Summary
Immünyetmezligi farelerde insan tümör ksenogratflardır kanser biyolojisi okumak için değerli araçlardır. Insan hepatoselüler karsinoma hücreleri ya da tümör fragmanlarından deri altı ve intrahepatik ksenograftları oluşturmak için özel protokolleri açıklanmıştır. Alıcı farede hepatektomiden tarafından uyarılan karaciğer rejenerasyon intrahepatik naklini kolaylaştırmak için bir strateji olarak sunulmuştur.
Abstract
In vivo insan hastalığı recapitulate hepatosellüler karsinom (HCC) deneysel modeller hastalığın patofizyolojisi araştırma ve yeni tedavilerin klinik öncesi değerlendirilmesi için değerli bir platform sağlamak. Bu araştırma çeşitli uygulamalar yararlanılabilir bağışıklık yetersizliği olan farelerde, deri altından ya da ortotopik insan HCC ksenograftları üretmek için çeşitli yöntemler sunulmuştur. Bir başlangıç noktası olarak cerrahi rezeksiyon yapılan hastalarda birincil tümör dokusunun kullanımı ile ilgili bir odak ile, yabancı-doku naklinde hücre süspansiyonları veya tümör fragmanlarının hazırlanmasını tarif etmektedir. Fare dalak hücreleri içine enjeksiyonu ile ya da dolaylı olarak ii) intrahepatically, ya da tümör hücreleri ya da fragmanlarının doğrudan implantasyon ile karaciğer içine, ya da, biz bu dokuları i) subkütan ksenograft için özel teknikler tarif eder. Ayrıca, bir strateji olarak Xenografting zamanda doğal fare karaciğer rezeksiyonu kısmi kullanımını tarifprimer insan tümör hücrelerinin, intrahepatik bütünleşmesini kolaylaştırabilir alıcı fare aktif karaciğer rejenerasyonu için bir durum ortaya çıkarmaktadırlar. Bu tekniklerin beklenen sonuçlar gösterilmektedir. Açıklanan protokolleri genellikle daha az sağlam literatürde yaygın olarak kullanılan ve sık sık atıf köklü insan HCC hücre hatları daha gerçekleştirmek birincil insan HCC örnekleri ve ksenograftlarını kullanılarak valide edilmiştir. Hücre hatları ile karşılaştırıldığında, biz xenotransplantasyon modellerinde birincil HCC engraftman nispeten düşük şans katkıda bulunmak ve ksenogreft büyüme kinetiği etkileyebilecek teknik konularda yorum yapabilir faktörleri tartışmak. Ayrıca, elde edilen xenografts doğru ana HCC dokuları benzer sağlamak için uygulanması gereken yöntemler önerir.
Introduction
Hepatosellüler karsinom (HCC), dünya çapında en sık görülen beşinci kanser ve Kuzey Amerika'da kanser ölümlerinin en hızlı artan nedenidir. HCC için en yaygın bir risk faktörü, en sık kronik viral hepatit, alkol kullanımı, oto-bağışıklık hastalığı ya da kalıtsal metabolik bozukluklar 1 meydana gelen, karaciğer sirozu olan.
Dünya nüfusu üzerinde HCC dayattığı ağır hastalık yükünün rağmen, HCC patofizyolojisi nispeten zayıf gibi kolorektal, meme veya prostat kanseri gibi diğer sık görülen kanserlerle karşılaştırıldığında anlaşılmaktadır. Örneğin, tümörogenez sürüş spesifik moleküler ve hücresel olayları açıkça 2 tanımlanmalıdır kalır. Çoğu diğer katı epitel kanserleri gibi, genomik yaklaşımlar HCC 3 ile ilişkili aberasyonlarında heterojenliğini ortaya koymuştur. Bazı çalışmalar, hücre çoğalması, sur katılan sinyal yollarının çeşitli düzensiz aktivitesi ortaya koymuşturyaşamasının çok, farklılaşma ve anjiyogenez 4. Buna ek olarak, HCC patobiyolojisinde kanser kök hücrelerinin rolü 5 açıklık gerekmektedir.
HCC patofizyolojisi sınırlı bir anlayış ile, HCC için etkili tedavilerin edevatı da nispeten sınırlı kalmıştır. Nüks yaygın olmasına rağmen karaciğere sınırlı tümörlerin erken evre hastalarda, tümör ablasyonu veya cerrahi rezeksiyon kullanılarak küratif tedavi için adaydırlar. Daha ilerlemiş hastalık, kemoterapi ve radyasyon olan hastalar için etkinliği sınırlı olan ve palyatif amaçla 6 ile hastalık kontrolü için öncelikle kullanılır.
Insan HCC vivo deneysel modellerinde, yüksek kaliteli, böylece yeni terapötik yaklaşımlar değerlendirme için hem de insan HCC patofizyolojisi çok gerekli temel araştırma için değerli bir platform sağlar. Hücre çizgileri ya da yüksek tanımlı fare modellerinin kullanımı, PRI ksenograftlarının ile karşılaştırıldığındaonlar da 7,8 içinde ve farklı hastalar arasında mevcut heterojenliğini çekerken yüksek sadakat ile insan hastalığına recapitulating yetenekli beri immünyetmezligi farelerde mary insan tümörleri bu tür çalışmalar için değerli bir araç olarak ortaya çıkmıştır. Bu amaçla, bağışıklık yetersizliği olan farelerde insan HCC ksenograftları kurmak için çeşitli yöntemler geliştirdik. HCC ksenograftlarını ilgili yayınlanmış çalışmaların çoğunluğu bu amaçla köklü insan HCC hücre hatlarının kullanımını tarif ederken, biz hemen hastaların cerrahi sonrası elde edilen primer HCC örneklerden ksenograftlarını oluşturmak için bizim tahliller optimize odaklanmıştır.
