Summary
Postoperativ ileus (POI) är en komplikation av bukkirurgi leder till ökad sjuklighet och en långvarig sjukhusvistelse. Eftersom profylaktiska eller terapeutiska strategier saknas intensifierad forskning är nödvändig. Därför har vi etablerat ett standardiserat och genomförbar musmodell för att undersöka patofysiologin vid POI och studera potentiella terapeutiska alternativ.
Abstract
Inflammation i mag-tarmkanalen är en vanlig orsak till en mångfald humana sjukdomar. Djurförsök modeller är avgörande för att undersöka den komplexa cellulära och molekylära av intestinal patologi. Även tunica mucosa är ofta organ av intresse i många inflammatoriska sjukdomar, nya visade verk som muscularis extern (ME) är också en mycket immunkompetenta organ som hyser ett tätt nätverk av inhemska immunocyter. 1,2 Dessa verk utfördes i standardiserade modell av intestinal manipulation (IM) som leder till inflammation i tarmväggen, huvudsakligen begränsat till ME. Kliniskt denna inflammation leder till förlängd intestinal dysmotilitet, kallad postoperativ ileus (POI), som är en ofta förekommande och oundviklig komplikation efter bukoperation. 3 Inflammationen karaktäriseras av frisättning av proinflammatoriska mediatorer såsom IL-6 4 eller IL-1β eller hämmande signalsubstanser Liksom Nitric oxid (NO). 5 Därefter enorma antal immunocyter extravasera i ME, som domineras av polymorfonukleära neutrofiler (PMN) och monocyter och slutligen bibehålla POI. 2 varar dagar leder detta intestinal förlamning till en ökad risk för aspiration, bakteriell translokation och infektiösa komplikationer till sepsis och flera organsvikt och orsakar en stor ekonomisk belastning. 6
I detta manuskript visar vi den standardiserade modellen för IM och in vivo utvärdering av mag-tarmkanalen (GIT) och kolon transitering. Dessutom visar vi en metod för separation av mig från tunica mucosa följt av immunologisk analys, vilket är viktigt att skilja mellan de inflammatoriska reaktioner i dessa båda mycket immunoaktiva fack tarmväggen. Alla analyser är lätt att överföra till andra forskningsområden modeller påverkar gastrointestinal funktion.
Protocol
1. Djur
Man C57BL6 / J-möss med en genomsnittlig vikt av 25 g erhölls från Harlan Winkelmann (Borchen, Tyskland). Alla experiment utfördes i enlighet med den federala lagen om skydd av djur. Principerna för försöksdjur vård följdes. Djuren hölls på en 12-timmars ljus / mörker-cykel och försedd med kommersiellt tillgängligt gnagarfoder och kranvatten ad libitum. Djur bör hållas minst 7 dagar efter ankomsten ditt djur anläggning innan experiment. Observera att alla experiment lätt kan anpassas till råttor eller andra arter och med smärre ändringar till stora djurmodeller.
2. Operativ Förfarande
- Anestesi induceras och upprätthålls med isofluran (Abbott, Wiesbaden, Tyskland) i syre. Efter starten av anestesi plats djur i ryggläge och extremiteter fix med tejp (Leukosilk, Beiersdorf, Hamburg, Tyskland). Efter rakning och kirurgisk desinfektion av bukväggen en median laparotomi utförs på en längd av 2 cm. Ange bukhålan via ett snitt längs linea alba. Placera två sterila upprullningsdon att hålla magen öppen. Försiktigt eventerate tunntarmen till vänster och placera den på en våt gasväv.
- Evakuera hela tunntarmen luminala innehåll med två fuktiga och steril bomull applikatorer (krymplingar Neunkirchen, Tyskland) genom att samtidigt rulla applikatorn från pylorus till blindtarmen. VARNING: Undvik blödningar i tunntarmen vägg eller skador i tarmen fartyg. Sätt tarmen tillbaka in i peritoneala hålan utan att vrida att förhindra ischemi eller mekanisk obstruktion och stänga buksnitt användning av ett två skikt kontinuerligt 5/0 polyamid icke absorberbara suturer (Ethicon, Norderstedt, Tyskland).
3. Postoperativ vård
- Efter ingreppet placera djuret under en värmelampa, observing den tills den återhämtat sig från anestesi. Sätt musen tillbaka i sin bur och tillåta tillgång till vatten och föda. På grund av egenskapen av opioider för att påverka peristaltiken, utför vi perioperativ analgesi med NSAID (t.ex. metamizol) i dricksvattnet.
