-4
  • 7778-77-0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Douarin, G., Renaud, D. Morphologic and physiologic study of the differentiation in vitro of quail embryo precardial mesoderm. Bull. Biol. Fr. Belg. 103 (3), 453-468 (1969).
  2. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods. Mol. Biol. 461, 337-350 (2008).
  3. Le Douarin, N. A biological cell labeling technique and its use in expermental embryology. Dev. Biol. 30 (1), 217-222 (1973).
  4. Noden, D. M. An analysis of migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev. Biol. 42 (1), 106-130 (1975).
  5. Johnston, M. C. A radioautographic study of the migration and fate of cranial neural crest cells in the chick embryo. Anat. Rec. 156 (2), 143-155 (1966).
  6. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev. Biol. 67 (2), 296-312 (1978).
  7. Oka, K. The role of TGF-beta signaling in regulating chondrogenesis and osteogenesis during mandibular development. Dev. Biol. 303 (1), 391-404 (2007).
  8. Chai, Y. Fate of the mammalian cranial neural crest during tooth and mandibular morphogenesis. Development. 127 (8), 1671-1679 (2000).
  9. Lengele, B., Schowing, J., Dhem, A. Embryonic origin and fate of chondroid tissue and secondary cartilages in the avian skull. Anat. Rec. 246 (3), 377-393 (1996).
  10. Le Douarin, N. M., Ziller, C., Couly, G. F. Patterning of neural crest derivatives in the avian embryo: in vivo and in vitro studies. Dev. Biol. 159 (1), 24-49 (1993).
  11. Lallier, T. E. Cell lineage and cell migration in the neural crest. Ann. N.Y. Acad. Sci. 615, 158-171 (1991).
  12. Nakamura, H. Mesenchymal derivatives from the neural crest. Arch. Histol. Jpn. 45 (2), 127-138 (1982).
  13. Le Lievre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 34 (1), 125-154 (1975).
  14. Rawles, M. E. The Development of Melanophores from Embryonic Mouse Tissues Grown in the Coelom of Chick Embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (12), 673-680 (1940).
  15. Rawles, M. E. The Pigment-Forming Potency of Early Chick Blastoderms. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (1), 86-94 (1940).
  16. Mosher, J. T. Intrinsic differences among spatially distinct neural crest stem cells in terms of migratory properties, fate determination, and ability to colonize the enteric nervous system. Dev. Biol. 303 (1), 1-15 (2007).
  17. Dupin, E., Le Douarin, N. M. Development of melanocyte precursors from the vertebrate neural crest. Oncogene. 22 (20), 3016-3023 (2003).
  18. Faraco, C. D., Vaz, S. A., Pastor, M. V., Erickson, C. A. Hyperpigmentation in the Silkie fowl correlates with abnormal migration of fate-restricted melanoblasts and loss of environmental barrier molecules. Dev. Dyn. 220 (3), 212-225 (2001).
  19. Selleck, M. A., Bronner-Fraser, M. Avian neural crest cell fate decisions: a diffusible signal mediates induction of neural crest by the ectoderm. Int. J. Dev. Neurosci. 18 (7), 621-627 (2000).
  20. Stocker, K. M., Sherman, L., Rees, S., Ciment, G. Basic FGF and TGF-beta 1 influence commitment to melanogenesis in neural crest-derived cells of avian embryos. Development. 111 (2), 635-645 (1991).
  21. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Experimental analysis of the migration and differentiation of neuroblasts of the autonomic nervous system and of neurectodermal mesenchymal derivatives, using a biological cell marking technique. Dev. Biol. 41 (1), 162-184 (1974).
  22. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. II. Neural tissues. Dev. Biol. 67 (2), 313-329 (1978).
  23. Barraud, P. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107 (49), 21040-21045 (2010).
  24. Li, H. Y., Say, E. H., Zhou, X. F. Isolation and characterization of neural crest progenitors from adult dorsal root ganglia. Stem Cells. 25 (8), 2053-2065 (2007).
  25. Carney, T. J. A direct role for Sox10 in specification of neural crest-derived sensory neurons. Development. 133 (23), 4619-4630 (2006).
  26. Maro, G. S. Neural crest boundary cap cells constitute a source of neuronal and glial cells of the PNS. Nat. Neurosci. 7 (9), 930-938 (2004).
  27. Bronner-Fraser, M. Molecular analysis of neural crest formation. J. Physiol. Paris. 96 (1-2), 3-8 (2002).
  28. Paratore, C., Goerich, D. E., Suter, U., Wegner, M., Sommer, L. Survival and glial fate acquisition of neural crest cells are regulated by an interplay between the transcription factor Sox10 and extrinsic combinatorial signaling. Development. 128 (20), 3949-3961 (2001).
  29. Britsch, S. The transcription factor Sox10 is a key regulator of peripheral glial development. Genes Dev. 15 (1), 66-78 (2001).