Farklı Xenografting teknikler farklı araştırma uygulamaları için gerekli olabilir. Örneğin, tümör fragmanlarından üretilen deri altı ksenograftlar, hızlı bir şekilde oluşturulur kolay bir şekilde kontrol edilir, ve uygun olan yeni terapötik maddelerin lokal uygulama için daha uygun olabilirtümör yanıtının izlenmesi. <ntrahepatik Ksenogratflardır HCC biyoloji hepatik mikroçevresinin rolüne ilişkin çalışmalar için daha uygun olabilir. Tümör hücre süspansiyonu elde Ksenograftlar, tümör başlatıcı bir hücre alt tanımlanması ve karakterizasyonu için ya da önceden ksenonakli tümör hücrelerinin in vitro manipülasyon gerektiren uygulamalar için gerekli bulunmaktadır. Dolayısıyla gelişmiş ve primer insan HCC örneklerden elde edilen hücre süspansiyonları ya da tümör fragmanlarından deri altından ya da intrahepatik ksenograftları kurmak için aşağıdaki protokolleri onaylamıştır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Protokolünün şematik bir genel görünüşü Şekil 1'de gösterilmiştir.
1.. İnsan HCC Numune işleme
Yazılı hasta onayı ile ve kurumsal araştırma etik kurulunun onayı ile primer insan HCC örnekleri elde. Bu protokoller, insan refahı için tüm kurumsal, ulusal ve uluslararası kurallar ile uyumlu Üniversitesi Sağlık Ağı Araştırma Etik Kurulu onayı ile bizim kurumda yapılmıştır.
Bir zamanlar uygun numuneler klinik amaçlar için alınmış cerrahi prosedürü izleyerek kısa sürede taze HCC örnekleri toplayın. İdeal olarak bu hastadan alınan doku çıkarıldıktan sonra 30 dakika içinde yer almalıdır. Şekil 2'de gösterildiği gibi, tümör merkezi bölümü nekrotik olabileceğinden, tümörün çevresinden elde edilen en az 1 cm 3 bir örnek, en uygunudur.Önce, radyasyon, kemoterapi ya da ablasyon gibi rezeksiyon herhangi bir tedavi almamış Tümörler tümör hücreleri, uygun olduğu şansını en üst düzeye çıkarmak için tercih edilmektedir. Biyolojik tehlikeli madde için standart kişisel koruyucu protokoller doğrultusunda temel insan dokuları işlemek. Aseptik teknikler kullanılarak bir sınıf II biyogüvenlik kabini içinde tümör dokuları ve hücre hazırlıkları tüm laboratuvar işlemlerini gerçekleştirmek.
- 4 ° C de 10-25 ml serum içermeyen Dulbecco Modified Eagle Medium / Ham 's F12 içinde taze HCC örnek yerleştirin ve hemen işleme ve farelere yabancı-doku naklinde doku parçaları ve / veya hücrelerin hazırlanması için, laboratuvara buz üzerinde aktarın.
- Steril forseps kullanılarak, 100 mm x 20 mm Petri kabı veya başka bir uygun steril bir çalışma sathında tümör numunesi yerleştirin. Bir No.10 cerrahi neşter bıçak kullanılarak yaklaşık olarak 2-3 mm 3 parça halinde tümör örnek bölün. Bu noktada, snap-donma ya da formalin-sabitleme s düşününgerektiği gibi ome tümör diğer deneyler için parçaları ya da analiz eder.
- Tümör parçalarının Xenografting için, fragmanlar batık kalmasına izin vermek için yeterince Matrigel ihtiva eden bir ya da daha mikrosantrifüj tüpleri içine HCC parçalarının bir yerleştirin. Bu tüpler buz üzerinde tutun.
- Bir tümör hücresi süspansiyonunun hazırlanması için, geri kalan HCC dokuya mümkün olduğunca kıyma ve kıyılmış doku hacmine bağlı olarak, 50 ml konik bir tüp içinde DMEM-F12, 5-10 ml ile karıştırmak için cerrahi bıçak neşter kullanmak.
- Ml 200 birim / nihai konsantrasyonlarda kollajenaz tip IV ve dispaz II ekleyin ve 0.8 ünite / ml. 25 ml'lik bir pipet kullanarak iyi yukarı ve aşağı karışımı pipetle.
- Tüpü Seal ve tümör dokusunun yumuşaklık bağlı olarak, 30-60 dakika boyunca bir% 5 karbon dioksit kuluçka makinesi içinde 37 ° C 'de aşama 1.6' dan karışımın inkübe edin. Enzimatik sindirim ilerlemeyi değerlendirmek kadar ve bir kaç kez, her 10 dk aşağı karışımı pipetle.
- Di sonragestion 100 mikron hücre süzgecinden tümör çözüm geçmek tamamlandı. Yavaşça geçmesine tümör hücrelerinin sayısını sağlamak için bir 25 ml bir pipet kullanılarak hücre süzgecinden kalan doku püre. Bir 15 ml konik bir tüp içinde gergin hücre süspansiyonu toplayın.
- 4 ° C'de 5 dakika boyunca 1200 rpm'de tümör hücre süspansiyonu santrifüj
- Yavaşça süpernatant süzün. Pelet boyutuna bağlı olarak, buz gibi soğuk 1 x kırmızı kan hücresi (RBC) ml tampon lizis ve hafifçe yukarı aşağı pipet ve pelet tekrar süspansiyon 2-5 arası ekleyin. 5 dakika boyunca buz üzerinde tutun.
- RBC liziz tamponu yıkamak için, 4 ° C'de 5 dakika boyunca 1000 rpm'de 15 ml santrifüj bir toplam hacme DMEM-F12 ekleyin.
