Summary
En ny strategi som kombinerar intraokulär transplantation och konfokalmikroskopi möjliggör longitudinell, icke-invasiv realtid avbildning med encelliga upplösning inom ympade vävnad
Abstract
Intravital avbildning har blivit ett oumbärligt verktyg i biologisk forskning. I processen har många avbildningstekniker utvecklats för att studera olika biologiska processer i djur icke-invasivt. Dock är en stor teknisk begränsning i befintliga intravital avbildningsmetoder oförmågan att kombinera icke-invasiv, längsgående avbildning med encelliga upplösning kapacitet. Vi visar här hur transplantation till den främre kammaren i ögat kringgår sådana betydande begränsning som erbjuder en mångsidig experimentell plattform som möjliggör icke-invasiv, längsgående avbildning med cellulär upplösning in vivo. Vi visar transplantationen förfarandet i mus och ger representativa resultat med användning av en modell med klinisk relevans, nämligen pankreasö transplantation. Förutom att möjliggöra direkt visualisering i olika vävnader transplanteras in i den främre kammaren i ögat, ger detta tillvägagångssätt en plattform för att screen droger genom att utföra en långsiktig uppföljning och övervakning i målvävnader. På grund av sin mångsidighet, vävnad / celltransplantation i den främre kammaren i ögat inte bara gynnar transplantation behandlingar sträcker den till andra in vivo-applikationer för att studera fysiologiska och patofysiologiska processer såsom signaltransduktion och cancer eller autoimmun sjukdom utvecklas.
Introduction
Framsteg inom intravital mikroskopi har visat fysiologiska fenomen inte förutsägas med in vitro-studier 1. Detta belyser utmaningen att omvandla resultat som erhållits genom konventionell in vitro-metoder i levande djur. Under det senaste decenniet har visualisering av vävnader i levande djur avsevärt förbättras genom tekniska framsteg i avbildningsmetoder 2, 3, 4, 5, 6. Detta har lett till en behovet av in vivo avbildning med möjlig tillämpning i experimentella djurmodeller för att möjliggöra longitudinell visualisering av målvävnader icke-invasivt.
Avbildningstekniker såsom magnetisk resonanstomografi och positronemissionstomografi eller bioluminiscens har möjliggjort icke-invasiv avbildning av organ / vävnader djupt i kroppen 7-8, 9. Men dessa tekniker inte kan uppnå enskild cell upplösning på grund av höga bakgrundssignaler och låg rumslig upplösning, trots användningen of hög kontrast material eller vävnadsspecifik luminiscens 4. Detta togs upp med tillkomsten av två-foton fluorescens konfokalmikroskopi 10. Två-foton mikroskopi aktiverat intravital imaging studier för att visualisera och kvantifiera cellulära händelser med oöverträffad detaljer 11, 12. Detta har lett till karakterisering av viktiga biologiska processer i hälsa och sjukdom 13, 14, 15, 16. Medan banbrytande intravital avbildande studier har primärt "härmade" in vivo förhållanden i exciderad vävnad (t.ex. lymfkörtlar), har andra studier använt invasiva metoder för att avbilda exponerade målvävnader in situ 17, 18, 19, 20, 21. Andra studier har också använt "modeller fönster kammare" för att kringgå begränsningar som är förknippade med invasiva metoder och begränsad avbildning upplösning in vivo 22, 23, 24, 25. I fönstret kammaren modellen är en kammare med ett transparent fönster kirurgiskt implanteras i huden vid diffehyra platser (dorsala eller öra hud, bröst fettkudden, lever, etc.) på djuret (t.ex. mus, råtta, kanin). Medan detta tillvägagångssätt tydligt möjliggör hög upplösning avbildning in vivo, krävs en invasiv kirurgi för att implantera kammaren och kanske inte kan ta emot longitudinella avbildande studier över flera veckor eller månader 22.
