Summary
Maladie corticale du hêtre est initiée par l'alimentation des activités de la cochenille du hêtre qui créent des points d'entrée fongiques dans l'écorce. Les arbres qui sont résistantes à l'insecte d'échelle sont également résistantes aux maladies. Ici, nous présentons le protocole que nous avons développé pour dépister hêtres individuels pour la résistance à la cochenille.
Abstract
Hêtre écorce maladie (BBD) se traduit par des niveaux élevés de mortalité initiale, laissant derrière des arbres survivants qui sont grandement affaiblis et déformés. La maladie est déclenchée par l'alimentation activités du invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, qui crée des points d'infection d'entrée par l'une des espèces de champignons Neonectria. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d'infection fongique. En utilisant des oeufs à l'échelle pour infester artificiellement arbres sains dans les peuplements sévèrement touchés BBD démontré que ces arbres étaient résistants à la partie cochenille du complexe de la maladie 1. Nous présentons ici un protocole que nous avons développé, basé sur la technique de l'infestation artificielle par Houston 2, qui peut être utilisé pour cribler des arbres à l'échelle résistant sur le terrain et dans les petits plants et greffes en pot. L'identification des arbres à l'échelle résistant est un élément important de la gestion de BBD par arbreprogrammes d'amélioration et de la manipulation sylvicole.
Introduction
Maladie corticale du hêtre (BBD) a eu un impact négatif sur le hêtre américain en Amérique du Nord depuis l'introduction de la invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, dans la province canadienne de la Nouvelle-Écosse à la fin des années 1890 3. Ce complexe insecte-maladie est déclenchée lorsque la cochenille du hêtre insère son stylet d'alimentation dans l'écorce de créer de petites fissures qui fournissent porte d'entrée de l'infection par l'une des espèces de champignons Neonectria (Neonectria ditissima ou Neonectria faginata). Comme le mycélium de champignons poussent, de vastes zones de tissus peuvent mourir, éventuellement ceinturant complètement l'arbre. Les dommages causés par la maladie affaiblit l'arbre, ce qui l'expose à claquer dans des vents violents 4. Le taux de mortalité dans la première vague de la maladie ont été signalés à être aussi élevé que 50% 5. Arbres survivants sont souvent gravement déformés comme des chancres se forment en réduisant la valeur de l'arbre comme un produit de bois.0; Ces arbres ont une propension à la racine germination qui conduit à la formation de «taillis de hêtre» qui empêchent d'autres espèces plus désirables de l'établissement, la réduction de la valeur économique et écologique de la position 6. Bien que la maladie de l'écorce de hêtre n'est pas susceptible de conduire à l'extinction de l'hêtre, il modifie la composition du peuplement et de la santé conduisant à une diminution de la nourriture et l'habitat pour la faune 7,8.
Dans les peuplements touchés par BBD depuis de nombreuses années, les arbres qui restent sans aucun symptôme de la maladie n'a été signalé. Essais d'inoculation artificielle ont montré que ces arbres sont résistants à l'insecte de l'échelle 2. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d'infection Neonectria, en minimisant l'impact du champignon. La mortalité à grande échelle en bois de hêtre américain en raison de l'infection Neonectria en l'absence d'infestation à grande échelle avant n'a jamaisété signalés, si la résistance à l'échelle de hêtre résultats d'insectes dans la résistance à BBD.