- Yavaşça süpernatant süzün ve DMEM-F12, RBC-serbest tümör hücresi pelletini.
- El ile veya otomatik bir hücre sayacı ile tripan mavi eksklüzyonu kullanılarak canlı hücreler sayılır.
- İstenen numbe ihtiva eden santrifüj tümörü hücre tümbölenleriyukarıda tarif edildiği gibi enjeksiyon için hücrelerin r, elde edilen hücre buz soğukluğunda Matrigel 30 ul pelet, buz üzerinde mağaza yeniden süspanse edin.
İsteğe bağlı: Aşama 1.11 sonra, rutin olarak kütle tümör hücresi süspansiyonu, insan CD45 + hücrelerinin (lökositler) tüketmek ve / veya akış sitometrisi veya immünomanyetik boncuklar kullanılarak tümör hücrelerinin alt kümelerini arındırmak. Bu tekniklerin ayrıntılı protokolleri de, ilgili antikorlar, taneler, ve akış sitometre üreticileri tarafından tarif edilmiştir.
Not: Bu protokol, aynı zamanda, yukarıda tarif edilen aşama 1.1 'de, primer insan HCC doku için ksenograft doku ikame seri nakli gerçekleştirmek amacıyla farelerden toplanan insan tümör ksenograftlarının işlemek için kullanılabilir. Bu durumda, aşama 1.11 sonra rutin fare histo-uyumluluk antijen H2k karşı bir antikor kullanılarak, hücre süspansiyonundan, murin hücreleri infiltre tüketir.
2.Xenografting
Kurumsal hayvan bakımı komitesi tarafından onaylanan protokoller uyarınca tüm hayvan işlemleri yürütmek. Burada açıklanan prosedürler ilgili tüm düzenleyici ve kurumsal kurumları, yönetmelik ve yönergelere uygun ve uyumlu Üniversitesi Sağlık Ağı Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylanmış bir Hayvan Kullanımı Protokolü kapsamında tamamlanmıştır.
Küçük hayvanlar için inhalasyon volatil anestezik ajanların teslimi için donatım hayvan tesis ve araştırma enstitüsü, standart operasyon prosedürlerine göre değerlendirilmelidir. Bir sınıf II biyogüvenlik kabini içinde aseptik teknik ve steril aletler kullanarak tüm cerrahi işlemleri yürütmek. Obez olmayan diyabetik şiddetli kombine immün yetmezliği kullanmaktadır (NOD / SCID) veya 6-8 haftada iki cinsiyetten farelerin NOD / SCID / IL-2 reseptör gama zinciri boş (NTG) suşları (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Bunlarfarenin bağışıklık yetersizliği olan hayvanlara uygun patojensiz şartlar sağlayabilen bir tesis içinde yer alır ve muhafaza edilmelidir.
1 L / oksijen dak% 5 (v / v) inhale Isoflurane temin odası içinde bir cerrahi için fareler hazırlayın. Kornea ve ayak refleks kaybı hayvan (lar) var kadar anestezi koruyun. Derialtı Xenografting için, hayvan (lar) sırtı üzerinde bir veya daha fazla küçük alanları tıraş ve% 70 etanol ile cildi temizlemek. Intrahepatik Xenografting için aşağı inguinal bölgeye aksillanın gelen hayvan (lar) ventral göğüs ve karın tıraş ve% 70 etanol ile cildi temizlemek.
Tümör Fragments 2.1 deri altından implantasyonu
- Bir ağız parçası ile, teneffüs İzofluran anestezi (% 2 (v / v), 1 L / dak O 2) muhafaza eğilimli anestezi uygulanmış fare yerleştirin. Travmatik yaralanma hayvanın gözleri korumak için Tear-Jel uygulayın.
- Betadine ile dorsal traş alan (lar) sterilizeCerrahi fırçalama,% 70 etanol, ardından ve son olarak povidon-iyot çözeltisi ile yıkanır.
- Steril keskin bir makas kullanarak 5 mm deri kesi olun.
- Yavaşça deri altı alanı içine kapalı bir kör makas yerleştirin ve bir tümör fragmanı içine alacak kadar geniş bir cep geliştirmek için hafifçe yayılır.
- Steril ince pensler kullanılarak bir deri altı cep haline aşama 1.3 'de hazırlanan tümör fragmanını yerleştirin.
- Sütürler veya klips kullanarak cilt kesisi kapatın.
- Aşağıda açıklandığı gibi fare postoperatif bakım sağlayın.
Tümör hücrelerinin 2,2 Deri altına enjeksiyon
- Adımları 2.1.1 ve 2.1.2 'de tarif edildiği gibi hayvan hazırlayın.
- Iğne, bir 29 G 1/2 ile bir ensülin şırıngaya aşamasında hazırlanan 1.13 Matrigel tümör hücrelerinin süspansiyon yerleştirin.
- Deri altı boşluk içine yerleştirin ve iğne şırınganın içeriğini boşaltmak. Uzakta derialtı düzlemi boyunca iğne birkaç milimetre fr ilerlemekom cilt delme yer iğnenin geri çekilmesi üzerine ponksiyon dışında tümör hücre süspansiyonu sızmasını önler.
- Aşağıda açıklandığı gibi fare postoperatif bakım sağlayın.
Tümör Fragments 2.3 Intrahepatik İmplantasyonu
- 1 ml şırınga iğne bir 27 G 1/2 kullanarak, intraoperatif sıvı kayıpları telafi etmek için anestezi hayvanın boyun sırtında steril normal tuz çözeltisi subkutan 350 ul yönetmek. Analjezi için, 1 ml şırınga üzerinde 27 G 1/2-in iğne kullanılarak, deri altına hayvanın kanadında steril serum fizyolojik içeren buprenorfin (0.1 mg / kg) 350 ul yönetmek.