Det har nyligen visats att kombinera hög upplösning konfokalmikroskopi med en minimalt invasiv förfarande, nämligen transplantation till den främre kammaren i ögat (ACE) ger en "naturlig kropp fönster" som en kraftfull och mångsidig in vivo imaging plattform 26, 27. Transplantation till ACE har använts under de senaste decennierna för att studera biologiska aspekter av olika vävnader 28, 29, 30, och den nyligen kombination med hög upplösning avbildning aktiverat studera fysiologi pankreasöar med enda cell upplösning icke- invasivt och longitudinellt <sup> 26, 27. Detta tillvägagångssätt användes för att studera autoimmuna reaktioner under utvecklingen av typ 1-diabetes i djurmodeller (opublicerade data). Den användes också för att studera pankreatisk utveckling, liksom, i studier av njurfunktionen genom att transplantera in ACE pankreatiska knoppar eller enskilda renala glomeruli, respektive (opublicerade data). En färsk rapport använder denna metod visade ytterligare dess tillämpning för att studera immunsvar efter pankreasöar transplantation 31. Viktigt visade denna studie att transplantation till den främre kammaren i ögat ger en naturlig kropp fönster att utföra: (1) längsgående, icke-invasiv avbildning av transplanterade vävnader in vivo, (2) in vivo cytolabeling bedöma cellulär fenotyp och livskraft situ, (3) i realtid spårning av infiltrerande immunceller i målvävnaden, och (4) lokal ingripande genom topisk applikation eller intraokulär injektion.
Här Ð viemonstrate hur man utför transplantation in den främre kammaren i ögat med pankreasöar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Följande förfarande utföres under stereoskop i 2 steg, innefattar det första steget laddas öarna i kanylen och det andra steget är den faktiska transplantation till ACE. Alla ingrepp på djur godkändes av den institutionella djuromsorg och använda kommitté (IACUC) vid University of Miami.
1. Lastning öar i kanyl för transplantation
- Center öarna i kultur skålen genom att snurra skålen i krympande cirklar.
- Koppla bort kanylen från "reservoar" och placera kanylen och koppla slangen på en ren yta. Behållaren kan göras av en 300 | il disponibel plast pipettspets utan filter (Figur 1a).
- Spola luftbubblor ur reservoaren för att säkerställa kontinuerlig ström av öar vid aspiration till reservoaren. Spolning behållaren görs genom att köra framåt handsfree-motoriserade sprutpump med fotpedalen(Figur 1b, c). Detta kommer också att göra plats i sprutan för att möjliggöra aspiration av öarna i behållaren (förinstallerad med steril lösning såsom saltlösning, PBS eller kultur media).
- Försiktigt Aspirera önskad mängd av öar in i reservoaren. Holmar tenderar att virvla när de kommer in i reservoaren och kommer att förbli tillsammans mot botten. Aspiration sker genom att köra bakåt motoriserade sprutpump med fotpedalen.
- Återanslut kanylen till reservoaren via röranslutningar.
- Placera kanylens spets tillbaka i odlingsskålen och spola cellöarna från reservoaren in i röret och sedan in i kanylen. Se till att holmar förblir tillsammans som du tillbaka-fylla slangen / kanylen genom att försiktigt "snärta" (avlyssning) slangen (Figur 1d). Stanna antingen före eller efter alla luftbubblor före öarna spolas ut kanylen. Om osäker, stanna när holmar in på baksidan av kanylen som kvarvarande luftbubblor före öar kan hjälpa till att förhindra reflux (backflöde) av öar utanför ACE. Försvinner natten.
- I detta skede, är du redo att injicera öarna i ACE (se nästa steg).
2. Ö-transplantation in i den främre ögonkammaren
- Placera sövda musen på en varm pad under stereoskop.
- Placera nosen av musen i anestesi "masken" ansluten till syre / isoflurananestesi maskin. Masken är gjord av en 1 ml engångs plast pipettspets (utan filter) och ansluten till anestesi slang genom den smala änden (figur 2a, b).
- Försiktigt dra ögonlocken i ögat som ska transplanteras med pekfingret och tummen på den lediga handen och "pop" ögat ut för bättre exponering och enkel tillgång (Figur 2c). Detta kommer att kräva lite övning för att fullända utan att hindra andning av musen genom överdrivet tryck pånacke eller blockerande blodflödet till huvudet.
