Summary

Snelle Colorimetrische Testen om kwalitatief onderscheid RNA en DNA in Biomoleculaire Monsters

Published: February 04, 2013
doi:

Summary

Een reeks colorimetrische testen beschreven voor het snel onderscheiden eiwitten, RNA, DNA, en opnieuw in ducing suikers mogelijk heterogene biomoleculaire monsters.

Abstract

Biochemische experimenten vereist doorgaans nauwkeurige kennis in een vroeg stadium van het nucleïnezuur, eiwit en andere biomoleculaire componenten mogelijk heterogene monsters. Nucleïnezuren kan worden gedetecteerd via verscheidene erkende benaderingen, waaronder analysemethoden die spectrofotometrische (bijvoorbeeld A 260), fluorometrische (bijvoorbeeld binding van fluorescerende kleurstoffen) of colorimetrische (nucleoside-specifieke chromogene chemische reacties). Een Hoewel het niet gemakkelijk onderscheiden RNA uit DNA, de A 260 / A 280 verhouding wordt meestal gebruikt, omdat het een eenvoudige en snelle 2 evaluatie van de relatieve gehalte aan nucleïnezuur dat voornamelijk absorbeert nabij 260 nm en eiwitten, die absorbeert vooral nabij 280 nm. Ratio <0,8 worden als indicatie 'pure' eiwit specimens, terwijl zuivere nucleïnezuur (NA) wordt gekenmerkt door verhoudingen> 1,5 3.

However zijn er nog gevallen waarin het eiwit / NA inhoud kan niet zo duidelijk of betrouwbaar afgeleid van eenvoudige UV-VIS spectrofotometrische metingen. Bijvoorbeeld (i) monsters kunnen een of meer eiwitten die relatief vrij van de aromatische aminozuren die verantwoordelijk zijn voor absorptie bij ≈ 280 nm (Trp, Tyr, Phe), zoals het geval is met enkele kleine RNA-bindende eiwitten en (ii) monsters vertonen tussenproduct A 260 / A 280 verhoudingen (~ 0.8 <~ 1.5), waarbij het ​​eiwit / NA inhoud veel minder duidelijk en zelfs tijdens een hoge affiniteit associatie tussen het eiwit en NA componenten. Voor dergelijke situaties beschrijven we hierin een reeks colorimetrische testen snel onderscheiden RNA, DNA en reducerende suikers in een potentieel mengmonster van biomoleculen. De methoden steunen op het verschil in gevoeligheid van pentosen en andere koolhydraten Benedictus, Bial's (orcinol), en Dische's (difenylamine) reagentia, de gestroomlijnde protocollen kan comafgerond in enkele minuten, zonder extra stappen van het moeten de componenten isoleren. De assays kunnen worden uitgevoerd in parallel te maken tussen RNA en DNA, en de aanwezigheid van vrije reducerende suikers zoals glucose, fructose, en ribose (figuur 1).

Introduction

Veel van celbiologie gebeurt via moleculaire interacties van DNA en RNA. 4 Deze natuurlijk voorkomende nucleïnezuren (NA) met elkaar, 5 eiwitten, 6 en met een groot aantal kleine molecule verbindingen en liganden in vivo (bijvoorbeeld tweewaardige kationen 7). De interacties kan van korte of lange duur (kinetisch), kan variëren van hoog tot matig tot lage affiniteit (thermodynamische sterkte), en kan aanzienlijke variatie vertonen ook in chemische eigenschappen en specificiteit – sommige verenigingen zijn vrij specifiek (bv DNA · · · transcriptiefactoren, RNA · · · splicing factoren), terwijl andere interacties zijn noodzakelijkerwijs veel meer generiek (bv DNA · · · bacteriële histon-achtige HU eiwitten 8). Niet-specifieke interacties met NAS kan praktische gevolgen hebben voor in-vitro-experimenten met mengsels van biomolecules, aangezien het mogelijk en zelfs waarschijnlijk dat sommige NAs zal associëren met biomoleculen plaats, althans onder een deel van de experimentele omstandigheden gebruikt (ionsterkte, pH, enz.).