- Bakıma teneffüs Isoflurane anestezi (% 2 (v / v), 1 L / dak O 2) sunmak için ağız içine yerleştirilen, burun ve ağız ile önceden ısıtılmış bir ped üzerindeki fare sırtüstü yerleştirin.
- Bacaklarda uzatmak ve pozlama ve optimize etmek için çalışma yüzeyine bant ile sabitleyinventral karın ve göğüs.
- Görselleştirme optimize etmek için bir büyüteç lamba altında prosedürü uygulayın.
- Ve son olarak povidon-iyot çözeltisi ile% 70 etanol ile takip Betadinede cerrahi fırçalama ile ventral karın ve göğüs üzerinde traş cildi sterilize edin.
- Steril keskin bir makas kullanarak, çapraz bir ikili subcostal cilt kesi yapmak ve tüm karaciğer yeterli maruz izin periton boşluğuna girmek için kas tabakaları bölün.
- Kılıç şeklinde işlem yukarıda deride bir dikiş yerleştirin ve karaciğer ve çevresindeki yapıların iyi poz olanak sağlamak amacıyla bant ile ağızlık sabitleyin.
- Bunu dengelemek için karaciğere iki pamuk uçlu aplikatörler bitişik ve posterior kullanın.
- Steril bir bisturi 10'den bıçağı kullanılarak karaciğer yüzeyinde uzunluğu ve derinlemesine bir kesik 3 mm olun.
- Hemen Surgicel ve Hemostaz sağlamak için kesi hafif bir basınç uygulamak; 60-90 sn sonra kaldırmakve tam hemostaz elde edilmiştir sadece devam.
- Steril ince forseps veya 18 G iğne ile karaciğer kesi içine bir tümör fragmanı adım 1.3 yerleştirin.
- Tümör fragmanının yer değiştirmesini önlemek ve devamı hemostaz sağlamak için karaciğer kesi üzerinde Surgicel küçük bir parça uygulanır.
- Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın.
- Aşağıda açıklandığı gibi postoperatif bakım sağlayın
Karaciğer içine direkt enjeksiyon yoluyla Tümör Hücreleri 2.4 Intrahepatik İmplantasyonu
- Yukarıda 2.3.7 adımları 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
- Iğne, bir 29 G 1/2 kullanarak, bir ensülin şırıngaya tümör hücre süspansiyonu (adım 1.13 hazırlandı) yerleştirin.
- Karaciğer bir pamuk uçlu aplikatör kullanılarak stabilize ile, karaciğer içine insülin şırınga iğne takın ve Öneri bir subkapsüler düzlem boyunca ponksiyon ötesinde birkaç milimetre ilerlemek.
- Yavaşça şırınga ve t içeriğini boşaltmaktavuk karaciğer iğne kaldırmak.
- Yeri ponksiyon üzerinde Surgicel ve tümör hücre süspansiyonu sızmasını önlemek için ve tam Hemostaz sağlamak için bir pamuk uçlu bir aplikatör ile hafif basınç uygulayın.
- Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.
Dalak içine enjeksiyon yoluyla Tümör Hücreleri 2.5 Intrahepatik Xenografting
- Yukarıdaki adımlar 2.3.5 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
- Steril keskin bir makas kullanarak, bir 1 cm periton boşluğuna girmek için subkostal kesi bıraktı olun.
- Dalak açığa amacıyla cranially ve hayvanın sağ tarafına mide yansıtmak için bir pamuk uçlu bir aplikatör kullanın.
- Steril ince atravmatik forseps ile çevredeki yağ dokuları ele alarak, kesi içine dalak sağlamak ve bunu dengelemek için dalak arkasında bir pamuk uçlu bir aplikatör yerleştirin.
- 5-0 ipek sütür, yer kullanarakalt kutup üzerinde dalak etrafında gevşek ön bağlı düğüm.
- Iğne, bir 29 G 1/2 kullanarak, bir ensülin şırıngaya tümör hücre süspansiyonu (adım 1.13 hazırlandı) yerleştirin.
- Dalak alt direğe insülin şırınga iğnesi yerleştirin ve gevşek ön bağlı düğüm seviyesine yanından ileri.
- Yavaşça, şırınga içeriğini boşaltmak dalak iğne kaldırmak ve tümör enjekte edilen hücre süspansiyonu, herhangi bir sızıntıyı önlemek için düğüm sıkın.
- Periton boşluğu içine dalak değiştirin.
- Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.
İnsan Tümör Doku Intrahepatik Aşı kolaylaştırılması için 2.6 Kısmi Hepatektomi
- 2.3.7 adımlar 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
- Steril keskin bir makas ile, karaciğer medyan lob bağlı falciform ligament bölün.
- Pamuk uçlu bir aplikatör kullanarak, seferbersol lob etrafında 5-0 ipek sütür karaciğer ve pozisyon gevşek bir ön bağlı düğüm sol lob. Sol lob bilio-vasküler pedikül doğru mümkün olduğunca yakın gevşek düğüm ilerlemek ve düğüm sıkın.
- Düğüm ve sonraki kanama kaymasını önlemek için küçük bir güdük bırakarak, steril makas kullanılarak dikilen sol lob distalinden tüketim.
- Benzer bir teknik kullanılarak, bağlanır ve safra kesesi kaçınarak, karaciğer medyan lob çoğunluğu rezeke.
- Kullanım Surgicel ve tam Hemostaz sağlamak için karaciğer parankimi kesik yüzeyleri boyunca pamuk uçlu bir aplikatör ile hafif basınç.