- Med hjälp av en engångs insulinspruta (29 - 31G) som skalpell, försiktigt tränger bara toppen på hornhinnan och göra en enda lateral snitt. Gör snitt vid mittpunkten mellan spetsen av hornhinnan och limbus för att minimera återflöde av öarna under insprutning från ACE (figur 2d).
- Försiktigt in kanylen (förladdad med öar) genom snittet.
- Sakta mata cellöar ur kanylen och deponera dem ovanpå iris. För att undvika återflöde ö på grund av alltför tryckuppbyggnad i ACE, mata cellöarna i korta stötar i så liten volym (er) som möjligt i kvadranten motsatt snittet. Detta kan ytterligare säkerställas genom komprimering öar i slangen vid inläsning kanylen (vänligen se steg 1,6).
- Sakta dra kanylen ur ACE. Detta är ett kritiskt steg, speciellt om en stor volym av cellöar injicerades som ö återflöde grund tryckSe bygga upp inuti ACE kan vara oundvikligt. För att eliminera / minimera holme reflux försiktigt rotera kanylen medan insidan ACE att släppa övertryck genom snittet runt kanylen. Kontrollera efter tecken på reflux som du försöker att dra tillbaka kanylen och, om det behövs, vänta tills trycket minskar innan helt dra tillbaka kanylen ur ACE.
- Skölj transplanterade ögat med steril PBS eller saltlösning.
- Injicera buprenorfin för postoperativ analgesi (0,05-0,1 mg / kg, subkutant) för den första 48 tim.
- Applicera erytromycin oftalmisk antibiotisk salva till den transplanterade ögat omedelbart efter transplantationen.
- Placera djuret tillbaka i en uppvärmd bur för att tillåta återhämtning från anestesi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Det finns några parametrar som definierar en "bra" transplantation. En bra transplantation är en som fortskrider utan blödning när du gör snitt kan ses i videon. Blödning förhindras / minskas genom att penetrera endast spetsen av skalpell (nålen) in ACE (figur 3a). Detta kommer också att bidra till att förhindra kontakt och punktering av iris. Den kommer också att se ett litet snitt som kommer att läka bra utan att orsaka grumling av hornhinnan över tiden (figur 3c, d). En annan viktig aspekt för en framgångsrik transplantation är att kunna transplantera den totala önskade mängden av cellöar utan förlust som orsakas av återflöde från ACE. Såsom nämnts i protokollet steg 1,6, kan detta minimeras genom utkastning öarna i minsta möjliga volym och, om tillämpligt, genom användning av luftbubblor för att täta snittet vid slutlig tillbakadragning av kanylen ur ACE (figur 3b). Dessutom levererar jag slets ovanpå iris mellan kanten av pupillen och limbus positionerar öarna på en plats mycket mottagliga för avbildning in vivo (figur 3d). Ur praktisk synvinkel, med öarna i detta mellanliggande läge av iris reducerar tjockleken hos avbildande z-stackar som krävs för att spänna hela cellöar (Figur 4). Detta är särskilt viktigt under fluorescens konfokal / tvåfotons avbildning in vivo där en mindre z-stacken låter bättre återvinning av specifika fluorescenssignaler i djupare delar av bildförsedda vävnaden med bättre xy och z upplösningar på grund av mindre ljusspridning av vävnaden. Dessutom tjockare z-stackar kräver längre förvärv tid vilket ökar sannolikheten för instrumentella eller djur drift, särskilt under in vivo-avbildning.
ftp_upload/50466/50466fig1highres.jpg "/>
Figur 1. Fotografier av vår transplantation innefattande alla delar. (A) Monterad glasspruta med slang, behållare och kanyl. (B) Motorized sprutpump med spruta monterad. (C) Dubbel fotpedal för att styra motordrivna sprutan föraren. Trycka antingen pedalen driver bakåt sprutkolven (aspiration) eller framåt (utmatning). (D) Närbild av kanylen och röranslutningar visar holmarna packade på baksidan av kanylen. Denna konfiguration tillåter tillförsel av öarna i den främre kammaren i ögat i en minimal volym för att minska återflöde och förlust av cellöar.
