Luchtpijpintubatie in Muizen<em> Via</em> Directe laryngoscopie behulp van een otoscoop
Summary
We hebben een eenvoudige, betrouwbare en relatief goedkope methode voor endotracheale intubatie bij muizen via directe laryngoscopie behulp van een otoscoop met een 2,0 mm speculum ontwikkeld. Deze techniek is atraumatische en kan worden gebruikt voor herhaalde metingen in chronische experimenten. We vinden het superieur aan tracheostomie of eerder gerapporteerde niet-chirurgische technieken.
Abstract
Muizen, zowel wildtype en transgene, zijn de belangrijkste model van zoogdieren in het biomedisch onderzoek op dit moment. Intubatie en mechanische ventilatie noodzakelijk zijn voor de hele dierproeven dat een operatie noodzakelijk onder diepe narcose of metingen van de longfunctie. Tracheostomie is de standaard voor het intuberen van de luchtwegen in deze muizen aan mechanische ventilatie geweest. Orotracheale intubatie is gerapporteerd maar niet met succes gebruikt in veel studies door de aanzienlijke technische moeilijkheden of een eis voor zeer gespecialiseerde en dure apparatuur. Hier beschrijven we een techniek van directe laryngoscopie behulp van een otoscoop voorzien van een 2,0 mm speculum en het gebruik van een 20 G intraveneuze katheter als een endotracheale tube. We hebben deze techniek op grote schaal gebruikt en betrouwbaar intuberen en gedrag nauwkeurige evaluaties van de longfunctie bij muizen. Deze techniek heeft bewezen veilig, met in wezen geen dierlijke verlies in ervaren handen. Bovendien is deze techniekkan worden gebruikt voor herhaalde studies van muizen bij chronische modellen.
Introduction
Het laboratorium muis vrijwel verdrongen alle soorten als de voornaamste zoogdiermodel van biologie en pathobiology. Het laboratorium muis is de kleinste soort zoogdier, dat is duidelijk en uitvoerig aangetoond van waarde als een model van menselijke ziekte te zijn en heeft bewezen van onschatbare waarde in de vooruitgang van ons begrip van de menselijke biologie en ziekte. De korte draagtijd tijd en aanzienlijk lagere kosten heeft geleid tot de ontwikkeling en de studie van nul en transgene muizen als een alledaags instrument in biomedisch onderzoek. Echter, de grootte van de gemiddelde laboratoriummuis (20-25 g) hun studie beperkt fysiologisch of chirurgisch gebaseerde studies en bijgevolg sommige onderzoekers bestuderen groter zoogdiersoort. Een belemmering voor het gebruik van muizen in deze onderzoeken is de moeilijkheid met intubatie technieken die fysiologische metingen of uitgebreide chirurgische ingrepen onder diepe narcose zou toestaan. Tracheostomie 1 is gebruikt als standaard technique plaats van intubatie vanwege de grotere gemak van het uitvoeren van deze techniek en bescheiden vaardigheid vereist. Echter, tracheostomie is niet bevorderlijk voor chronische of herstel operatie studies; dus is beperkt tot acute experimenten. Tracheostomie kan ook een verstorende variabele in onderzoek waarin ontsteking of gevoelige fysiologische reflexen zijn belangrijk.
Ons laboratorium heeft de meeste beschreven door andere onderzoekers technieken geprobeerd en vonden ze ontoereikend voor een verscheidenheid van redenen. Tracheostomie is te traumatisch en induceert bloeden en luchtwegontsteking. Veel problematischer is dat het niet haalbaar kan worden herhaald. Veel relatief niet-invasieve technieken die een bescheiden investering in apparatuur vereist is, zijn niet voldoende betrouwbaar. Andere technieken vereisen dure apparatuur die is moeilijk te rechtvaardigen zonder te weten of de apparatuur werkt in een specifieke toepassing. Dus zochten we naar een niet-traumatische techniek die nodig is niet meer t ontwikkelenhan een bescheiden investering in gespecialiseerde apparatuur kan snel worden bereikt en betrouwbaar kan worden herhaald bij chronische modellen, en kunnen worden gebruikt in grote aantallen dieren. Hier beschrijven we een dergelijke techniek.
Protocol
Representative Results
Discussion
In dit rapport beschrijven we een eenvoudige, betrouwbare techniek om muizen die traumatische en kan herhaaldelijk worden gebruikt in hetzelfde dier intuberen. Deze techniek kan worden bereikt met eenvoudige laboratorium of medische apparatuur die kan worden gekocht voor een bescheiden bedrag. De techniek van directe laryngoscopie, oorspronkelijk beschreven door Hastings en collega 4 kan ook worden gebruikt voor verschillende doeleinden, maar vooral teststoffen nauwkeurig leveren aan de onderste luchtwe…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Een Merit Grant van het Department of Veteran Affairs en een T32-HL098062 subsidie van de NHLBI van de National Institutes of Health hebben dit werk ondersteund. Wij willen zeer erkentelijk voor het advies van Randolph H. Hastings, MD, Ph.D. en het advies en de ondersteuning van de Veterinary Medical Unit van de San Diego VA Healthcare System.
Materials
| Operating Otoscope Head | Welch Allyn | 21700 | $188.98 |
| Otoscope Handle | Welch Allyn | 71000 | $112.20 |
| Reuseable Speculum | Welch Allyn | 22002 | $ 3.98 |
| Fine Forceps | Miltex | 18-779 | $107.18 |
| Small clamp stand to hold otoscope | |||
| Optional Equipment | |||
| Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) | Summit Medical | $3,000 | |
| Flexivent (Animal Ventilator) | SCIREQ | $35,000 | |
| Supplies | |||
| Intravenous catheter (20 ga x 1 inch) | BD | 381233 | $ 9.62 |
| Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft | Intramedic, Clay-Adams | 427401 | $115.70 |
| Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) | Butler | 23061 | $10.00 |
| Xylazine (100 ml bottle) | Vedco | 24105 | $20.00 |
| Isoflurane (250 ml bottle) | $15.00 | ||
| vecuronium bromide 10 mg/10 ml | Pfizer | NDC 0069-0094-01 | $15.00 |
References
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
- Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
- Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
- Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
- Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
- Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
- De Vleeschauwer, S. p. I., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
- Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).