- , Bir tümör fragmanı ya da tümör hücrelerinin intrahepatik Xenografting için, yukarıda tarif edildiği gibi 2.4.5 adımlar 2.3.11 ya da 2.4.2 için 2.3.8 devam edin.
- Dalak enjeksiyon yoluyla tümör hücrelerinin intrahepatik Xenografting için fuarlarında, yavaşça cranially ve hayvanın sağ tarafına mide yansıtmak için pamuk uçlu aplikatörler kullanmakdalak ng. Yukarıda tarif edildiği gibi 2.5.9 adımlar 2.5.4 devam edin.
- Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.
2.7 Ameliyat Sonrası Bakım
- Inhalasyon anestezi ağızlık fareyi çıkarın.
- Anestezi kurtarıldı ve tam harekete kadar yaklaşık 20 dakika boyunca bir ısı lambası altında bir kafeste fare yerleştirin.
- Ilk 2-3 ameliyat sonrası gün boyunca buprenorfin dozunun her 8-12 saat tekrarlayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Şekil 3, bir subkutan insan HCC ksenograft ve tümörün histopatolojik mukabil bir görünüm tipik görünümünü göstermektedir. Deri altı ksenograftlarının gelişimi ve büyümesi kolayca alıcı farelerin günlük olarak muayene ile izlenebilir. Bir tümörün Xenografting ve kalkınma arasındaki zaman aralığı (doku tipi (hücre süspansiyonu vs tümör fragmanı), doku kaynağı (birincil hasta örneği, pasaj ksenogreft veya hücre hattı) ve implante doku miktarına bağlı olarak büyük ölçüde değişebilir hücre sayısı ya da tümör fragmanının boyutu). 6 ay edilen 1 x 10 5 hücre Benzer bir ksenograftın gelişimi için gerekli olabilir Örneğin, oldukça büyük ksenograftlar, 1-2 hafta içinde köklü bir HCC hücre çizgisinin 5 x 10 6 hücre enjeksiyonundan gelişebilir birincil HCC hasta numunesinden. Biz implantasyon sonrası 6 aydan sonra derialtı ksenogreft oluşumu gözlenen değiltümör numunesinin n ve ksenogratflardır gelişmemiş varsa nedenle bu timepoint alıcı fareler kurban.
Şekil 4, karaciğer içine, tümör dokusunun doğrudan implantasyonu elde intrahepatik insan HCC ksenograftlarının tipik görünüşe gösterir hem dalak içine, tümör hücrelerinin enjeksiyonundan itibaren elde olanlardır. Tümör çok büyük ya da asitli ya da karında şişlik gelişmesine neden olmadıkça Intrahepatik ksenogratflardır kolayca alıcı fare genel fiziksel muayene ile tespit edilemez. BT gibi küçük hayvan görüntüleme yöntemleri, bazı araştırma enstitüleri mevcuttur ve doğru alıcı fareler 11 karaciğer sorgulamak için kullanılan olabilir, ancak biz bu çoğu araştırmacı için yaygın olarak uygulanabilir, pratik veya maliyet-etkin bir yaklaşım olarak görmüyorum. Biz intrahepatik ksenogratflardır geliştirmek hangi hızı subcutaneo hangi oranda benzer olduğunu gözlemledikBize geliştirmek ksenograftlarının ve benzer şekilde bu tür, kaynağa ve implante doku miktar olarak değişken etkilenir. Büyük bir intrahepatik tümörün açık kanıtlar bu önce mevcut olduğu sürece intrahepatik xenografts için kullanılan ile aynı ana dokudan elde edilen deri altı ksenograftlarının performansına dayanarak, biz alıcı fare ve karaciğerin incelenmesi kurban için bir zaman noktası seçin. Kullandığımız intrahepatik yabancı-doku naklinde prosedüre bir hepatektomiden eklenmesinin fare karaciğerinde insan tümör dokusu bütünleşmesini sağlamak olasılığını arttırır ancak ksenograft büyüme oranını hızlandırmak için görünmüyor olduğunu gözlemledik.
Tablo 1, bu protokolde tarif farklı teknikler kullanılarak bağışıklık yetersizliği olan farelerde birincil insan HCC dokularının implantasyonundan sonra elde edilen tümör melezleme oranları özetlemektedir. Her bir aşılama yöntemi için, tümör almak oranının payda eşsiz uğultu yansıtır Bir HCC örneği. Bu veriler birincil insan HCC dokular için, deri altına melezleme oranları intrasplenik tümör hücre enjeksiyonu veya intrahepatik tümör parçası implantasyon ile elde intrahepatik bütünleşme oranları aşağı olan olduğunu göstermektedir ve bu parsiyel hepatektomide intrahepatik uyumunu artırmak için görüntülenir. Başarılı bir şekilde iyi kurulmuş bir insan HCC hücre hatları (veriler gösterilmemiştir), intrahepatik ksenograftları oluşturmak için fare karaciğer içine doğrudan hücre enjeksiyonu kullanılan var olsa da, hepatektomiden kullanımına rağmen primer insan HCC örnekleri kullanarak, bu yöntem ile üretilen bir intrahepatik ksenograftları değil .
Şekil 1. Işleme ve HCC numunenin hazırlanması hem de daha sonra yabancı-doku naklinde seçenek (ek) için iş akışı gösteren protokol şematik gösterimi.
544fig2.jpg "/>
Şekil 2. Hepatosellüler karsinom ile bir hastanın karaciğer rezeksiyonu örnek. Bu hasta tümör herhangi bir adjuvan tedavi almamış. Beyaz kutu Xenografting için elde edilmiş olan çevre yakınında tümörün uygun bir kısmını gösterir. Sağ üst ölçek çubuğu 1 cm karşılık gelir.