4. Funktionella studier 24 h efter IM
- Gastrointestinal Transit (GIT)
- Bedöva möss något med isofluran i syre 22,5 timmar efter IM. Försiktigt översträcka huvudet av musen och dra ut tungan med en trubbig pincett. Fyll en 1 ml spruta med minst 100 ^ fluoresceinmärkt dextran (FITC-dextran, 70.000 MW, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Tyskland), ansluter du den till en arteriell kateter (Vygon, Ecouen, Frankrike) och försiktigt föra in katetern som magsond i magen.
- Kortfattat injicera 100 pl FITC-dextran och dra ut katetern. Låt djuret vaken och vänta 90 minuter. Under denna tid möss har tillgång till mat eller vatten. </ Li>
- Förbered femton 2 ml snurrande rör och märka dem efter varandra.
- Euthanize möss 90 min efter sondmatning och avlägsna hela mag-tarmkanalen från mage till rektum. Placera tarmen på en polystyren dyna och undvika sträckning. CAVE: Det är viktigt att ta bort tarmen försiktigt för att undvika förskjutning av vätska FITC-dextran i den närliggande segmentet. För början kan det vara bra att använda klipp i början och slutet av varje segment.
- Mät fulla längden av tunntarmen och hela längden av kolon. Dela upp tunntarmen i 10 lika stora delar genom att fästa den ner till polystyren pad med kanyler. Dela upp kolon i 3 segment. Du har förberett 15 segment (mage # 1), tio lika stora tunntarmen segment (# 2-11), blindtarmen (# 12) och tre 3 lika stora kolon segment (# 13-15).
- Transekt tarmen vid de markerade positionerna, ta det med en pincett och spola dem en gång med 1,0 ml KHB i den tidigare framställda KHB containing 2,0 ml rör och skaka kraftigt under 20 sekunder. Magen och blindtarmen placeras direkt och skär i preparerade rören. Fyll dessa rör med 1,0 ml KHB, varigenom sköljning spår av luminala innehåll från saxen till rören.
- Centrifugera sonderna vid 12.000 ref under 5 minuter vid rumstemperatur i en bordscentrifug. Under centrifugeringen förbereder ytterligare 15 konsekutivt numrerade 1,5 ml rör.
- Överför de klara supernatanterna till den nya 1,5 ml rör och förvara i mörker vid 4 ° C tills analys (nästa steg). Sonderna kan lagras under flera dagar vid 4 ° C utan signifikant förlust av FITC signal. För längre förvaring lägga 0,09% Natrium-azid eller förvara vid <-18 ° C.
- Pipettera 100 | il duplets av supernatanterna på en svart 96-brunnars platta (Greiner Bio One, Frickenhausen, Tyskland). Pipett två 100 ul prov av KHB som tomt.
- Läs plattan i en fluorescens-läsare (Safire, Tecan, Crailsheim, Tyskland) och kvantifiera fluorescence vid 494 nm (absorption) / 521 nm (emission) våglängd. Subtrahera tomma värden från prover.
- Beräkna det geometriska centrum (GC) av FITC-dextran fördelning, som faktiskt är tyngdpunkten för distribution av markören, genom följande formel: GC = Σ (% av den totala fluorescerande signal per segment * segmentnummer) / 100
Obs: Genom att multiplicera procentandelen av fluorescens av varje segment med sitt segment nummer ett viktat medelvärde av fördelningen av markören i tarmen bedöms. Denna punkt är influerad av både distribution och sträcka som markör, men tar inget specifikt underliggande fördelningen. 7 Det beräknade GC värdet ofta presenteras i kombination med ett diagram som visar fördelningen av FITC dextran över mag-tarmkanalen (Figur 1A).
- Kolon Transit
- Möss bör vara svagt sövdes med isoflurane 2% i syre. VARNING: Se till att djuret kommer att vakna inom 40 sek.
- Noggrant undersöka kolon öppenhet genom att införa en fistel sond (metallstav, 2 mm i diameter) genom anus in i tjocktarmen.
- Använda fistel sonden driva en 2 mm glaskula 3 cm i tjocktarmen och dra ut sonden omedelbart. Placera musen på ett öppet bur och börja mäta tiden efter fistel sonden dras ut i tjocktarmen. Håll ett öga på musen och stoppa tiden direkt efter glaskulan blev utsöndras.
5. Histokemisk analys av isolerade ME Prover
- Midjejunal segment skärs från tarmen och nedsänktes i kallt KHB i en Sylgard-fyllda skålen.
- Tarmkäx är fäst till skålen med 0,2 mm insekter nålar (Fine Science Tools, Heidelberg, Tyskland).