Figur 2. Skildring av transplantatiom förfarandet i den främre kammaren i ögat (ACE). (a) Fotografi av mus anestesi masken. (b) Närbild av anestesi mask gjord av en 1 ml engångs plast pipettspets utan filter. Flera hål har gjorts i spetsen för att möjliggöra blandning av syre med isofluran innan musen. (C) Närbild som visar ögat som ska transplanteras utsatt för bättre åtkomst. Ögat exponeras ut genom sträckning av huden på huvudet med hjälp av tummen och pekfingret. (D) Schematisk återgivning av transplantationen förfarandet belyser placeringen av snittet vid mittpunkten mellan spetsen av hornhinnan och limbus. Kanylen förs in genom snittet för att leverera öarna i ACE. Cellöar avsätts ovanpå iris där de YMPA.
Figur 3. Representativa bilder på "bra" transplantation belyser viktiga steg i att säkerställa goda resultat. (A) serie bilder som visar hur långt spets skalpell (nålen) trycks in i hornhinnan samtidigt snittet. Ett litet snitt görs utan blödning. Snittet är något större än kanylen. (B) serie av bilder som visar cellöar kastas ut ur kanylen ovanpå iris under användning luftbubblor för att förhindra återflöde. Lägg märke till hur "bockade" kanylen visas eftersom ljusbrytning gång inuti ACE. (C) representativ bild av ett transplanterat öga belyser tydligheten av ACE omedelbart efter transplantationen. (D) serie av bilder av samma öga som förvärvats på angiven postoperativa dagar (POD) belysa föredragna placeringen av öar för in vivo imaging och hur väl läkt och lokaliserade snittet är och tydligheten i hornhinnan vid 6 veckor efter transplantation.
Figur 4. Representativ fluorescens konfokala bilden av en pankreasö transplanteras i den främre kammaren av musen ögat (ACE) belyser fördelarna med den lilla ön position på iris och förmågan att lösa enskilda celler under in vivo imaging (a) Största projektionsavstånd (2. - D vy) av en z-stapel av en ö (beskrivs med streckad linje) på toppen av iris på en C57BL / 6 transgen mus som uttrycker grönt fluorescerande protein (GFP) i aktiverade och minnes-T-celler 32. Bilden förvärvades 5 dagar efter transplantationen, där några infiltrerande T-celler (grön) upptäcktes i iris runt holmen. Holmen och iris visualiserades med laser backscatter eller reflection (grå). (b) Tredimensionella (3-D) vyer av samma ö lyfta fram fördelarna med visning / bildbehandling vinkel för att minska z-stack tjocklek för att förvärva hela holmen volym och omgivande struktur och immunceller. Lägg märke till de xyz axlarna för rotation av bilden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Murina pankreasöar isolerades med användning kollagenasdigerering följt av rening på densitetsgradienter, såsom beskrivits tidigare 33. Isolerade öar odlades över natten före transplantation. Även om detta inte kan krävas, är det rekommenderat att låta cellöarna att återhämta sig från isoleringsförfarandet. Detta är viktigt när transplantation utförs i diabetiska mottagare eftersom det kommer att se transplantation att överleva / robusta holmar.
Transplantation utförs under allmän anestesi med syre / isofluran blandning (1,5-3%) inandning effekt. Alternativa inhalation eller injektion bedövningsmedel (t.ex. ketamin) kan användas. Om injektion anestesi används, hoppa steg 2,2 i protokollet. Förse sövda djuret med en värmekälla för att förhindra hypotermi under förfarandet. I vissa möss är det möjligt att bryta blodkärl när du gör snittet i typisk avaskulär samarbeternea. Exempelvis tenderar hornhinnan i nakna möss som vaskulariserade, undvika vaskulariserade områden när det är möjligt. Använd en ny spruta per snitt. Undvik punktering iris med nålen när du gör snittet. Förhindra kontakt med iris kan ytterligare säkerställas genom inför avfasade sidan av nålspetsen mot iris. Torka inte / aspirera kammarvatten efter att snittet. Det är lättare att penetrera kanylen genom snittet i en "våt" hornhinnan, tillsätt några droppar steril PBS eller odlingsmedier på hornhinnan om det behövs.