Şekil 3,. Tümör hücrelerinin deri altından enjeksiyonundan elde edilen insan hepatoselüler karsinoma xenograft. A) Tümör kolayca Tümör hayvan feda sonra çevre dokulardan ayrı olduğu görülür bir hayvan. B) 'nin sağ böğrüne üzerinde takdir edilebilir. ° C) Tümörün histoloji nükleer atipi ve yüksek nükleer-to-sitoplazmik oranı, portal yolları yokluğu, ve dist ile hepatosit benzeri hücreler de dahil olmak üzere hepatosellüler karsinom tipik özelliklerini gösterirhepatocellular plakaları artan kalınlığı ile orted trabeküller. Ölçek çubuğu 1 paneller A cm ve B, ve panel C 100 um gelir. büyük rakam görmek için buraya tıklayın .
Şekil 4. Intrahepatik insan hepatocellular carcinoma xenografts. Fare karaciğerinde bir insan tümör fragmanının implantasyonundan kaynaklanan A) Ksenograft. Intraparenkimal tümör siyah ok ile gösterilen. Hepatektomiden sonra fare dalağı içinde insan tümör hücrelerinin enjeksiyonundan elde cm. B) Xenograftlarında fotoğraf altındaki cetvel ölçeği. Intraparenkimal tümör siyah ok ile gösterilen. Ölçek çubuğu 1 cm karşılık gelir. C) Histoloji bölüm intrahepatik ksenogreft demonstrat marjı ile(sağ alt) insan hepatosellüler karsinom ve komşu normal fare karaciğerinde (sol üst) tipik özelliklerini ing. Ölçek çubuğu 100 mikron karşılık gelir. büyük rakam görmek için buraya tıklayın .
| İmplantasyonu Sitesi | İmplantasyonu Yöntem | Tümör Kendine Oranı |
| derialtı | Hücre süspansiyonu | 6/55 (% 10.9) |
| tümör fragmanı | 23/136 (% 16.9) | |
| dalak | Hücre süspansiyonu | 3/15 (% 20) * |
| Hücre süspansiyonu + parsiyel hepatektomide | 6/14 (% 42.9) * | |
| karaciğer | tümör fragmanı | 6/13 (% 46.2) |
| tümör parçası + parsiyel hepatektomide 2/3 (% 66.7) | ||
| Hücre süspansiyonu | gerçekleştirilmez | |
| Hücre süspansiyonu + parsiyel hepatektomide | 0/8 (% 0) | |
| * Intrahepatik tümör nodülleri vermiştir numune oranı | ||
Tablo 1. Farklı implantasyon tekniklerine uygun bağışıklık yetersizliği olan farelerde insan HCC melezleme oranları.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu deneysel sorular ve deneyleri geniş bir yelpazede uygulanabilir bağışıklık yetersizliği olan farelerde deri altından ve intrahepatik insan HCC ksenograftları kurmak için çeşitli teknikler tarif edilmiştir. Deri altı ksenograftlar yaygın HCC biyoloji çeşitli yönlerini incelemek için kullanılmış olsa da, intrahepatik xenografts nadiren literatürde tarif edilmiştir. Ayrıca, ksenograftlarının kullanımını anlatan çalışmaların çoğunluğu iyi kurulan hücre hatları bu yarattı. Insan tümör biyolojisi 12 modelleme kanser hücre çizgilerinin sınırlamalar göz önüne alındığında, birincil insan HCC dokuları kullanılarak yukarıda açıklanan teknikler doğrulamak için motive edilmiştir. Nedeniyle deney gruplarının küçük örneklem büyüklüğü istatistiksel analizi ile desteklenen olmasa da, bizim gözlemler subjektif tümör hücrelerinin ya da parçalarının intrahepatik implantasyon hepatektomiden eklenmesi ile geliştirilmiş engraftmınt fiyatla karşı zorlayıcı bir eğilimi ortaya koymaktadır. </ P>
Titizlikle birincil dokuları kullanmak için çalıştılar birkaç çalışma 13-15 elde hasta örneklerinin sadece çok küçük bir oranda başarılı derialtı engrafmanda elde ettik. Ayrıca, başarılı bir şekilde, yukarıda tarif edilen teknikler kullanılarak bağışıklık yetersizliği olan farelerde deri altı alanı sokmak primer insan HCC numune oranı yaklaşık olarak% 15 ile sınırlı olduğunu gözlemledik. Insan karaciğer, HCC lezyonlar hepatik arter 16,17 aracılığıyla ağırlıklı olarak kendi kan akımı alma, hipervasküler vardır. Biz ve diğerleri gözlemledik primer HCC dokuların düşük engraftmınt oranı kurdukları arter kaynağı olmadan, ksenogreflenmiş hangi içine mikroçevresinin göreli hipoksi taze HCC dokuların güvenlik açığının bir sonucu olabilir spekülasyon. Cerrahi rezeksiyon ve Xenografting arasındaki aralıkta hızlı iskemik nekroz HCC dokuların duyarlılık da ACCOU olabilirFarelerde elde edilen düşük engrafman oranı nt.
Tümör hücre süspansiyonlarından intrahepatik insan HCC ksenograftlarının üretimi için, dalak hücreleri içine enjeksiyonu birincil insan HCC örneklerinden karaciğer bütünleşme üstün oranları ile sonuçlanan bir teknik olarak uygun bir yaklaşım bulduk. Dalak daha fare vücudun diğer bölgelerinde karşılaştırıldığında HCC hücreleri destekleyebilir yüksek ölçüde damarlanmış bir yapıdır, ve tümör hücreleri kolayca dalak ve portal damar vasıtasıyla karaciğer içine seyahat görünmektedir hangi. Doğrudan bir kaçak veya kanama olmadan hücresinin enjekte edilmesi için teknik olarak zor olduğu içine karaciğer parankimi ile karşılaştırıldığında, dalak enjekte edilir, hücre süspansiyonu hacmi yerleştirmek için bir yapıya sahiptir ve kolayca bağlanabilir bir kez tümör hücre enjeksiyonu tamamlandı. Doğrudan 6-8 haftalık farelerde portal ven veya hepatik arter içine hücre süspansiyonları enjeksiyonu teknik İ.İ.BF değilible.