- Skär upp segmentet längs dess mesenteriska gränsen och sträcka till ~ 120% av dess längd och bredd. Slutbehandla fixering med insekterstift på motsatt platsen för tarmkäxet. Skölj Sylgard skålen försiktigt med färsk iskall KHB, vilket spola alla luminala innehåll.
ME kan nu separeras mekaniskt från tunica mucosa från tarmkäxet. Under framställningen ersätta färska, kylda KHB flera gånger. - Separerad tunica mucosa kan chock frystes i flytande kväve för ytterligare analys eller kasseras.
- Fäst den isolerade mig hel fäste med 100% etanol i 10 min vid rumstemperatur.
Tvätta hela montera tre gånger med kyld KHB. Obs: andra fixativ (dvs. 4% formaldehyd, ättiksyra, aceton) kan också användas efter att ha testat dess förenlighet med den efterföljande analysen. - Me hela monteringar är redo för ytterligare histokemisk eller immunhistochemical färgning:
- Histokemi: myeloperoxidas (MPO) färgning
Infiltrerade PMNs kan undersökas genom följande MPO färgningsprotokollet.- Lös 10 mg Hanker Yates-reagens (Polyscience Europa, Eppelheim, Tyskland) i 10 ml KHB och tillsätt 100 pl 3% H 2 O 2. Bered lösningen nyligen omedelbart före användning och inte återanvända.
- Inkubera hela monteringar under 10 minuter vid rumstemperatur.
- Skölj prover mycket med kall KHB och inkubera under 10 min.
- Montera exemplar i vattenhaltigt monteringsmedium (Aquatek, Merck, Darmstadt, Tyskland) Efter torkning under 2 timmar analysera bilder på under ett ljusmikroskop.
- Räkna antalet celler i 5 slumpmässigt utvalda fält och beräkna som MPO positiva celler / mm 2.
- Immunhistokemisk färgning:
Därför att histokemiska MPO färgning kan immunohistokemiska färgningar av hela monteringar utföras. Principiellt kan dina etablerade immunohistokemisk färgning protokoll för cellodlingar eller vävnadsskivor lätt anpassas till en hel montera färgning. Emellertid optimera förfarandet för specifika antiorgan är rekommenderar starkt.- Skär exemplaren till 5 x 5 mm bitar och utför färgning i 2,0 ml runda rör botten centrifugrör i ~ 150 | il - 200 pl antikroppslösning.
- Fixering och blockerande procedur (dvs. 3% BSA i PBS under 1 timme vid rumstemperatur) kan utföras i "Sylgard skålen".
- Tvättningssteg i PBS eller andra buffertar kan utföras i 12-brunnsplattor.
- Överför. Prover försiktigt med en vass tång mellan färgning rör och tvätt plattor.
- Efter den sista tvättningen Förfarande Montera prover i anti-fading monteringsmedium med täckglas och analysera med en fluorescerande mikroskop.
6. Organkultur av ME
- Hela tunntarmen resekterades 24 timmar efter IM och placerades i kall KHB innehållande 200 U / ml penicillin G och 100 pg / ml streptomycin (KHB + P / S).
- Skär tarmen i 3 cm längder och stift varje segment ner till en Sylgard innehåller glass skålen.
- Ta bort tarmkäxet med fina sax och halka tarmen på en strumpsticka.
- Försiktigt incise det mig med en skarp pincett och skala bort det från submukosa med en fuktig bomull applikator. Tunica mucosa kvar på strumpsticka och kan vara snabbfrystes för vidare undersökning. ME samlas i kallt KHB + P / S.
- Skär de isolerade ME remsorna i små bitar av 2 till 4 mm längd och inkubera det i iskall KHB + P / S för en halvtimme och skölj provet flera gånger.
- Överför ca 50-60 mg MIG (minst hälften ME av en liten tarm) i en steril 24-brunnars platta innehållande 500 | il Dulbeccos s modifierade Eagle-medium (DMEM).
- Inkubera vid 37 ° C och 5% CO 2 för ytterligare 24 timmar.
- Inspektera cellkulturer för bakteriell eller svamp kontaminering under ett mikroskop.
- Samla supernatanten, snurra ner för 5 min vid 1.000 rcf och snap frysa i flytande kväve. Samtidigt blot torka Muscle vävnad på en ren vävnad under 30 sek och vikt.
- Supernatanter kan användas för efterföljande analys av frigjorda cytokiner (IL-6) genom ELISA eller andra metaboliter (dvs. nitrit) i supernatanten genom att följa tillverkarens instruktioner.
- Normalisera uppmätta koncentrationerna per vikt av ME vävnad.