Beschouw bijvoorbeeld de productie van een eiwit van interesse (POI) via heterologe over-expressie van het recombinant eiwit in Escherichia coli celcultuur; dergelijke procedure wordt routinematig uitgevoerd in vrijwel elke structurele biologie lab 9 In voorbereiding op verdere experimenten dergelijke. als biochemische / biofysische karakterisering, kristallisatie, enz. eerste pogingen algemeen gericht op het verkrijgen van een voldoende hoeveelheid van de POI in zo zuiver mogelijke vorm, idealiter als een chemisch homogene en biofysisch monodisperse specimen. Na onderbreking van de gastheercellen, de vroege stadia van een typische zuivering workflow doel de POI isoleren van E. coli eiwitten, nucleïnezuren, celwand puinen andere onderdelen van het cellulaire lysaat. Echter, gastheer NA kan samenwerken zuiveren met de POI voor verschillende fysisch-chemische redenen – een zeer basic POI kan niet-specifiek pull-down gastheer DNA / RNA, de POI kan een generieke NA-bindende activiteit (bijvoorbeeld de eerder genoemde HU); de POI kan een vrij specifieke NA-bindingseiwit maar vertonen kruisreactiviteit met gastheer RNA of DNA zijn; ontvangende NA kan interageren met een chromatografiematrix en daardoor eenvoudig co-elueren met de POI, enzovoort. Willekeurige, hoge affiniteit binden van gastheer NA naar een POI kan vormen een vervelend probleem, omdat de NA onzuiverheden zal waarschijnlijk interfereren met downstream-experimenten (bijv. fluorescentie anisotropie testen van POI • RNA binding 10). U kunt ook onverwachte POI · · · NA verenigingen kunnen ook toevallig worden bekeken, als dergelijke interacties verlichten de POI's nucleïnezuur-bindend vermogen. Hoe dan ook, of NA zijn belangrijke componenten of verontreinigingen, moet men eerst kwantificeren enidentificeren type (DNA, RNA) van co-zuivering NAs in voorbereiding downstream experimenten.

Aantal analysemethoden aanwezig voor het detecteren en kwantificeren NAs in een monster. De meeste beschikbare methoden fundamenteel of spectrofotometrische (bijvoorbeeld A 260 absorptiewaarden en A 260 / A 280 verhoudingen), fluorometrische (bijvoorbeeld binding van thiazool oranje of andere fluorescerende kleurstoffen NA) of colorimetrische (gevoeligheid van nucleosiden om chemische reacties dit rendement chromoforen absorberen in het UV-VIS gebied van het elektromagnetische spectrum), zoals onlangs beschreven door De Mey et al. 1. echter de cruciale stap van het identificeren van het type polynucleotide RNA of DNA valt buiten het bestek van veel van deze kwantificering benaderingen. Hier geven we een reeks colorimetrische testen snel de soorten NA componenten identificeren in een eiwit monster.

De protocollen die hier beschreven ceen efficiënt worden uitgevoerd zonder extra stappen van het isoleren mogelijke NA onzuiverheden en afhankelijk assay Benedict voor reducerende suikers 11 de orcinol assay voor pentoses 12,13, 14,15 en difenylamine reacties van 2'-deoxypentoses (figuren 1 en 2) . De Benedict's test (figuur 2a) gebruikt het vermogen van de lineaire, open keten (aldehyde) vorm van een aldose suiker Cu 2 verlagen +, met gelijktijdige oxidatie van carbonyl de suiker om een carboxylaat groep en productie van Cu 2 O als onoplosbare rood neerslag. Deze reactie positief testen vrije reducerende suikers zoals aldoses en ketoses (die converteren naar de overeenkomstige aldosen via enediol tussenproducten), maar niet met pentose suikers die zijn opgesloten in cyclische vorm als deel van het covalente ruggengraat van een DNA of RNA polynucleotide. Door de minimalistische vereiste van een vrije hemiacetal functionaliteit andere compounds die kunnen positief testen bij deze assay – en dus als potentieel interfererende – onder α-hydroxy-ketonen en korte oligosaccharides (bijvoorbeeld de disaccharide maltose). Zowel de Bial de orcinol (Figuur 2b) en Dische de difenylamine (figuur 2c) reacties zijn gebaseerd op initiële vernietiging van de polynucleotide backbone, via depurinering van de nucleoside en verder zuur of base gekatalyseerde hydrolyse van de ouder nucleotiden aan furan-2 oplevert -carbaldehyde (furfural) derivaten, die derivaten vervolgens reageren met ofwel een polyhydroxy fenol zoals orcinol (Bial's) of difenylamine (Dische's) reagentia gekleurde condensatieproducten van veelal onbekende chemische structuur. De DNA versus RNA specificiteit van de assay Dische komt voort uit het feit dat de pentose suiker moet 2'-zuurstofarme om gevoelig voor oxidatie zijn om ω-hydroxylevulinyl aldehyde, die verder reageert met difenylamineonder zure omstandigheden om een heldere blauwe condensaat (2c figuur) op te leveren. Met de gestroomlijnde protocollen beschreven, hebben we gevonden dat deze suiker-specifieke colorimetrische reacties kunnen maken tussen RNA en DNA, en ook de aanwezigheid van vrije reducerende suikers zoals glucose, fructose, ribose of in een biomoleculaire monster.