Des recherches récentes sur la gestion de BBD a mis l'accent sur l'identification, la propagation, la reproduction et la conservation de hêtres américains résistants à l'insecte de la cochenille. Des études génétiques ont montré que la résistance à la cochenille est héréditaire et une sélection rigoureuse et l'élevage des arbres résistants peut entraîner une amélioration significative en une seule génération 9. Ce constat a alimenté les efforts déployés par les gestionnaires de l'État et de la forêt nationale aux États-Unis pour établir des vergers à graines régionales de hêtre résistant pour fournir une source de diversité génétique des semences BBD-résistant pour les plantations de restauration 10,11. La recherche a également indiqué que la manipulation de la génétique sylvicole des peuplements par l'enlèvement des arbres sensibles et le maintien des arbres résistants peut entraîner l'amélioration des peuplements 9,12. </ P>
Gestion des BBD par des activités d'amélioration des arbres ou à travers la réalisation des prescriptions sylvicoles nécessite la capacité à sélectionner et faire la distinction entre les hêtres échelle résistant et sensible. Les méthodes présentées ici ont été adaptés à partir d'une méthode introduite par Dave Houston pour inoculer artificiellement plants avec des oeufs à l'échelle de hêtre 1. La méthode peut être utilisée comme un outil de dépistage pour identifier les locus quantitatifs (QTL) associée à une résistance ou à une distinction entre les plants en pots résistants et sensibles ou ramets greffés dans les études génétiques. Alternativement, il peut être utilisé pour le dépistage des arbres matures dans le domaine pour identifier les arbres résistants pour le développement de vergers à graines, ou le maintien sur le terrain. Arbres sensibles peuvent être détectés et éliminés de minimiser les impacts de la maladie.
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Protocol
1 matériel végétal:. Boisé Field, pot plants, ou en pot greffes
- Pour les essais sur le terrain, choisir des arbres américains sains matures de hêtres qui ne montrent aucun signe d'infestation à grande échelle ou de maladie pour les tests de résistance possible. Visiblement arbres sensibles devront également être identifiés pour être utilisé comme témoin (Figure 1).
- Pour tester les semis ou les greffes en pot, recueillir et germer faines comme décrit dans Koch & Carey, 2004 ou scion greffé tel que décrit dans Carey et al, 2013.
- Pousser les semis ou les greffes en terreau de sol amendé avec 47 g de micronutriments, 477 g à libération lente engrais 15N-3.9P-9.9K, 700 g de perlite grossière et 75 g de sulfate d'aluminium par 2,8 cu. sac de pieds. Si nécessaire plus tard dans la saison de croissance, fertiliser les plantes hebdomadaires avec soluble 17N-1.3P-14.1K à 200 ppm d'azote.
- Au cours de la saison de croissance, garder les plantes dans une maison de l'ombre. Permettent aux plantes entrent en dormance à l'extérieur à l'automne avant de les déplacerà une installation de stockage à température contrôlée (~ 4 ° C) à partir de Novembre à Avril.
2. Collection de hêtre échelle oeufs
- Dans un stand BBD infestées, inspecter les arbres fortement infestés (facilement identifiables par leur "blanchi" l'apparence, la figure 1A) avec une loupe à la main pour confirmer la présence d'œufs, généralement abondantes de la mi-Juillet à mi-Août.
- Utilisez un pinceau pour brosser doucement les amas cireux blancs de cochenilles adultes, les œufs et autres débris, dans un sac de collecte d'un gallon refermable en plastique (figure 1B). Collecter un minimum de trois arbres différents au moins 12 m.
- Si nécessaire, stocker les oeufs dans le sac de collecte étanche pour un maximum de deux semaines à 4 ° C. Un petit morceau de bande (2,5 cm carré) de mousse de polyéthylène humidifié à l'intérieur du sac pour empêcher les oeufs de se dessécher.
- Pour séparer les oeufs d'échelle (0,15 x 0,25 mm) des adultes (0,60 mm) et debris, la construction d'un tamis en utilisant un petit morceau de 2 "tuyau en PVC et un couplage pour soutenir un carré de 250 micromètres de nylon (figure 2).
- Videz le mélange des adultes, de la cire, des œufs, et les débris du sac de collecte sur le tamis et utiliser un petit pinceau pour encourager délicatement les œufs à passer à travers les mailles dans une boîte de Pétri en verre ci-dessous. Plats de Pétri en plastique doivent être évités, car ils détiennent l'électricité statique plus, il est difficile de déplacer les œufs. Les œufs avant et après tamisage sont présentés dans la figure 3.
- Oeufs purifiés peuvent être stockés dans la boîte de Pétri à 4 ° C pendant au moins une semaine. Pour empêcher les oeufs de se dessécher, du ruban adhésif un morceau de mousse humide sur le couvercle et sceller avec du Parafilm.