7. Representativa resultat
- Funktionella studier
Den viktigaste parametern för att utvärdera graden av POI är en undersökning av GIT in vivo. Figur 1A visar ett typisk fördelning av FITC dextran längs mag-tarmkanalen i obehandlade kontroller och intestinalt manipuleras möss 24 timmar efter operation. "Skenopererade" djur uppvisade en normal GIT med en beräknad geometriska centrum (GC) i blindtarmen medan IM lett till en betydande försening av GIT i den proximala jejunum (Figur 1B)
Motilitet i kolon var separat fokuserad på genom mätning av bollen utsöndring tiden oFA 2 mm glaskula. Skenopererade möss visar en utsöndring tid av 48 till 200 sek, medan IM ledde till en förlängd utsöndring tid mellan 470 till 775 sek (figur 1C). - Morfologiska studier
För att beskriva det inflammatoriska sträcker inom mig flera fenotyper av leukocyter kan analyseras med histokemi eller immunohistokemi. I figur 2A + B en låg förekomst av PMN i "skenopererade" djur iakttogs (39 ± 7 celler / mm 2). IM av tunntarmen ledde till en stark PMN-infiltrering (660 ± 86 celler / mm 2) jämfört med skenopererade möss - ME organkultur
Många inflammatoriska mediatorer befriade från celler är svåra att upptäcka i vävnad lysat. Organ kulturer kan upptäcka befriade medlare i kultursupernatanten. En representativ medlare i POI är NEJ, vilket är lika viktigt inhibitoriska neurotransmittorn i mag-tarmkanalen. 5
NEJ kunde inte detekteras i ME orgel kulturtida supernatanter av oanvänd kontrolldjur (5 ± 6 M / 24 tim / mg vävnad). I skenopererade (laparotomi) möss basala NO nivåer av 53 ± 36 pm / 24 tim / mg vävnad observerades. ME kulturer av intestinalt manipulerade (skördade 24 timmar efter operationen) möss producerar betydligt mer NO (2254 ± 853 M / 24 tim / mg vävnad) under 24 timmar ME organkultur (Figur 3).
Figur 1. Effekt av IM på GIT (A + B) och kolon transitering (C) GIT mätt som procent av icke-absorberbara fluorescein-märkt dextran i 15 mag-segment mage (Sto), tunntarmen (SI 1-9 ), blindtarmen (CEC), och kolon (Co) -90 min efter oralt intag. Kolon transitering mättes som tiden från att dra ut sonden fistel tills utsöndring av en 2 mm glaspärla. (A) Gastrointestinal fördelning av fluoresceinisotiocyanat-dextran efter simulerad operation eller IM. I skenopererade djur mesta av markören är belägen i blindtarmen eller proximala kolon jämfört med proximal jejunal läge i manipulerade djur. Prickade linjer indikerar beräknat GC. (B) Beräkning av GC visade en förlängd mag-tarmkanalen efter IM. (C) Kolon transittid visade en signifikant fördröjning i IM möss jämfört med skenopererade djur. GC för de 15 intestinala segment visas som medelvärde (n = 5). Kolon transittider visades menar med alla enskilda värden (n = 6). *** = P <0,001, Students t-test.
Figur 2. Detektion av MPO-positiva celler i tunntarmen ME. (A) ME hela monteringar färgades med Hanker Yates reagens för detektion av MPO positiv PMN 24 timmar efter laparotomi (bluff) eller IM förfarande. (B) Kvantifiering av MPO positiva cellen inom 5 slumpmässigt utvalda fält per mus. n = 6 animals per grupp. *** = P <0,001, Students t-test.
Figur 3. NO-produktion i odlingssupernatanterna av mig. Muscle prover från oanvänd kontroller, som drivs bluff och IM möss togs 24 timmar postoperativt och odlades under 24 timmar. Obehandlade möss visade endast en mycket låg basal produktion av NO. Efter laparotomi NEJ befrielsen ökar utan att mäta signifikanta skillnader mellan kontrollgruppen och skenopererade möss. 24 timmar efter IM NO-produktion dramatiskt ökat jämfört med obehandlade eller skenopererade möss. n = 5 djur per grupp. *** = P <0,001, 1-vägs ANOVA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En jämförande studie analyserar olika IM (tunntarmen eventration i 10 min kontra försiktigt inspektion av tunntarmen med två bomull applikatorer kontra IM med evakuering av tunntarmen innehåll i blindtarmen) visade ett samband mellan graden av kirurgisk manipulation och POI. Jämfört med de andra grupperna IM visade det högsta beloppet av leukocyter i ME (PNMs, makrofager och mastceller) resulterar i långvarig och svår POI. 8.