Protocol

1. Benedictus Test voor reducerende suikers Bereid een hoeveelheid reagens Benedict's – 940 mM watervrij natriumcarbonaat, 588 mM natriumcitraat dihydraat, 68 mM koper (II) sulfaat pentahydraat. Dit reagens kan worden opgeslagen bij kamertemperatuur (RT) gedurende ten minste zes maanden geen merkbare reactiviteit. De bovenstaande reagens is 6x. Zo 600 pi reacties, 100 pi reagens Benedict om een schone 1,5 ml microcentrifugebuis (bijvoorbeeld Eppendorf merk) per monster worden getest. </…

Representative Results

Resultaten worden getoond in figuur 3 voor toepassing van deze colorimetrische testen bekende referentieverbindingen. Representatieve kwalitatieve gegevens weergegeven voor de Benedict's (a), orcinol (b) Bial, en Dische de difenylamine (c) assays en standaard curves voor deze drie assays worden getoond in Figuur 4. In panelen 3 (ac), de linker panelen tonen positieve / negatieve controle experimenten met geschikte reactieve / reactief analyten; deze visuele resultaten worden getoond…

Discussion

De colorimetrische testen hier gepresenteerde bieden een eenvoudige benadering snel de chemische aard van biomoleculaire mengsels, zoals worden aangetroffen bij het zuiveren van eiwitten, RNA's of complexen van gehele cellysaat in voorbereiding op verdere studies. Als structurele biologie streeft meer native-achtige samenstellingen, geleidelijk grotere uitdagingen, zoals de voorbeelden heterogeniteit, zullen worden als gevolg van de ingewikkelde en multi-component complexen. Supramoleculaire samenstellingen zi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gefinancierd door de Universiteit van Virginia en de Jeffress Memorial Trust (J-971). Wij danken L. Columbus, K. Jain, en P. Randolph voor nuttige discussies en kritische lezing van het manuscript.

Materials

Reagent or equipment Supplier/company Catalog number Comments, notes
Anhydrous sodium carbonate Fisher Scientific S263  
Sodium citrate dihydrate Sigma S-4641  
Copper (II) sulfate pentahydrate VWR VW3312-2  
Orcinol monohydrate Sigma-Aldrich O1875  
Concentrated HCl VWR BDH3030  
Ferric chloride hexahydrate Sigma F-2877  
Diphenylamine Aldrich 112763  
Glacial acetic acid Fisher Scientific A28  
Sulfuric acid Sigma-Aldrich 258105  
Ethanol Koptec V1101  
Ribose Sigma R-7500 prep at 1% w/v in H2O
Ribonucleic acid from baker’s yeast (S. cerevisiae) Sigma R6750 prep at 10 mg/ml in H2O; store at -20 °C
Deoxyribonucleic acid (sodium salt), from calf thymus Sigma D1501 prep at 10 mg/ml in H2O; store at 4 °C
     