  30. Bronner-Fraser, M. Origin of the avian neural crest. Stem Cells. 13 (6), 640-646 (1995).
  31. Jessen, K. R., Mirsky, R. Neural development. Fate diverted. Curr. Biol. 4 (9), 824-827 (1994).
  32. Le Douarin, N., Dulac, C., Dupin, E., Cameron-Curry, P. Glial cell lineages in the neural crest. Glia. 4 (2), 175-184 (1991).
  33. Chan, W. Y., Cheung, C. S., Yung, K. M., Copp, A. J. Cardiac neural crest of the mouse embryo: axial level of origin, migratory pathway and cell autonomy of the splotch (Sp2H) mutant effect. Development. 131 (14), 3367-3379 (2004).
  34. Bronner-Fraser, M. Segregation of cell lineage in the neural crest. Curr. Opin. Genet. Dev. 3 (4), 641-647 (1993).
  35. Peters-vander Sanden, M. J., Luider, T. M., vander Kamp, A. W., Tibboel, D., Meijers, C. Regional differences between various axial segments of the avian neural crest regarding the formation of enteric ganglia. Differentiation. 53 (1), 17-24 (1993).
  36. Kuratani, S., Bockman, D. E. Capacity of neural crest cells from various axial levels to participate in thymic development. Cell Tissue Res. 263 (1), 99-105 (1991).
  37. Leblanc, G. G., Epstein, M. L., Bronner-Fraser, M. E. Differential development of cholinergic neurons from cranial and trunk neural crest cells in vitro. 137 (2), 318-330 (1990).
  38. Golding, J. P., Trainor, P., Krumlauf, R., Gassmann, M. Defects in pathfinding by cranial neural crest cells in mice lacking the neuregulin receptor ErbB4. Nat. Cell. Biol. 2 (2), 103-109 (2000).
  39. Kulesa, P. M., Bailey, C. M., Kasemeier-Kulesa, J. C., McLennan, R. Cranial neural crest migration: new rules for an old road. Dev. Biol. 344 (2), 543-554 (2009).
  40. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Semaphorin3A/neuropilin-1 signaling acts as a molecular switch regulating neural crest migration during cornea development. Dev. Biol. 336 (2), 257-265 (2009).
  41. Killian, O. lesnicky, Birkholz, E. C., A, D., Artinger, K. B. A role for chemokine signaling in neural crest cell migration and craniofacial. Dev. Biol. 333 (1), 161-172 (2009).
  42. Gammill, L. S., Gonzalez, C., Bronner-Fraser, M. Neuropilin 2/semaphorin 3F signaling is essential for cranial neural crest migration and trigeminal ganglion condensation. Dev. Neurobiol. 67 (1), 47-56 (2007).
  43. Osborne, N. J., Begbie, J., Chilton, J. K., Schmidt, H., Eickholt, B. J. Semaphorin/neuropilin signaling influences the positioning of migratory neural crest cells within the hindbrain region of the chick. Dev. Dyn. 232 (4), 939-949 (2005).
  44. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A., Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development. 127 (5), 1095-1104 (2000).
  45. Garcia-Lopez, R., Pombero, A., Martinez, S. Fate map of the chick embryo neural tube. Dev. Growth Differ. 51 (3), 145-165 (2009).
  46. Goldstein, A. M., Nagy, N. A bird's eye view of enteric nervous system development: lessons from the avian embryo. Pediatr. Res. 64 (4), 326-333 (2008).
  47. Le Douarin, N., Dieterlen-Lievre, F., Creuzet, S., Teillet, M. A. Quail-chick transplantations. Methods Cell. Biol. 87, 19-58 (2008).
  48. Wingate, R. J., Lumsden, A. Persistence of rhombomeric organisation in the postsegmental hindbrain. Development. 122 (7), 2143-2152 (1996).
  49. Karagenc, L., Sandikci, M. Tissue distribution of cells derived from the area opaca in heterospecific quail-chick blastodermal chimeras. J. Anat. 216 (1), 16-22 (2010).
  50. Teague, W. J., Jayanthi, N. V., Lear, P. V., Johnson, P. R. Foregut mesenchyme contributes cells to pancreatic acini during embryonic development in a chick-quail chimera model. Pediatr. Surg. Int. 21 (3), 138-142 (2005).
  51. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  52. He, L. Three different fates of cells migrating from somites into the limb bud. Anat. Embryol. (Berl). 207 (1), 29-34 (2003).
  53. Huang, R., Zhi, Q., Christ, B. The relationship between limb muscle and endothelial cells migrating from single somite. Anat. Embryol. (Berl). 206 (4), 283-289 (2003).
  54. Hidalgo-Sanchez, M., Simeone, A., Alvarado-Mallart, R. M. Fgf8 and Gbx2 induction concomitant with Otx2 repression is correlated with midbrain-hindbrain fate of caudal prosencephalon. Development. 126 (14), 3191-3203 (1999).