Postoperativ analgesi kan erhållas genom att injicera subkutant buprenorfin (0,05-0,1 mg / kg) eller föredragna analgetikum (er) för den första 48 tim. I steg 2,9, administrera vi analgesi omedelbart efter förfarandet som djuret redan är djupt under narkos. Om så önskas, kan dock steget 2,9 utföras efter steg 2,2 i protokollet, med eller utan lokalbedövning för ögat (rådgöra med din lokalaIACUC eller veterinär). Alternativa oftalmiska antibiotika kan också användas.
Här använde vi en specialbyggd mikroinjektion apparat manövreras via en fotpedal för att köra 100 ^ spruta precision glas att aspirera (last) och mata ut holmarna ur kanylen i ACE (figur 1). Detta kan ersättas med någon 100 ^ gastät precision glasspruta med en skruv driven kolv som kan manövreras manuellt för att aspirera / mata öarna, vilket dock kommer sannolikt att kräva hjälp av en annan person för att fungera. I båda fallen, även om det inte krävs att vi rekommenderar förladda den monterade sprutan, rör, och behållare med en steril lösning (saltlösning, PBS eller odlingsmedia) att säkerställa en smidig aspiration och utstötning av öarna. Detta är särskilt viktigt om / när de packade holmar täppa kanylen.
Vi utför vanligtvis våra transplantation förfaranden under rena förhållanden inuti en biosäkerhet hyttinet utan risk för infektioner. Alla använda lösningar, sprutor, kanyl, slangar och gasväv autoklaveras eller gas-steriliseras. Medan vi kan inte fastställa fullt sterilitet på grund av handkontakt med musen under förfarandet, har vi inte haft några problem med ö förorening efter de ovan rekommenderade stegen.
Vi visade här hur att transplantera pankreasöar in ACE för avbildning ändamål där färre holmar behövs för att transplantera. I det fall då diabetes reversering önskas i det mottagande djuret, behöver en större mängd av cellöar som skall transplanteras 26, 27. Medan transplantation förfarandet är identiskt med det som vi visade här, bör särskild uppmärksamhet ägnas åt steg 2,6 och 2,7 i protokollet för att undvika förlust av transplanterade öar som orsakas av återflöde.
När behärskar, kan detta transplantation förfarande utföras i ~ 5 minuter per mus. Denna teknik kan användas för att transplantera olika Tissues in i den främre kammaren i ögat. Såsom nämnts ovan, har vi transplanterade renal glomeruli liksom embryonal vävnad (pankreatiska knoppar) för att studera pankreatisk utveckling i den främre kammaren i ögat in vivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
PO.B. är en av grundarna av bioteknikföretaget Biocrine, som kommer att använda den främre kammaren i ögat som en kommersiell service plattform. AC är på patent som skyddar denna teknik.
Acknowledgments
Vi erkänner Dr. Camillo Ricordi, Antonello Pileggi, R. Damaris Molano, Stephan Speier och Daniel Nyqvist för givande diskussioner. Vi tackar också Eleut Hernandez och Diego Espinosa-Heidmann för tekniskt bistånd, och Mike Valdes och Margaret Formoso för hjälp med videoinspelning. Byron Maldonado in, redigeras och producerade den sista videon. Forskningsstöd gavs av Diabetes Research Institute Foundation ( www.DiabetesResearch.org ), NIH / NIDDK / NIAID (F32DK083226 till MHA, NIH RO3DK075487 till AC, U01DK089538 till PO.B.). Ytterligare forskning stöd till PO.B gavs genom medel från Karolinska Institutet, Svenska Vetenskapsrådet, Svenska Diabetes Foundation, familjen Erling-Perssons stiftelse, familjen Knut och Alice Wallenbergs Stiftelse, Skandia Insurance Company Ltd, levande ( FP7-228.933-2), strategiska forskningsprogram i diabetes vid Karolinska Institutet, Novo Nordisk Foundation och Berth von Kantzow Stiftelse.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| IsoTHESIA (Isoflurane) | Buttler Animal Health Supply | 11695-6775-2 | 99.9% Isoflurane/ml |
| Ketaset (Ketamine HCL) | Fort dodge Animal Health | 0856-2013-01 | Alternative injectable anesthesia |
| Beprenex (Buprenorphine HCL) | Reckitt Benckiser Health Care (UK) Ltd. | 12496-075-7-1 | 0.3 mg/ml |
| Erythromycin Ophthalmic Ointment USP, 0.5% | Akron | 17478-070-35 | Applied prophylactically to transplanted eye |
| 0.9% Sodium Chloride (Saline) | Hospira Inc. | 0409-7983-03 | For iv injection. Sterile |
| PBS | Gibco | 10010-023 | 1X. Sterile |
| CMRL medium 1066 | Cellgro | 98-304-CV | Supplemented, CIT modification. Preferred media for islets |
References
- Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. Intravital microscopy: a novel tool to study cell biology in living animals. Histochem. Cell Biol. 133 (5), 481-491 (2010).