3. Oeufs viabilité dosages
- Pour évaluer la viabilité des oeufs, en utilisant une seringue de 10 cc d'appliquer un mince anneau de gelée de pétrole autour de la circonférence de la partie inférieure d'une boîte de Pétri de 60 mm de verre (Figure 4A
- Transférer environ 100 œufs au centre de l'anneau, placez le couvercle sur la boîte de Pétri et sceller avec du Parafilm. Laisser la boîte de Pétri scellée à demeure intact à température ambiante pendant 2 semaines, 3 semaines, ou si les œufs ont été stockés à 4 ° C avant de commencer l'essai.
- Nymphes écloses vont se retrouver bloqué dans la gelée de pétrole et peuvent être facilement compté, et les œufs vides sont facilement distingués des oeufs non éclos par leur couleur et leur éclat (figure 4B). Calculer la viabilité en divisant le nombre de nymphes par la somme des œufs vides ainsi que les oeufs complets restants. Bonne viabilité doit être dans les 75% à 90% éclos gamme des oeufs.
4. Résistance échelle Projection du Grand âge mûr hêtres dans le domaine
- Pour un test quantitatif, compter sur 500 oeufs à l'aide d'un microscope à dissection et à l'aide d'une petite spatule les saupoudrer doucement sur le centre d'un predampened, à cellules ouvertes 10 x 15 x 1,3 cm rectangle de mousse de polyéthylène. Àamortir mousse, mouiller puis presser autant d'eau que possible. Pour un test qualitatif, 500 œufs peuvent être comptés et placé dans un petit flacon de verre et une ligne «de remplissage» établi qui peut être utilisé pour mesurer des lots supplémentaires d'environ 500 œufs.
- Placez la garniture de mousse sur l'arbre de test avec le côté de l'œuf face contre l'écorce. Maintenez le pad en place avec de la corde, ficelle, ficelle, fil ou de matériel plastifié. Plastique ou en matériau métallique à base doivent être utilisés plutôt que des matériaux en fibres naturelles, qui sont plus facilement balayés par les animaux sauvages.
- Ligne du dessus et les côtés d'un cm morceau de pellicule étanche perméable à la vapeur de la maison avec de l'acétate à base de silicone adhésif prédécoupé 23 x 30 et placez-le sur le support de test de mousse. Appuyez sur les bords de l'enveloppe de la maison de l'arbre pour créer un joint étanche à l'eau. Placez la ficelle de nylon ou fil de matériel revêtu de plastique autour de l'arbre et de la maison enveloppe, pour le maintenir en place pendant que l'adhésif (Figure 5).
- Placez un minimum de deuxplots de test sur chaque arbre de test, de préférence sur des côtés opposés du tronc. Sur chaque site, placez plots de test sur au moins 2 arbres sensibles (avec évidente infestation à grande échelle naturelle) comme témoin. Avant de placer les plots de test sur les arbres de commande, enlever les insectes ou les œufs à l'échelle naturellement en utilisant une brosse à poils entreprise.
Remarque: Mousses avec des oeufs peuvent également être placés sur les arbres dans le but d'œufs à l'échelle de l'élevage, qui peut être particulièrement utile dans les zones où le niveau d'infestation est faible.
5. Résistance échelle de dépistage de pot semis ou aux greffes
- Pour le test, sélectionner des arbres en pot d'un diamètre minimum de 1 cm (étrier 5 cm au-dessus la ligne du sol) qui sont assez grand pour avoir au moins 2 plots de test distincts qui leur sont imposées. Taillez les petites branches latérales si nécessaire pour faire de la place pour les plots de test.
- Utiliser un microscope de dissection de compter 150 œufs et répands-les sur un prédécoupée et imbibé de 2,5 x 7,6 x 1,3 cm polyethy à cellules ouvertesmatelas en mousse lene.
- Apposer le tampon de mousse à semis avec le côté de l'œuf contre l'écorce, en utilisant un fil recouvert de plastique. Envelopper un petit carré de maison enrouler autour de la plantule juste au-dessus de la mousse et le sceller avec du silicone à base d'acétate (voir figure 6A).
- Inclure connu familles de plantules sensibles ou des greffes de témoins.