Biz insan HCC dokularının intrahepatic naklini kolaylaştırmak için alıcı fareler kısmi hepatektominin kullanmıştır. Hepatektomiden fare modelleri yaygın karaciğer rejenerasyonu 18 biyolojisi okumak için kullanılmış olsa da, biz intrahepatik tümör ksenonakil ile birlikte bunu açıklayan herhangi raporların farkında değildir. Karaciğer rejenerasyonu hepatektomiden takip eden ilk birkaç gün içinde hızlı bir şekilde gerçekleştiğinden, karaciğer parankimi içinde mitojenik ve anjiyojenik uyaranların oldukça gelişmiş sentezleme daha geri kalan kısmı içinde yerleştirilmiş hassas insan tümör dokusu veya hücrelerinin çoğalmasını uyumunu ve destek olacağını iddia Fare karaciğer, onun "dinlenme" durumunda 19 fare karaciğer ile karşılaştırıldığında. İnsanlarda, HCC gelişimi için büyük risk faktörü dağınık rejeneratif NO gelişimi ile karakterize karaciğer fibrozisi veya siroz, ileri düzeydedirsaati itibariyle, hangi kronik karaciğer hasarı ve rejenerasyon 20 bir devlet olarak bazıları tarafından kavramsallaştırma olmuştur. Biz karaciğer rejenerasyonu etkinleştirerek fare karaciğer içine insan HCC dokuları aşılamak göstermiştir teknikleri HCC patofizyolojisinde hepatik mikro ve karaciğer rejeneratif mekanizmalarının rolüne soruşturma izni için değerli bir model olarak ortaya çıkabilir.
Burada tarif edilen teknikler bağışıklık yetersizliği olan farelerde yüksek kaliteli primer insan HCC ksenograftları üretme kapasitesine sahip olmakla birlikte, bu protokollerin kullanımını düşünen araştırmacılar modeli bazı kısıtlamaları göz önünde bulundurmalıdır. Birincisi, bizim protokolleri henüz bir meydan okuma olarak kalmıştır yüksek engraftmant oranları elde, hasta doku cerrahi rezeksiyon ve laboratuvarda onun sonraki işleme arasında en az gecikmeye sahip, bu, bu tekniklerin uygulanabilir uygulanması için hastanın doku toplama sitenin yakınlık gerektirdiğini göstermektedirtaze örneklerin transferi gecikmeleri en aza indirebilirsiniz laboratuvar veya altyapı. Ksenogratflardır oluşturmadan önce ikinci, 6-8 haftalık bağışık yetmezliği olan farelere karmaşık karın içi cerrahi işlemler birkaç ay boyunca hayvanların hayatta kalmasını sağlamak amacıyla uygun şekilde eğitilmiş personel tarafından yapılmalıdır bu prosedürler ve müteakip hayvan bakımı zaman her ikisi de ve yoğun kaynak. Üçüncü olarak, intrahepatik ksenograftlarının gelişimi ve ilerlemesi hali hazırda yukarıda belirtildiği gibi tahlillerde bazı türleri için bu konumda ksenograftlarının yarar sınırlayan, önceden tespit edilmiş bir zaman noktalarında hayvanlar feda etmeden izlenemez. Buna ek olarak, dalak hücreleri içine enjekte türetilmiş intrahepatik xenografts tam toplam tümör yükü bakımından ölçmek zordur karaciğer parankimi boyunca dağılmış birden çok nodüller mevcut olabilir. Son olarak, dalak hücreleri içine enjeksiyonundan kaynaklanan intrahepatik tümör nodülleri seçebilir dikkat etmek önemlidirively karaciğer ve daha sonra tümör başlaması için dalak göç yeteneğine sahip olan belirli bir hücre alt-popülasyonunu yansıtmaktadır.
Primer insan HCC dokulardan ksenograftları oluştururken, bu elde edilen xenografts HCC benzer olduğunu doğrulamak için de önemlidir. Biz daha önce lenfomalar istemeden ksenonakledilmiş insan HCC dokularında 21 içinde yolcu lökositlerinden geliştirmek olduğunu göstermiştir. Dolayısıyla rutin primer tümör hücre süspansiyonları, insan CD45 + lökositleri tüketmek ve RT-PCR kullanan, sitometrisi histopatolojik değerlendirme akış ve HCC tipik özellikleri için ksenograftları tahlil için immünohistokimya. Ileri çalışmalar için kurulmuş ksenograftları pasaj zaman, tümör-süzücü hücreler, kemirgen fare histo-uyumluluk antijen H2k karşı bir antikor kullanılarak tükenmiş olmalıdır. Araştırma uygulama tümör parçalarının kullanımını veya ksenograft büyümenin ölçülmesini, xenogra analizi kapsıyorsaÇalışma uç noktada FTS tümörler insan lökosit ve fare hücreleri tarafından sızmış olan hangi derecede bir değerlendirmesini içermelidir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarlar, hiçbir rakip mali çıkarlarını olmadığını beyan ederim.
Acknowledgments
Bu çalışma Sağlık Araştırma Faz 1 Klinisyen-Bilim İnsanı Ödülü (AG) bir Kanadalı Enstitüleri ve Kanser Araştırma Derneği (AG) Bir İşletim Grant tarafından desteklenmiştir. Yazarlar, bu projenin onun desteği için Dr John Dick minnettarız.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dulbecco’s Mod. Eagle Medium/Ham’s F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12) | WISENT Bioproducts | 319-075-CL | |
| Collagenase TypeIV | Sigma-Aldrich | C5138 | |
| Dispase II | Stemcell Technologies | 7923 | |
| Matrigel Matrix | Becton-Dickinson Biosciences | 354234 | |
| 10 % Buffered Formalin solution | Sigma-Aldrich | HT501128 | |
| 0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile | House Brand | 1011-L8001 | |
| Betadine surgical scrub | Purdue Pharma | NPN 00158313 | |
| Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml | Reckitt Benckiser | ||
| Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | M60302 | |
| Tear-Gel | Novartis Pharmaceuticals | ||
| Frozen section compound | VWR | 95057-838 | |
| Cryomold, Tissue -Tek | Sakura Finetek | 4566 | |
| Precision Glide Needle 18G 1 ½ | Becton-Dickinson Biosciences | 305196 | |
| Precision Glide Needle 27G ½ | Becton-Dickinson Biosciences | 305109 | |
| Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G½ | Becton-Dickinson Biosciences | 309301 | |
| Surgical blade No.10 | Feather Safety Razor Co. | 08-916-5A | |
| #5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle | Syneture | VS-880 | |
| Transpore surgical tape | 3M Health care | 1577-1 | |
| Cotton applicator | Medpro | 018-425 | |
| Surgicel, oxidized regenerated cellulose | Ethicon | 1951 | |
| Cell strainer 100 μm nylon | Becton-Dickinson Biosciences | 352360 | |
| Magnification lighting with mobile base | Benson medical Industries Inc. | model: RLM-CLT-120V | |
| Petridish sterile 100x20 mm | Sarstedt | 821474 | |
| Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2" | Almedic | A10-302 | |
| Adson dressing forcep 4-3/4" | Almedic | A10-220 | |
| Eye dressing forcep, serrated, straight, 4" | Almedic | A19-560 | |
| Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2" | Almedic | A12-142 | |
| Iris scissor, curved, 4-1/4" | Almedic | A8-690 | |
| Iris scissor, straight, 4-1/2" | Almedic | A8-684 | |
| Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2" | Almedic | A17-228 |
References
- El-Serag, H. B.
- Li, Y., Tang, Z. Y., Hou, J. X. Hepatocellular carcinoma: insight from animal models. Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 32-43 (2012).
- Tateishi, R., Omata, M. Hepatocellular carcinoma in 2011: Genomics in hepatocellular carcinoma--a big step forward. Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 69-70 (2012).
- Hoshida, Y., et al. Molecular classification and novel targets in hepatocellular carcinoma: recent advancements. Semin. Liver Dis. 30, 35-51 (2010).
- Ji, J., Wang, X. W. Clinical implications of cancer stem cell biology in hepatocellular carcinoma. Semin. Oncol. 39, 461-472 (2012).
- Villanueva, A., Hernandez-Gea, V., Llovet, J. M. Medical therapies for hepatocellular carcinoma: a critical view of the evidence. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. , (2012).
- Jin, K., et al. Patient-derived human tumour tissue xenografts in immunodeficient mice: a systematic review. Clin. Transl. Oncol. 12, 473-480 (2010).
- Sausville, E. A., Burger, A. M. Contributions of human tumor xenografts to anticancer drug development. Cancer Res. 66, 3351-3354 (2006).
- Shultz, L. D., et al. Multiple defects in innate and adaptive immunologic function in NOD/LtSz-scid mice. J. Immunol. 154, 180-191 (1995).
- Ohbo, K., et al. Modulation of hematopoiesis in mice with a truncated mutant of the interleukin-2 receptor gamma chain. Blood. 87, 956-967 (1996).
- Fiebig, T., et al. Three-dimensional in vivo imaging of the murine liver: a micro-computed tomography-based anatomical study. PLoS One. 7, e31179 (2012).
- Masters, J. R. Human cancer cell lines: fact and fantasy. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 1, 233-236 (2000).
- Yamashita, T., et al. EpCAM-positive hepatocellular carcinoma cells are tumor-initiating cells with stem/progenitor cell features. Gastroenterology. 136, 1012-1024 (2009).
- Ma, S., et al. miR-130b Promotes CD133(+) liver tumor-initiating cell growth and self-renewal via tumor protein 53-induced nuclear protein 1. Cell Stem Cell. 7, 694-707 (2011).
- Yang, Z. F., et al. Significance of CD90+ cancer stem cells in human liver cancer. Cancer Cell. 13, 153-166 (2008).
- Park, Y. N., et al. Neoangiogenesis and sinusoidal "capillarization" in dysplastic nodules of the liver. Am. J. Surg. Pathol. 22, 656-662 (1998).
- Sigurdson, E. R., Ridge, J. A., Kemeny, N., Daly, J. M. Tumor and liver drug uptake following hepatic artery and portal vein infusion. J. Clin. Oncol. 5, 1836-1840 (1987).
- Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat. Protoc. 3, 1167-1170 (2008).
- Michalopoulos, G. K. Liver regeneration after partial hepatectomy: critical analysis of mechanistic dilemmas. Am. J. Pathol. 176, 2-13 (2010).
- Zhang, D. Y., Friedman, S. L.
- Chen, K., Ahmed, S., Adeyi, O., Dick, J. E., Ghanekar, A. Human solid tumor xenografts in immunodeficient mice are vulnerable to lymphomagenesis associated with Epstein-Barr virus. PLoS One. 7, e39294 (2012).