- Leibiger, I. B., Caicedo, A., Berggren, P. O. Non-invasive in vivo imaging of pancreatic ?-cell function and survival - a perspective. Acta Physiol. (Oxf). , (2011).
- Wang, Y., Maslov, K., Kim, C., Hu, S., Wang, L. Integrated photoacoustic and fluorescence confocal microscopy. IEEE Trans Biomed. Eng. 57 (10), 2576-2578 (2010).
- Ntziachristos, V. Going deeper than microscopy: the optical imaging frontier in biology. Nat. Methods. 7, 603-614 (2010).
- Aswathy, R. G., Yoshida, Y., Maekawa, T., Kumar, D. S. Near-infrared quantum dots for deep tissue imaging. Anal. Bioanal Chem. 397 (4), 1417-1435 (2010).
- Ghoroghchian, P. P., Therien, M. J., Hammer, D. A. In vivo fluorescence imaging: a personal perspective. Wiley Interdiscip Rev. Nanomed Nanobiotechnol. 1 (2), 156-167 (2009).
- Prescher, A., Mory, C., Martin, M., Fiedler, M., Uhlmann, D. Effect of FTY720 treatment on postischemic pancreatic microhemodynamics. Transplant Proc. 42 (10), 3984-3985 (2010).
- Leblond, F., Davis, S., Valdés, P., Pogue, B. Pre-clinical whole-body fluorescence imaging: Review of instruments, methods and applications. J. Photochem. Photobiol. B. 98 (1), 77-94 (2010).
- Toso, C., Vallee, J. P., Morel, P., Ris, F., Demuylder-Mischler, S., Lepetit-Coiffe, M., et al. Clinical magnetic resonance imaging of pancreatic islet grafts after iron nanoparticle labeling. Am. J. Transplant. 8 (3), 701-706 (2008).
- Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
- Wang, B. G., Konig, K., Halbhuber, K. J. Two-photon microscopy of deep intravital tissues and its merits in clinical research. J. Microsc. 238 (1), 1-20 (2010).
- Denk, W., Delaney, K. R., Gelperin, A., Kleinfeld, D., Strowbridge, B. W., Tank, D. W., et al. Anatomical and functional imaging of neurons using 2-photon laser scanning microscopy. J. Neurosci. Methods. 54 (2), 151-162 (1994).
- Cahalan, M. D., Parker, I. Choreography of cell motility and interaction dynamics imaged by two-photon microscopy in lymphoid organs. Annu. Rev. Immunol. 26, 585-626 (2008).
- Khorshidi, M. A., Vanherberghen, B., Kowalewski, J. M., Garrod, K. R., Lindstrom, S., Andersson-Svahn, H., et al. Analysis of transient migration behavior of natural killer cells imaged in situ and in vitro. Integr. Biol. (Camb). 3 (7), 770-778 (2011).
- Matheu, M. P., Cahalan, M. D., Parker, I. Immunoimaging: studying immune system dynamics using two-photon microscopy. Cold Spring Harb. Protoc. 2011, pdb.top99 (2011).