6. Collecte de données
Remarque: Environ 52 à 57 semaines après le placement des blocs de mousse et des œufs sur les arbres de test, les données peuvent être collectées. Il est important que ce n'est pas fait qu'après adultes ont commencé à pondre des œufs de sorte que leur capacité à reproduire peut être déterminée. Sur certains arbres résistants, il n'est pas rare de voir un petit nombre d'adultes, mais sans établir de reproduction se produire.
- Retirez délicatement le tapis de mousse et de compter le nombre de cochenilles adultes établis sur l'écorce à l'aide d'une loupe ou une loupe (10X).
- Lorsque le tampon de mousse est retiré, il n'est pas uncommon pour certains adultes et la plupart des grappes d'oeufs à être retiré de l'arbre avec de la mousse (voir Figure 7). En utilisant un microscope de dissection, compter les grappes d'oeufs et les adultes qui sont restés attachés à la garniture de mousse.
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Representative Results
La figure 6 montre un plant résistant (C) et deux plants sensibles (D, E) présentant des degrés différents de sensibilité. Un exemple de ce qu'est un arbre mature sensibles ressemble à 57 semaines après le test d'infestation artificielle a été mis en place est représenté sur la figure 5B. Lorsque la mousse est décollée de l'arbre, il n'est pas rare que les cochenilles et leurs groupes d'oeufs de rester collé à la mousse comme le montre la figure 7, ce qui est la raison pour laquelle il est indispensable de collecter des données provenant à la fois l'arbre et le coussinet de mousse .
La figure 8 illustre le nombre moyen d'insectes adultes établis par 100 œufs sur les arbres infestés artificiellement en deux stands différents, l'un dans la forêt nationale d'Allegheny (ANF) en Pennsylvanie et l'autre à Ludington State Park (LSP), Michigan. Les stands ont été infestés par BBD et dans chaque stand, un cluster de l'arbre sains a été identifié (LSP résistant et ANF Resistant) et déterminé à être clonale basée sur l'analyse de l'ADN (données non présentées). Un groupe de clones d'arbres BBD sensibles a également été identifié en LSP (LSP sensible), mais dans l'ANF cinq arbres sensibles distincts ont été utilisés (ANF Sensible). À l'intérieur et entre les grappes clonales, taille variée avec DBH allant 02.01 à 12.08 pouces. Figure 8 montre que, même si il ya beaucoup de variation dans le nombre d'adultes établis sur les arbres sensibles, les différences notables sont détectées entre les arbres sensibles et résistantes. Il y avait moins de variation dans le nombre des adultes dans les deux grappes résistantes par rapport aux arbres sensibles. Dans le groupe résistant ANF, tous les 12 clones qui ont été testés n'avaient pas les adultes, tandis que dans le groupe résistant LSP certains clones avaient un petit nombre d'adultes. Cependant, il n'y a pas de chevauchement de l'écart type de la moyenne des arbres résistants et sensibles aux deux sites.
La variationtion du nombre d'adultes sur les arbres ayant une relation clonale en LSP (LSP Sensible) est supérieur à celui observé dans les arbres sensibles ANF (ANF Sensibles) malgré le fait que ces arbres ne sont pas des clones et sont génétiquement différents. Les tests de viabilité (données non présentées) indiquent que cette variation n'est pas due à des différences importantes dans la viabilité des oeufs. La variation est probablement due à la fois les différences génétiques et environnementaux et illustre l'importance d'avoir des contrôles sensibles de référence à chaque site d'essai.
Figure 1. Collecte des œufs à l'échelle de hêtre américain échelle infestées. Une. Hêtre américain très échelle infestées. B. Un pinceau est utilisé pour brosser les cochenilles adultes et leurs œufs dans un sac de rangement refermable ci-dessous.
Figure 2. Construction d'un tamis pour séparer les œufs à l'échelle de l'adulte et d'autres contaminants. Un carré pré-découpée de 4 x 4 pouces de 250 microns maille de nylon est placé entre une pièce 4 de pouce de deux tuyaux en PVC de diamètre "et un couplage pour former le tamis .
Figure 3. Oeufs d'échelle avant (A) et après (B) le tamisage. Une. Mélange de cochenilles adultes, les œufs et les débris vues sous un microscope à dissection après la collecte de l'arbre. B. Oeufs purifiés obtenus après passage à travers un tamis.