Reagents, Equipment & Safety

Materials are listed in the following table in the order in which they appear in the Protocol section. Unless otherwise noted (above), all reagents can be stored at ambient room temperature and lighting. For any items not listed below (e.g., microcentrifuge tubes), the usual make / model / variety found in a standard biochemical laboratory can be used (e.g., Eppendorf brand 1.5 ml microfuge tubes). Standard plastic microfuge tubes should be used for steps involving centrifugation (e.g., to sediment particulate material near the end of each protocol). No particular material is preferable, as long as the tubes can be sealed; the typical polypropylene tubes found in biochemistry laboratories work well. In terms of safety concerns and waste disposal, standard laboratory precautions (safety glasses, fume hoods) should be exercised in pre-paring, working with, and disposing of solutions containing concentrated acetic, hydrochloric, or sulfuric acids. For organic reagents such as orcinol or diphenylamine, nitrile gloves are preferable to the common latex (natural rubber) variety.

References

  1. De Mey, M., et al. Comparison of DNA and RNA quantification methods suitable for parameter estimation in metabolic modeling of microorganisms. Anal. Biochem. 353, 198-203 (2006).
  2. Desjardins, P., Conklin, D. NanoDrop Microvolume Quantitation of Nucleic Acids. J. Vis. Exp. (45), e2565 (2010).
  3. Ausubel, F. M. . Short Protocols in Molecular Biology: A Compendium of Methods from Current Protocols in Molecular Biology. , (1999).
  4. Voet, D., Voet, J. G. . Biochemistry. , (2011).
  5. Adams, R. L. P., Knowler, J. T., Leader, D. P. . The Biochemistry of the Nucleic Acids. , (1986).
  6. Rice, P. A., Correll, C. C. . Protein-nucleic acid interactions: Structural biology. , (2008).
  7. Bowman, J. C., Lenz, T. K., Hud, N. V., Williams, L. D. Cations in charge: Magnesium ions in RNA folding and catalysis. Curr. Opin. Struct. Biol. , (2012).
  8. Balandina, A., Kamashev, D., Rouviere-Yaniv, J. The bacterial histone-like protein HU specifically recognizes similar structures in all nucleic acids. DNA, RNA, and their hybrids. J. Biol. Chem. 277, 27622-27628 (1074).
  9. Graslund, S., et al. Protein production and purification. Nat. Methods. 5, 135-146 (2008).
  10. Pagano, J. M., Clingman, C. C., Ryder, S. P. Quantitative approaches to monitor protein-nucleic acid interactions using fluorescent probes. RNA. 17, 14-20 (2011).
  11. Benedict, S. R. A reagent for the detection of reducing sugars. J. Biol. Chem. 277, e5 (1908).
  12. Endo, Y. A simultaneous estimation method of DNA and RNA by the orcinol reaction and a study on the reaction mechanism. J. Biochem. 67, 629-633 (1970).
  13. Almog, R., Shirey, T. L. A modified orcinol test for the specific determination of RNA. Anal. Biochem. 91, 130-137 (1978).
  14. Dische, Z. New color reactions for determination of sugars in polysaccharides. Methods Biochem. Anal. 2, 313-358 (1955).
  15. Burton, K. A study of the conditions and mechanism of the diphenylamine reaction for the colorimetric estimation of deoxyribonucleic acid. Biochemical Journal. 62, 315-323 (1956).
  16. Vogel, J., Luisi, B. F. Hfq and its constellation of RNA. Nat. Rev. Microbiol. 9, 578-589 (2011).
  17. Deckert, J., et al. Protein composition and electron microscopy structure of affinity-purified human spliceosomal B complexes isolated under physiological conditions. Mol. Cell Biol. 26, 5528-5543 (2006).
  18. Stevens, S. W., et al. Composition and functional characterization of the yeast spliceosomal penta-snRNP. Mol. Cell. 9, 31-44 (2002).
  19. Sapan, C. V., Lundblad, R. L., Price, N. C. Colorimetric protein assay techniques. Biotechnol. Appl. Biochem. 29 (Pt. 2), 99-108 (1999).
  20. Chomczynski, P., Sacchi, N. The single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction: twenty-something years on. Nat. Protoc. 1, 581-585 (2006).

Play Video

Cite This Article
Patterson, J., Mura, C. Rapid Colorimetric Assays to Qualitatively Distinguish RNA and DNA in Biomolecular Samples. J. Vis. Exp. (72), e50225, doi:10.3791/50225 (2013).

View Video