Vid fastställande av modellen för IM, standardiserade drift och styrka tarm manipulation är viktiga steg. Vidröra tarmkäxet under denna procedur måste undvikas för att förhindra blödningar. Otillräcklig styrka under IM kommer att resultera i en brist på tunntarmen buk. IM teknik och styrka varierar mellan olika kirurger kan resulterar i betydande variationer i POI händelse. Samma operatör ska manipulera alla djur i ett experiment.
Analysera GIT och kolon transit in vivo är kritisk och måste utföras noggrant. Varje djur bör hållas under förfarandet i mörka burar och ett tyst rum. Djur bör hållas minst 7 dagar efter ankomsten till djuret möjlighet att adept för miljön (mat, vatten, rum, ljus mörka cykler, immunologiska förhållanden). Mätning av både, GIT och kolon transitering, tillåter en också att skilja mellan tarminflammation och förlamning i behandlade och icke-behandlade områden. 9 En annan sofistikerad metod för in vivo motilitet inspelningar i vakna gnagare har beskrivits av Konigsrainer et al. 10 användning töjningsmätare givare placerade på magen, jejunum och kolon. Den stora fördelen med denna metod är att motilitet störningar kan undersökas oberoende och kontinuerligt i olika delar av mag-tarmkanalen i samma djur på varandra följande dagar. Emellertid produktionen av strain mätare givare och nödvändig funktion att implantera dem utarbeta jämfört med GIT.
I POI är spridningen av intestinal förlamning som kallas mag fälteffekt. 11 En tidigare arbete i vår grupp visar med hjälp av föreliggande förfaranden som immunocyter från intestinalt manipulerade tunntarmen sprida den obehandlade kolon. 12
Det kirurgiska ingreppet bör inte leda till någon död eller större komplikation (som blödning eller peritonit). Mätning av GIT och PMN infiltrat i mig hela monteringar visar att IM är en mycket reproducerbar och genomförbar modell för att framkalla POI i gnagare.
Fixering och myeloperoxidas färgning måste utföras direkt efter organskörd. Längre lagring av proverna i vattenhaltig buffert resulterar i eluering av myeloperoxidas från vävnaden.
Mätning av kväveoxid är ett exempel på migdiator frigivning från orgel kulturer: Som visat tidigare intestinal manipulation resulterade i en uppreglering av iNOS i makrofager av ME leder till en överdriven frisättning av NO och tarm dysmotilitet 5 Genom att mäta koncentrationen av NO i supernatanten av odlade ME ett uttalande om. inflammatorisk omfattning eller effekten av läkemedel är möjlig. Flera andra molekyler (IL-6, TNF-alfa etc) kan lätt undersökas i supernatanterna från odlad vävnad från klassisk ELISA eller metoder multiplexa som Luminex Multiplex Immunoassay 13 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA).
Sammanfattningsvis är IM en pålitlig och värdefull modell inducerande tarminflammation och efterföljande störningar rörlighet. Den enkla mekaniska separationen av mig och tunica mucosa möjligt för forskare att skilja mellan effekten i båda avdelningarna tarmväggen, som är av stort intresse eftersom den intestinala ME har visat sig vara en mycket immunologisk aktiv vävnad. In vivo analys av GIT och kolon transitering har utvecklats som guld standarder i detektion och kvantifiering av intestinal motilitet störningar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Inga intressekonflikter deklareras.
Acknowledgments
Detta arbete har finansierats med bidrag från Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) och BONFOR (O-112,0040).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ethilon 5/0 | Ethicon | 1666H | |
| Cotton applicators | MaiMed | 71010 | |
| arterial catheter | Vygon | 115-798 | |
| 96 well plate (black) | Greiner Bio One | 655096 | |
| glass ball (2 mm diameter) | Worf | available on request | |
| Insect pins | Fine Science Tools | 26000-25 | |
| Hanker Yates Reagent | Polyscience | 560694 | |
| Aquatek | Merck | HC109850 | |
| DMEM | Lonza | BE12-604 F | |
| FITC-dextran (MW 70000) | Sigma Aldrich | 46945-500MG-F |
References
- Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents. Gut. 56, 176-185 (2007).
- Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation. J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).
- Kehlet, H. Postoperative ileus. Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).
- Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress. Surgery. 137, 436-446 (2005).
- Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents. Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).
- Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States. J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).
- Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).
- Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus. Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).
- Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice. Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).
- Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis. Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).
- Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility. Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).
- Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat. Med. , (2010).
- Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus. Gut. 58, 648-660 (2009).