Figure 4. Test de viabilité des oeufs. Une. Anneau de pétrole dans une boîte de Pétri de nymphes piège après l'éclosion. B. Je forme nymphe sur le droit d'un œuf éclos non. C. Oeufs éclos sont de couleur plus claire et translucide par rapport aux œufs jaunâtres opaques avant l'éclosion.
Figure 5. D'infestation artificielle de hêtre mature dans le domaine. Une. Chambre enveloppe fixée avec du silicone à base d'acétate de prévenir l'excès d'humidité s'accumuler sur coussin de mousse avec des oeufs en dessous. B. Maison enveloppe a été enlevée et tapis de mousse épluché 52 semaines après le placement de révéler lcale sous la colonisation sur cet arbre sensibles.
Figure 6. D'infestation artificielle des plants en pot de hêtres américains. A. mousse avec des oeufs attachés à la tige. B. Maison enveloppe couvrant mousse. C. mousse retiré après 56 semaines sur un plant résistant, D. un de semis sensibles, E. et un semis très sensibles. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 8. Comparaison du nombre moyen d'insectes adultes établis sur les arbres infestés artificiellement en deux stands séparés. Arbres résistants dans la forêt nationale d'Allegheny, Pennsylvanie (ANF) et à Ludington State Park, MI (LSP) sont comparés à des arbres de commande sensibles. Le nombre d'arbres testés dans chaque groupe est indiqué entre parenthèses ci-dessous, et le nombre de adultes par 100 œufs ont été appliquées en moyenne dans l'ensemble des arbres au sein du groupe. La barre représente un écart-type de la mean.
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Discussion
Les étapes essentielles nécessaires à la réussite de cet essai comprennent l'exécution d'un test de viabilité sur les oeufs et l'utilisation des contrôles sensibles à chaque site testé, et avec des matériaux en pot. Il est également important d'utiliser plus d'un tampon d'essai par arbre ou semis. Nous avons trouvé que, tant dans le domaine et dans les essais contrôlés plus sur les plantes en pot, une source fréquente d'erreur peut être l'échec de tampon. Par exemple, dans le domaine, même avec notre modification de couvrir le tampon d'essai avec la maison enveloppe pour éviter l'excès d'humidité, l'eau coule vers le bas de la tige peut favoriser un côté d'un arbre et entraîner la perte d'un tampon d'essai.
Afin d'obtenir des résultats précis, il est important de marquer à la fois la surface de l'arbre sous le tampon et le tampon de mousse lui-même. En plus des adultes et des grappes d'oeufs, la seule phase mobile dans le cycle de vie de l'échelle appelée forme je nymphes, peuvent également être observés. Ces nymphes mobiles éventuellementinsérer leur stylet d'alimentation dans l'écorce de l'arbre, de devenir une nymphe forme II. Les deux types de nymphes sont très similaires en taille et l'apparence de petits, de forme ovale œufs, tandis que les adultes de plus grandes ont une forme plus sphérique. Le formulaire I nymphe se distingue des œufs, car il a les yeux rouges et est en mouvement, mais ce mouvement rend obtenir un décompte précis très difficile. La nymphe forme II peut facilement être confondu avec un oeuf, en particulier lors de l'enregistrement des données dans le domaine avec une loupe ou une loupe et pas un microscope. Pour ces raisons, nous recommandons en ne comptant que les adultes et le nombre de grappes d'oeufs, que nous avons trouvé nous donne des données reproductibles sur la capacité d'un arbre de test pour soutenir autonome infestation à grande échelle. Des travaux antérieurs ont montré que le nombre des adultes est fortement corrélée avec l'oeuf numéro de groupe 9. Dans de nombreux cas, il peut être suffisant de compter seulement les adultes; Cependant, nous avons observé des cas où les adultes sont capablesd'établir sur certains génotypes d'arbres, mais ne pas produire des oeufs. Sans la capacité de se reproduire, l'infestation à grande échelle ne serait pas durable sur ces arbres.