- Celli, S., Albert, M. L., Bousso, P. Visualizing the innate and adaptive immune responses underlying allograft rejection by two-photon microscopy. Nat. Med. , (2011).
- Fan, Z., Spencer, J., Lu, Y., Pitsillides, C., Singh, G., Kim, P., et al. In vivo tracking of 'color-coded' effector, natural and induced regulatory T cells in the allograft response. Nat. Med. 16 (6), 718-722 (2010).
- Sabek, O., Gaber, M. W., Wilson, C. M., Zawaski, J. A., Fraga, D. W., Gaber, O. Imaging of human islet vascularization using a dorsal window model. Transplant Proc. 42 (6), 2112-2114 (2010).
- Coppieters, K., Martinic, M. M., Kiosses, W. B., Amirian, N., von Herrath, M. A novel technique for the in vivo imaging of autoimmune diabetes development in the pancreas by two-photon microscopy. PLoS One. 5 (12), e15732 (2010).
- Martinic, M. M., von Herrath, M. G. Real-time imaging of the pancreas during development of diabetes. Immunol Rev. 221, 200-213 (2008).
- Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Method for 2-Photon Imaging of Blood Flow in the Neocortex through a Cranial Window. J. Vis. Exp. (12), e678 (2008).
- Palmer, G. M., Fontanella, A. N., Shan, S., Hanna, G., Zhang, G., Fraser, C. L., et al. In vivo optical molecular imaging and analysis in mice using dorsal window chamber models applied to hypoxia, vasculature and fluorescent. 6 (9), 1355-1366 (2011).
- Jain, R. K., Munn, L. L., Fukumura, D. Dissecting tumour pathophysiology using intravital microscopy. Nat. Rev. Cancer. 2 (4), 266-276 (2002).
- Taylor, M. The response of capillary endothelium to changes in intravascular pressure, as seen in the rabbit's ear chamber. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 31 (5), 533-543 (1953).
- Shan, S., Sorg, B., Dewhirst, M. W. A novel rodent mammary window of orthotopic breast cancer for intravital microscopy. Microvasc. Res. 65 (2), 109-117 (2003).
- Speier, S., Nyqvist, D., Cabrera, O., Yu, J., Molano, R. D., Pileggi, A., et al. Noninvasive in vivo imaging of pancreatic islet cell biology. Nat. Med. 14 (5), 574-578 (2008).
- Speier, S., Nyqvist, D., Kohler, M., Caicedo, A., Leibiger, I. B., Berggren, P. O. Noninvasive high-resolution in vivo imaging of cell biology in the anterior chamber of the mouse eye. Nat. Protoc. 3 (8), 1278-1286 (2008).
- Falck, B. Site of production of oestrogen in the ovary of the rat. Nature. 184, Suppl 14. 1082 (1959).
- Bickford-Wimer, P., Granholm, A. C., Bygdeman, M., Hoffer, B., Olson, L., Seiger, A., et al. Human fetal cerebellar and cortical tissue transplanted to the anterior eye chamber of athymic rats: electrophysiological and structural studies. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84 (16), 5957-5961 (1987).
- Adeghate, E., Donath, T. Morphological findings in long-term pancreatic tissue transplants in the anterior eye chamber of rats. Pancreas. 5 (3), 298-305 (1990).
- Abdulreda, M. H., Faleo, G., Molano, R. D., Lopez-Cabezas, M., Molina, J., Tan, Y., et al. High-resolution, noninvasive longitudinal live imaging of immune responses. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. , (2011).
- Unutmaz, D., Xiang, W., Sunshine, M. J., Campbell, J., Butcher, E., Littman, D. R. The primate lentiviral receptor Bonzo/STRL33 is coordinately regulated with CCR5 and its expression pattern is conserved between human and mouse. J. Immunol. 165 (6), 3284-3292 (2000).
- Pileggi, A., Molano, R. D., Berney, T., Cattan, P., Vizzardelli, C., Oliver, R., et al. Heme oxygenase-1 induction in islet cells results in protection from apoptosis and improved in vivo function after transplantation. Diabetes. 50 (9), 1983-1991 (2001).