  55. Verberne, M. E., Gittenberger-de Groot, A. C., Poelmann, R. E. Lineage and development of the parasympathetic nervous system of the embryonic chick heart. Anat. Embryol. (Berl). 198 (3), 171-184 (1998).
  56. Burns, A. J., Douarin, N. M. The sacral neural crest contributes neurons and glia to the post-umbilical gut: spatiotemporal analysis of the development of the enteric nervous system. Development. 125 (21), 4335-4347 (1998).
  57. Debby-Brafman, A., Burstyn-Cohen, T., Klar, A., Kalcheim, C. F-Spondin, expressed in somite regions avoided by neural crest cells, mediates inhibition of distinct somite domains to neural crest migration. Neuron. 22 (3), 475-488 (1999).
  58. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Lens-derived Semaphorin3A regulates sensory innervation of the cornea. Dev. Biol. 306 (2), 750-759 (2007).
  59. Nakamura, H., Funahashi, J. Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation. Methods. 24 (1), 43-48 (2001).
  60. Chen, Y. X., Krull, C. E., Reneker, L. W. Targeted gene expression in the chicken eye by in ovo electroporation. Mol. Vis. 10, 874-883 (2004).
  61. Sato, F., Nakagawa, T., Ito, M., Kitagawa, Y., Hattori, M. A. Application of RNA interference to chicken embryos using small interfering RNA. J. Exp. Zool. A. Comp. Exp. Biol. 301 (10), 820-827 (2004).
  62. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell. Biol. 87, 59-74 (2008).
  63. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Dev. Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).
  64. Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bull. World Health Organ. 32 (1), 143-144 (1965).
  65. Le Douarin, N. M. A Feulgen-positive nucleolus. Exp. Cell. Res. 77 (1), 459-468 (1973).
  66. Feulgen, R., Rossenbeck, H. Mikroskopisch-chemischer Nachweis einer Nucleinsaure vom typus der Thymonucleinsiiure und die darauf beruhende elektive Faibung von Zellkemen in mikroskopischen Praparaten. Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 135, 203-252 (1924).
  67. Lwigale, P. Y., Conrad, G. W., Bronner-Fraser, M. Graded potential of neural crest to form cornea, sensory neurons and cartilage along the rostrocaudal axis. Development. 131 (9), 1979-1991 (2004).
  68. Weston, J. A. A radioautographic analysis of the migration and localization of trunk neural crest cells in the chick. Dev. Biol. 6, 279-310 (1963).
  69. Le Douarin, N. M., Kalcheim, C. The Neural Crest. , 2nd Ed, Cambridge University Press. (2009).
  70. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. The migration of neural crest cells to the wall of the digestive tract in avian embryo. J. Embryol. Exp. Morphol. 30 (1), 31-48 (1973).
  71. Douarin, N. M. L. e, Jotereau, F. V. Tracing of cells of the avian thymus through embryonic life in interspecific chimeras. J. Exp. Med. 142 (1), 17-40 (1975).
  72. Le Douarin, N. M., Renaud, D., Teillet, M. A., Le Douarin, G. H. Cholinergic differentiation of presumptive adrenergic neuroblasts in interspecific chimeras after heterotopic transplantations. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 72 (2), 728-732 (1975).
  73. Houssaint, E., Belo, M., Le Douarin, N. M. Investigations on cell lineage and tissue interactions in the developing bursa of Fabricius through interspecific chimeras. Dev. Biol. 53 (2), 250-264 (1976).
  74. Le Douarin, N. M., Jotereau, F. V., Houssaint, E., Belo, M. Ontogeny of the avian thymus and bursa of Fabricius studied in interspecific chimeras. Ann. Immunol. (Paris). 127 (6), 849-856 (1976).
  75. Fontaine, J., Le Douarin, N. M. Analysis of endoderm formation in the avian blastoderm by the use of quail-chick chimaeras. The problem of the neurectodermal origin of the cells of the APUD series. J. Embryol. Exp. Morphol. 41, 209-222 (1977).
  76. Narayanan, C. H., Narayanan, Y. On the origin of the ciliary ganglion in birds studied by the method of interspecific transplantation of embryonic brain regions between quail and chick. J. Embryol. Exp. Morphol. 47, 137-148 (1978).
  77. Lwigale, P. Y., Cressy, P. A., Bronner-Fraser, M. Corneal keratocytes retain neural crest progenitor cell properties. Dev. Biol. 288 (1), 284-293 (2005).
  78. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev. Biol. 239 (2), 323-337 (2001).
  79. Tanaka, H., Kinutani, M., Agata, A., Takashima, Y., Obata, K. Pathfinding during spinal tract formation in the chick-quail chimera analysed by species-specific monoclonal antibodies. Development. 110 (2), 565-571 (1990).

Tags

Neuroscience neuralkam chick vagtler kimære skæbne kort cellemigration celledifferentiering
Analyse af Neural Crest migrering og differentiering af Cross-arter Transplantation
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y.… More

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter