A Procedure til implantering Organized Arrays af Microwires for Single-unit optagelser i Vågn op, fungerende dyr

Summary

Implantere organiserede arrays af microwires til brug i single-unit elektrofysiologiske optagelser præsenterer en række tekniske udfordringer. Metoder til at udføre denne teknik, og det nødvendige udstyr, er beskrevet. Desuden er den retmæssige brug af organiserede Microwire arrays til at optage fra forskellige neurale underområder med høj rumlig selektivitet diskuteret.

Abstract

In vivo elektrofysiologiske optagelser i vågen, opfører dyr giver en kraftfuld metode til at forstå neurale signalering på enkelt-celle niveau. Teknikken tillader eksperimentatorer til tidsmæssigt og regionalt undersøge specifikke fyring mønstre med henblik på at korrelere optagede virkningspotentialer med løbende adfærd. Desuden kan en enkelt unit optagelser kombineres med et væld af andre teknikker for at producere omfattende forklaringer af neural funktion. I denne artikel beskriver vi anæstesi og forberedelse til Microwire implantation. Efterfølgende optælle vi det nødvendige udstyr og kirurgiske trin til at præcist indsætte en Microwire array i et mål struktur. Endelig vil vi kort beskrive udstyr, der anvendes til at optage fra den enkelte elektrode i matrixen. De faste Microwire arrays beskrevne velegnet til kronisk implantation og giver mulighed for langsgående optagelser af neurale data i næsten alle adfærdsmæssige preparatipå. Vi diskuterer opsporing elektrode spor at triangulere Microwire positioner samt måder at kombinere Microwire implantation med immunhistokemiske teknikker for at øge anatomiske specificitet registrerede resultater.

Introduction

Elektrofysiologiske optagelser give forskerne at undersøge de elektriske egenskaber af biologiske celler. I det centrale nervesystem, hvor elektriske impulser tjene som en signalering mekanisme, disse optagelser er af særlig betydning for forståelsen neural funktion ^1-2. Under enkelt unit optagelser i fungerende dyr, en mikroelektrode, der er blevet indsat i hjernen er i stand til at registrere ændringer i en neuron generation af aktionspotentialer over tid.

Mens mange teknikker tillader en at optage hjerneaktivitet enkelt enhed elektrofysiologi er en af ​​de mest præcise metoder ved at tillade opløsning på enkelt neuron niveau. Når der ønskes en høj grad af rumlig specificitet kan microwires anvendes til at målrette diskrete sub-kerner eller samlinger af celler i brain3. Single-unit optagelser også drage fordel af høj tidslig opløsning som optagelser er korrekte på mikrosekund-niveau. Og in vivo enwake optagelser tillade intakte kredsløb interaktioner med den naturlige miljø af afferente og efferente fremskrivninger, systemisk kemiske og hormonelle påvirkninger, og fysiologiske parametre. Neurale signaler er afledt af sanseindtryk, motoriske adfærd, kognitiv behandling, neurochemistry / farmakologi, eller en kombination. Derfor adskillelse af sensoriske, motoriske, kognitive og kemiske påvirkninger nødvendiggør, velgennemtænkte eksperimenter med effektive uforudsete udgifter og kontrol, som kan give mulighed for vurdering af hver af de førnævnte påvirkninger. Alt i alt, optagelser i opfører dyr tillade eksperimentatorer at observere integration af flere informationskilder inden for en fungerende kredsløb og til at udlede en mere omfattende model af kredsløbet funktion.

Single-unit optagelser lider også en række ulemper, hvoraf enhver Eksperimentatoren bør være klar over. Først og fremmest kan optagelser være svært at gennemføre. Faktisk egenskaber the hovedtrin forstærkere og de ​​implanterede microwires der giver mulighed for rumlig og tidsmæssig specificitet i disse optagelser gør også optagelser modtagelige for påvirkning af udefra kommende elektriske signaler (dvs. elektrisk "støj"). Derfor evnen til fejlfinding af problemer i et elektrofysiologisk system, nødvendiggør en veludviklet teknisk forståelse af elektrofysiologiske principper og apparater. Det er også vigtigt at bemærke, at under visse omstændigheder kan registreres elektriske signaler i ekstracellulære optagelser repræsenterer summation af flere neurale signaler. Desuden kan generaliseres enkelt enhed aktivitet til befolkningen aktivitet inden for et målområde ofte være begrænset af graden af cellulær heterogenitet i målområdet (men se Cardin ^4). For eksempel kan elektroderne forspændt mod optagelse af high amplitude output neuroner i stedet for andre celler. Interpretability af single-unit optagelser øgesved at kombinere optagelser med andre teknikker, herunder, men ikke begrænset til, elektrisk (orthodromic eller antidromic), kemiske (f.eks iontoforetisk eller designer receptor) eller optogenetic stimulation ^4, midlertidige neurale inactivations, sensomotoriske undersøgelser ^5, afbrydelse procedurer eller immunhistokemi ^3.

I den protokol, der følger, vil vi opregne de materialer og nødvendige skridt til at implantere en organiseret Microwire array i rotter (selvom protokol kan tilpasses til brug i andre arter). Proceduren og stil af faste arrays, der anvendes i vores laboratorium har vist sig pålidelige for langsgående optagelser og kan opretholde registreringer af samme neuron i over en måneds tid ^6-8. Dette gør denne procedure ideel til undersøgelse fasiske reaktioner på eksperimentelle stimuli, plast forandringer i neurale svar eller mekanismer for læring og motivation.

Protocol

Skal tages hensyn til den yderste forsigtighed for at opretholde aseptiske betingelser (som beskrevet i vejledningen for pleje og anvendelse af forsøgsdyr ^9), mens forberedelserne til og gennemføre følgende procedure. Følgende protokol er i overensstemmelse med vejledningen for pleje og anvendelse af forsøgsdyr og er blevet godkendt af Institutional Animal Care og brug Udvalg, Rutgers University. Det anslås, at de efterfølgende procedurer vil kræve 3-6 timer til at fuldføre.

Implantere Microwire Array:

1. Place dyr under bedøvelse ved hjælp af 50 mg / kg natriumpentobarbital (ip) og administrere 10 mg / kg atropin methyl nitrat (IP; Glycopyrrolat kan være substitueret) og 0,25 mg penicillin (300.000 U / ml im) for at opretholde respiratorisk funktion og forebygge infektion hhv.
   Bemærk: Med 3-6 hr længden af ​​denne implantering er natrium pentobarbital bruges, fordi det er omkostningseffektivt og menneskelig grænseværdier foranæstetika (som kan forekomme med langvarig brug af gas anæstesiologi) mens det stadig giver langvarig anæstesi. Substitution af andre anæstetika, er acceptabel.
2. Kontroller, at bedøvelsen er trådt i kraft ved hjælp af hale knivspids test, før du fortsætter.
3. Om nødvendigt giver skiftevis injektioner af ketaminhydrochlorid (60 mg / kg IP), og natriumpentobarbital (5-10 mg / kg IP) for at opretholde anæstesi hele operationen.
4. Barber hovedbunden under anvendelse af en # 22 skalpel.
5. Desinficere det barberede hovedbund med povidon jod.
6. Giv subkutane injektioner af bupivacain (~ 1 mg / kg SC spredt over 4 injektionssteder) til lokalt at bedøve hovedbunden. Tillad 5-10 min for lokalbedøvelse for at træde i kraft.
7. Placer en oftalmologisk smøremiddel over øjnene for at bevare fugt under anæstesi.
8. Fastgør dyret ind i øret barer og næse klemme i en stereotaktisk apparat.
9. Anvend visuelle landmærker (fx en vandret bar på STEReotaxic ramme) til ca niveau dyrets hoved. Dette trin er kun beregnet til ca niveau kraniet.
10. Lave et snit langs midterlinien i hovedbunden under anvendelse af en # 11 skalpel monteret på en skalpel holder. Snittet skal strække sig lige bag ørerne til den bageste del af den nasale knogle.
11. Ved hjælp af en dissektion spatel, rydde kraniet af alle resterende væv indtil begge laterale kraniet højderygge og den bageste kraniet højderyg er nået.
12. Træk huden omkring snittet ved hjælp af en række hemostats (6x).
13. Rengør kraniet af noget blod, og lad det tørre. Hvis nogen resterende opstår blødning, opsige resterende blødning med en lille ætsende værktøj. Sikring af, at kraniet er ren og tør tillader dental acryl anvendes i efterfølgende trin at binde til kraniet permanent.
14. Mark bregma og lambda (Figur 2D) ved at interpolere skæringspunktet af kraniet suturer. En dissekere microscope er nødvendig for nøjagtigt at markere disse positioner.
15. Vedhæft en lille spids element (fx en nål eller tandlægebor bit) til en stereotaktisk arm og sænk den til at bestemme dorsale / ventrale (DV) koordinat bregma og lambda.
16. Juster næsen klemmen, DV koordinater for bregma og lambda er inden for 100 um (0,1 mm) fra hinanden.
17. Når jævnet med jorden, registrerer den forreste / bageste (AP), mediale / laterale (ML) og DV koordinaterne for bregma sammen med placeringen af ​​næsen klemme. Dobbelttjekke koordinaterne for nøjagtighed, som den resterende del af operationen afhænger af præcisionen af ​​disse koordinater.
18. Brug de målte koordinater til at beregne ML og AP-koordinaterne for fire hjørner af "skull vindue" i forhold til bregma (dvs. kraniotomi, figur 1). Kraniet vindue er en præcist placeret rektangel hvorigennem Microwire array vil passere.
19. Benytte de beregnede koordinater for at markerekraniet vindue koordinater på kraniet med en spids stereotaktisk udlæg og fyldepen blæk. For at opnå præcise mærker, gælder kun en lille mængde blæk til spidsen af ​​mærkningen værktøjet ved hjælp af en bomuld applikator.
20. Bor kraniet vinduet ved at fjerne knogle i en række små lag.
    1. Start med at bore de markerede hjørner af vinduet, hvor mærkerne er blevet placeret.
    2. Dernæst forbinde hjørnerne og skitsere vinduet.
    3. Endelig klart ud af området inden for konturen ned til dybden af ​​dura mater. Hullet skal være bredere (dvs. den affasede) under de overfladiske lag af kraniet for at sikre, at vinduet på en hensigtsmæssig bredde fra top til bund.
21. Brug microforceps til forsigtigt at fjerne enhver resterende knogle chips, aflejringer eller dura mater inde i kraniet vindue. Dette trin er meget vigtigt, da disse bits materiale kan kompromittere integriteten af ​​matrixen under sænkning. Når ryddet, skal man holde the vindue fugtig med bakteriostatisk saltvand til den resterende del af operationen.
22. Placer markeringer på skallen i 5 kraniet skruer og 1 jordledning (Figur 1). Disse positioner vil variere afhængigt af den tilsigtede område af hjernen. Den hovedtrin vil være mest sikker, hvis en skrue er placeret på hver af de 5 kraniet knogler. Placer begge kraniet skruer og stelledning på steder, der ikke vil forstyrre Microwire vifte placering.
23. Bor huller til kraniet skruer og fastgør skruerne på plads. Skruer skal sænkes, indtil kun 3-4 tråde viser (eller, hvis du bruger andre end de anbefalede skruer, dyb nok til at krydse tykkelsen af ​​kraniet til at fremme vifte stabilitet, men ikke for dybt, så at beskadige cortex). Rengør gevindet på skruerne efter placering.
24. Bor et hul til jordledningen. Sænk wiren langsomt (over 1-2 min) til målet DV koordinere og løse ledninger på plads ved hjælp dental akryl.
25. Tilføj akryl omkring trådenei kraniet skruer. Før akryl tørrer, fjerne overskydende cement, der strømmer væk fra jorden wire eller kraniet skruer. Tillad 15 min for dental akryl tørre / hærde.
26. Fastgør array til stereotaktisk arm. Niveau array og orientere det, så det vil holdent passere gennem rammerne af kraniet vinduet.
27. Placer saltvand i kraniet vindue, så at det er i niveau med kraniet. Sænk array indtil det skaber en fordybning i saltvand. Dette koordinatsystem anvendes som kraniet niveau array. Brug denne værdi til at beregne den endelige DV koordinat array.
28. Sænk array langsomt, indtil den når sin endelige DV koordinat. Stop hver 1 mm sænkning og vente i flere minutter for at tillade hjernevæv for at komme fra dimpling og at opløse den nederste del af polyethylenglycol (PEG) på arrayet (PEG bruges til midlertidigt at holde ledningerne i deres konformation og samtidig sænke og opløses langsomt i saltvand).
29. Når array er 1mmvæk fra målet, sænk den mere langsomt, indtil det endelige mål er nået. Sænkning på 0,1-0,2 mm på et tidspunkt før den tillader vævet at hvile i en periode på 5 min til formål at bevare vævet på målet site samt proksimale synaptiske forbindelser. Hvis udstyret er til rådighed, kan præcision sænkning af array bistås ved hjælp af et motoriseret manipulator.
30. Opløs resterende PEG og bruge dental akryl at cementere microwires på plads. Tilføj flere lag af cement for at sikre, at ledningerne er sikkert og derefter give 15-20 min for cement at hærde, før du fortsætter. Dette sikrer, at ledningerne ikke bliver skubbet fra deres endelige placering.
31. Byg den resterende del af dyrets hovedtrin hjælp dental akryl. Brug akryl til at indramme kraniet skruer, jordledning og stik til microwires. Lad akryl hat at hærde tilstrækkeligt, før du fortsætter.
32. Suturere hovedbunden indsnit hjælp resorberbare suturer og administrere 2 ml of bakteriostatisk saltvand (sc) for at genoprette hydrering fra kirurgi.
33. Fjern dyret fra øret barer og placere emnet i et rent område. Overhold dyret ofte i løbet af det postoperative forløb indtil varmeregulering og bevægelse har genvundet. Efter genvinding fra anæstesi, flyt dyret ind i single-boliger til resten af ​​post-kirurgisk opsving.
34. Giv dyrene daglig postoperativ overvågning og pleje i dagene efter indgrebet. Recovery fra denne fremgangsmåde er optimal, når syv eller flere dage er tilladt.
35. Giv dyrene injektioner af carprofen (5mg/kg) og Enrofloxacin (5-10 mg / kg) eller tilsvarende i løbet af genopretning pr tidsplanen anbefales af den behandlende dyrlæge.

Representative Results

En liste over Udstyr, der anvendes af dette laboratorium til optagelse elektrofysiologiske signaler kan findes i tabel 3. Efter genopretning fra kirurgi, er single-enheder registreres ved at tilslutte en enhed-gain hovedtrin i den implanterede stikket. Denne hovedtrin er tilsluttet via et kabel til en kommutator, som er i stand til fri rotation uden pauser i elektrofysiologiske optagelse gennem brug af elektriske slæberinge. Kommutatoren tillader emner bevæge sig frit, mens du optager under adfærd, som er en af ​​de vigtigste fordele ved dette præparat. Signaler føres derpå gennem en forforstærker (10x gevinst), der bruges til differentielt forstærke signalet på hver elektrode mod den omgivende støj på en elektrode valgt, fordi det ikke udviser en enhed signal. Differential optagelser anvendes til at forstærke den øjeblikkelige forskel mellem de to spændinger. Fordi begge ledninger registrerer omgivende støj omtrent ligeligt, deres opposiTe polariteter reelt gør det muligt subtraktion af omgivende støj fra neurale optagelser (figur 2). Endelig signaler er band-pass filtreret (450 Hz til 10 kHz; roll off -1.5 dB / oktav ved 1 kHz og -6 dB / oktav ved 11 kHz) og forstærkes 700x før bliver digitaliseret ved hjælp af en computer med en A / D-kort (50 kHz sampling frekvens / ledning) og gemt til offline analyse.

I software, kurver ofte udtages efter en detekteringstærskel metode. Således signaler, som passerer en given spænding tærskel digitaliseres og lagres. Alligevel er der en iboende rate af falsk-positive, hvor elektriske artefakter passerer gennem tærskel, filtrering og differentieret forstærkning, og samples. Disse ikke-neurale kurver fratrækkes post-hoc hjælp spike sortering software, som giver udledning i stikprøven, der skal sorteres ud fra deres parametre (f.eks amplitude, top og dal spændinger osv.) Og efterfølgende giver mulighed for afskaffelse af electrical "støj" og udvælgelsen af den neuronale signal (figur 3). Kurver er inkluderet for analyse, hvis 1) Kurver stede med kanoniske mønstre af neurale aktivitet, herunder en klart defineret virkningspotentialet og efter hyperpolarisering (figur 3, højre panel), 2) amplituden af et formodede neurale bølgeform udviser mindst et 2:1 signal : støjforhold (dvs. klart adskilles fra kanalens støj band, amplituden af støj band = ca .. 50 μV) 3) Parametre forblive stabil i hele sessionen og 4) en interspike interval (ISI) histogram viser, at ingen udledninger opstået under neuron naturlige refraktær periode (dvs. ~ 2 msek, Figur 3 venstre panel).

Neurale udledninger kan derefter korreleres med adfærdsmæssige hændelser (f.eks løftestang svarer), der er optaget som tidsstempler ved brug af en digital input-output (I / O)-kortet. Disse tidstempler kan bruges til at skabe peri-event tid histogrammer (PETHs; figur 4A), der bruges til at vise neuronale udladninger, der opstår i et bestemt tidsinterval omkring et bestemt adfærdsmæssige begivenhed. Vores laboratorium har typisk undersøgt neurale fyring på rækkefølgen af timer (Tonic ^10), minutter (Slow-phasic ¹¹⁾ og sekunder / millisekunder (Rapid-phasic ^12). Tonic fyring bruges typisk til at undersøge de fleste globale begivenheder i en session. For eksempel bruger vi ofte denne til at sammenligne fyring satser af neuroner, når dyrene selv administrerer medicin, dvs predrug versus on-drug fyring satser. Langsomme fasiske analyser bruges ofte til at undersøge fyring under langsom skiftende begivenheder som den farmakologiske henfald af et lægemiddel i løbet af få minutter. Endelig hurtige fasiske analyser bruges til mere øjeblikkelige begivenheder som en operant respons eller påbegyndelsen af ​​en eksperimentel cue.

Figur 4 viser et histogram tonic fyringmed en optælling af udledninger i 30 sekunder spande på tværs af en hel optagelse under kokain selvadministration. Eksemplet celle er vist, er følsom over for ændringer i kroppens niveauer af kokain og bliver hæmmet (figur 4A) som dyrets krop niveau af kokain stiger (figur 4B), men vender tilbage til sin oprindelige skudhastighed som niveauet af kokain ligger efter selv- administration uforudsete er afsluttet. Afhængigt af målområdet, kan neuroner være følsomme over for farmakologiske virkninger, eller en række af adfærdsmæssige begivenheder, herunder belønning-associeret tidskoder ^6, sensomotoriske indgang ^13, eller motiveret tilgang ^3.

Under de rette betingelser, er det muligt at optage det samme neuron for mange sessioner. I striatum er neuroner homogent fordelt (80% af ledninger kun give en enkelt enhed, og cellerne ikke er lagdelt eller stramt samlet) og producerer relativt små signaler, der hurtigt henfald over afstand. Under disse betingelser har vores laboratorium været i stand til at optage det samme neuron i striatum for flere uger. Vigtigt er det, kan ikke alle neuroner verificeres tværs sessioner og ikke alle neuroner opretholdes over tid. Bestemmelse ens evne til at få disse typer af langsgående optagelser kræver omhyggelig test af elektrofysiologiske system. For eksempel er det muligt at estimere optagelsen afstand microwires ved hjælp drivbare elektroder. Når de betragtes sammen med de fysiske egenskaber af de ledninger, regional anatomi og bølgeform parametre neuron på tværs af sessioner, kan man bestemme med rimelig sikkerhed, at en bølgeform er blevet opretholdt på tværs af sessioner ^7,8,13.

Figur 1. Repræsentation a.ive placeringer for "skull vindue" (dvs. kraniotomi) kraniet skruer, og jordledning. A) en dorsal visning af kraniet, der viser placeringen af et kranium skrue på hver plade af kraniet (rød), et kranium vindue (firkant) og en kontralateral hul til jordledningen (grøn). Ved planlægning af kraniet vindue, skal koordinaterne defineres ved at bestemme B) forreste og C) posteriore mediale og laterale koordinater for målområdet (f.eks dorsolaterale striatum). D) Disse koordinater kan derefter anvendes til at bestemme placeringen af vinduet på den dorsale overflade af kraniet. Bemærk, at kraniet vinduet svarer til den mediale og laterale identificeret i B og C og spænder det angivne interval i anteroposterior flyet mellem B og C også. Disse koordinater vil være specifikke for de enkelte mål region. Repræsentant locationer af microwires i en 2 x 8 matrix vises med små prikker i kraniet vindue vist i D. Den endelige dorsoventral koordinat af trådene vil afhænge af den dybde, i hvilken de er sænket. Tal modificeret fra Paxinos & Watson ^14. Klik her for at se større billede.

Figur 2. En illustration af fremgangsmåden differentialforstærkning. Den øverste panel er en neural signal forud for differentialforstærkning (Signal + støj). Efter differentialforstærkning, uvedkommende elektriske signaler, der findes på alle kanaler (støj midterste panel) effektivt kan trækkes fra optagelse wires via anvendelse af en bestemt differentieret elektrode for at forbedre isoleringen af ​​den neurale bølgeform (Signal, bundpanel).

Figur 3.. Et eksempel neurale bølgeform (til højre) er optaget fra en ledning af en Microwire array. Histogrammet (til venstre) viser antallet af aktionspotentialer i millisekunder før hver observerede neurale udledning i sessionen. Hver bakke repræsenterer en 1 millisekund periode. Histogrammet viser, at ingen handling potentialer opstod i neuron naturlige refraktær periode (2 ms).

Figur4.. Et eksempel på en neuron, der er tonisk hæmmet under kokain selvadministration. A) skudhastighed (Spikes/30 sek) af et neuron på tværs af en lang-adgang kokain selvadministration session i 30 sekunder siloer. B) Den tilsvarende beregnede drug niveau på tværs af samme session. I kombination, er stigninger i drug niveau korreleret med en depression i neural fyring. Derfor når sessionen slutter ved ~ 425 min, neurale fyring genvinder som kroppens niveauer af kokain falde.

Figur 5.. Histologiske skiver fra to dyr med Microwire implantater. A) En Nissl farves sektion hjælp neutral rød kombineret med en kaliumferrocyanid tæller pletten afslørende læderede Microwire tips (blå).En Microwire kan spores fra cortex ned til ledningen tips (blå) ved at følge wire spor i vævet. Spor kan spores i en enkelt skive eller en række tilstødende skiver. B) En sektion farvet for substans P, hvilket afslører den ventrale pallidum, kombineret med en kaliumferrocyanid tæller pletten. Brug immunohistologiske teknikker, kan de enkelte mikro-ledninger lokaliseres inden for bestemte områder af hjernen, eller endog inden for bestemte sub-regioner i en bestemt kerne. Figuren viser en Microwire spids (blå) lokaliseret i den ventrale pallidum ved hjælp af substans P pletten.

Discussion

Ekstracellulære optagelser repræsenterer en kraftig eksperimentel teknik, der kan inkorporeres i næsten enhver eksperimentel forberedelse i Neuroscience. Ledninger, der er blevet implanteret i organiserede arrays kan spores som deres aksler passerer gennem hjernen og i deres målområde (figur 5A). Når en lille post-eksperimentel læsion oprettet på noninsulated Microwire spidsen for at skabe en lille jern indbetaling fra tråd af rustfrit stål, kan man præcist markere placeringen af ​​den uisolerede Microwire spids (hvor enkelt enhed blev optaget) ved hjælp af en løsning 5% kaliumferrocyanid og 10% HCI (figur 5A og 5B, blå prikker). Således kan man let benytte en række senere hjerneskiver at genskabe positionen af ​​hele systemet i hjernen. Endelig kan de ovenfor nævnte teknikker let kombineres med immunohistokemi for at forøge den rumlige specificitet optagelser forat verificere målplaceringer, og selv for at studere subregionale forskelle inden for et enkelt mål kerne ³ (fig. 5B).

For at opnå den ønskede rumlige specificitet, skal designes og implanteres med omhu Microwire arrays. Først og fremmest skal den indbyrdes afstand mellem rækker og kolonner i arrayet designet specielt til området af interesse. Arrays, der er for langt eller bredt til det ønskede mål kan mindske nøjagtigheden eller producere et stort antal tråde, der falder på grænsen mellem to tilstødende kerner. Samtidig kan microwires fordelte for tæt sammen forbyde en særskilt afgrænsning af hver elektrode. For det andet skal Microwire arrays håndteres med omhu for at bevare integriteten af ​​array. Enkelt elektrode arrays er fremstillet ved hjælp af tynde, hår-lignende ledninger, der let kan blive ødelagt eller skubbet fra deres konfiguration, når kontaktet. De kvaliteter af disse ledninger er ideelle til at reducere skader to væv på vej tilgang til ens mål og også give ledningerne til at flytte i koncert med små bevægelser i hjernen. Således er det typisk tilrådeligt at gemme arrays på et sikkert sted og undgå at fjerne arrays fra deres beskyttende sager indtil lige før implantation. Desuden skal der udvises forsigtighed ved sterilisering Microwire arrays. I nogle tilfælde kan autoklavering af elektroder være acceptabel. Imidlertid kan ethylenoxid eller UV desinficering være foretrukket at beskytte skrøbelige arrays. Endelig elektrode metal og isolering, og diameteren af ​​hver, bør nøje overvejes. For eksempel vil kun elektroder, der indeholder jern (fx rustfrit stål) være i stand til at producere Prussian Blue reaktioner til individuel afgrænsning af hver Microwire i array'et.

Den lejlighed, vil microwires i array omstrejfende fra deres konfiguration under sænkning grund upåagtede forhindringer (f.eks kraniet fragmenter i kraniet vindue) eller dårlig handling. I disse tilfælde, som en Microwire kan ofte stadig spores til dets spids (selv om det sandsynligvis vil være uden for målområdet). Skulle en instans opstå, hvor der ikke kan verificeres nogen nummereret Microwire i array, er det vigtigt at integriteten af ​​eksperimentet, at dette dyr fjernes fra datasættet. Fejlfortolkning af en individuel Microwire position kan aktivere sine neurale signaler til komplicere eller korrupte fortolkning af data.

Under implantation præcisionen af ​​kraniet vindue og vifte tilpasning er også afgørende for nøjagtighed målrette. Skull vinduer skal gøres lang nok til at tillade array til at passere uden at bøje eller ødelæggende ledninger. På den anden side er vinduet også anvendes til præcist at styre array til målpositionen og derfor skal bores med præcision i hver dimension. Når du er klar til implantation, må man også være sikker på, at array er i lod med kraniet vindue i alle dimensioner. Det vil sige,en svag hældning af arrayet i nogen retning, kan forårsage array til enten delvist eller helt forbi mål kernen. Endelig bør der udvises særlig forsigtighed, når du sænker den første 1-3 mm. Det er i den indledende sænkning at stykker affald, der er gået ubemærket hen i kraniet vindue kan kompromittere integriteten af ​​array og forstyrre stien microwires. Hvis stien af microwires er blokeret, mens de langsomt sænkes, kan man se microwires bøje eller bøje under svag forstørrelse før array pådrager eventuelle skader (fx ved hjælp af et forstørrelsesglas). På dette tidspunkt, kan microwires trækkes tilbage og snavs kan fjernes fra vinduet, før du fortsætter med implantation.

Sidst men ikke mindst, en vellykket implantering af Microwire arrays kræver særlig opmærksomhed på at opretholde en aseptisk operationsstuen og give grundig postoperativ pleje. Når det kombineres med de ovennævnte forholdsregler, kan levedygtige optagelser fås fraregioner af interesse for op mod en måned har vi fået bekræftet optagelser op til 40 dage efter operationen ^6. Måske vigtigst, levetiden af ​​disse optagelser giver mulighed for at studere diskrete funktionelle kredsløb i komplekset miljø elektriske, kemiske og hormonelle påvirkninger og besvare vigtige spørgsmål om den rolle, disse kredsløb i læring og motivation.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Table 1. List of Surgical Materials.
Gauze	Fisher (MooreBrand)	19-898-144
Cotton Swabs	Fisher (Puritan)	S304659
Nembutal (Pentobarbital)	Sigma Aldrich	P3761
Atropine Methyl Nitrate	Sigma Aldrich	A0382
Baytril (Enrofloxacin)	Butler Shein (Bayer)	1040007
Ketamine Hydrochloride	Butler Shein	SKU# 023061
Betadine (Povidone-Iodine)	Fisher (Perdue)	19-066452
Stereotax	Kopf	Model 900
Cauterizing Tool	Stoelting	59017
Dissecting Microscope	Nikon	SMZ445
Dental Drill	Buffalo	37800
Bacteriostatic Saline	Bulter Schein	8973
Jewlers Screws	Stoelting	51457
Microwire Array	Microprobes	Custom (Flexible)
Ground Wire	Omnetics	Custom Plug
Dental Acrylic	Fisher (BAS)	50-854-402
Absorbable Sutures	Fisher (Ethicon)	NC0258473
Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)	Fisher (Henry Schein)	008897
Table 2. List of Surgical Instruments.
2x Microforceps	George Tiemann Co.	#160-57	Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)
2x Forceps	George Tiemann Co.	#160-93	Multi-use (e.g. tying sutures)
6x Hemostats	George Tiemann Co.	#105-1125	Clamp and open incision
1x Small scissors	George Tiemann Co.	#105-411	Cut sutures after tying
1x Tissue forceps	George Tiemann Co.	#105-222	Holding tissue while suturing
1x Needle holder	George Tiemann Co.	#105-1259	Holding suture needle
1x Scalpel holder (with #11 blade)	George Tiemann Co.	#105-80 (w/ #105-71 blade)	Making skull incision
1x #22 Scalpel blade	George Tiemann Co.	#160-381	Shaving scalp
1x Surgical Spatula	George Tiemann Co.	#160-718	Scraping skull to clear tissue on skull
Machine/Jewelers Screws	Various	N/A	0/80 x 1/8”
Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals.
Microwire Array & Connector	Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)	N/A (Part No. based on array characteristics)	Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.
Unity-Gain Harness/Headstage	M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)	Proj 1200	Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.
Commutator (and Optional Fluid Swivel)	Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)	SL18C	Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp
Pre-amplifier	M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)	Proj 1198	Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.
Filter and Amplifier	M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)	Proj 1199	Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.
Acquisition Computer	EnGen (Phoenix, AZ)	N/A (Custom Build)	Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.
A/D Card	Data Translation (Marlboro, MA)	DT-3010	Digitizes neural signals for computer sampling.
Digital I/O Card	Measurement Computing (Norton, MA)	PCI CTR-05	Acquires behavioral inputs and outputs