Une chute inattendue de ce test lorsqu'il est effectué dans le domaine est l'attractivité des plots de test pour les ours. Futures modifications au protocole doivent se concentrer sur l'utilisation de matériaux qui pourraient être moins attrayants pour les ours ou placer les plots de test à différentes hauteurs. Une limitation de cette méthode d'essai est qu'il ne doit pas être utilisé dans des zones qui n'ont pas déjà au moins une infestation à grande échelle de hêtre clair, pour éviter le risque de propagation de la maladie de l'écorce de hêtre.
L'utilité de cette technique est qu'elle peut être utilisée pour évaluer la performance du parent dans le cadre d'un programme d'élevage. Pour une telle descendance teste des critères stricts pour l'échelle résistance sont généralement suivis, permettant un seul adulte et zéro par exempleg groupes comme critères de résistance. L'utilisation de ces lignes directrices pour sélectionner les parents, la proportion de la progéniture résistante doit être d'environ 50%, ce qui représente une amélioration considérable par rapport à des semences à pollinisation libre 15. Toutefois, aux fins de gestion des terres, il peut être souhaitable d'utiliser des critères moins stricts pour la préservation des arbres car les arbres qui supportent un niveau de cochenilles bas peuvent rester relativement en bonne santé.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
Les auteurs remercient le financement du suivi évaluation de la protection de la santé des forêts Service des forêts des États-Unis et les programmes de développement des technologies spéciales qui ont soutenu le développement, la modification et l'application du protocole décrit ici pour identifier les arbres qui sont résistantes et sensibles à la cochenille du hêtre. Nous sommes également reconnaissants à la Holden Arboretum, Kirtland, OH, pour leur partenariat et leur soutien de notre programme de dépistage de la résistance de hêtre.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Nylon Mesh Sheet, 250 micron |  Small Parts |
CMN-0250-D | Mesh opening size: 250 microns square, % of open area: 34, thread diameter: 180 micron, width: 24”, Length: 12”, Package quantity: 1 |
| Tyvek Home Wrap | DuPont |
D1349991 | 9 ft x 150 ft roll, can ask for it to be cut in half. |
| Polyethylene foam, ½” thick | Columbus Foam Products |
2 ft x 50 ft roll | |
| MetroMix 510 | Sun Gro Horticulture |
2.8 cu. ft. bark, peat moss, vermiculite, bark ash, starter nutrient charge (with Gypsum), slow release nitrogen and dolomitic limestone. | |
| Osmocote Plus 15-9-12 | Everris |
E903206 | Standard 3-4 month release |
| Sight Savers 10X | Bausch & Lomb |
813434 | 10X magnification illuminated coddington |
| Nikon Mini Field Stereoscope | Nikon |
7314 | 20X magnification |
| Silicone II clear | GE |
159538 | 2.9 oz clear window & door caulk |
References
- Houston, D. R. A technique to artificially infest beech bark with the scale, Cryptococcus fagisuga (Lindinger). U.S. Forest Service. , Northeastern Forest Experiment Station. Broomhall, PA. (1982).
- Houston, D. R. American beech resistance to Cryptococcus fagisuga. Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 38-42 (1983).
- Ehrlich, J. The beech bark disease: a nectria disease of Fagus, following Cryptococcus fagi. 10, 593-692 (1934).
- Papaik, M. J., Canham, C. D., Latty, E. F., Woods, K. D. Effects of an introduced pathogen on resistance to natural disturbance: beech bark disease and withdrow. 35, 1832-1843 (2005).
- Miller-Weeks, M. Current status of beech bark disease in New England and New York. Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 21-23 (1983).
- Houston, D. R. Beech bark disease: The aftermath forests are structured for a new outbreak. J. For. 73, 660-663 (1975).
- Twery, M. J., Patterson, W. A. Variations in beech bark disease and its effects on species composition and structure of northern hardwood stands in central New. 14, 565-574 (1984).
- Jakubus, W. J., McLaughlin, C. R., Jensen, P. G., McNulty, S. A., et al. Alternate year beechnut production and its influence on bear and marten populations. Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 79-87 (2005).
- Koch, J. L., Carey, D. W., Mason, M. E., Nelson, C. D. Assessment of beech scale resistance in full- and half-sib families. Can. J. For. Res. 40, 265-272 (2010).
- Koch, J. L. Beech bark disease: The oldest “new” threat to American beech in the United States. Outlooks Pest Manag. 21, 64-68 (2010).
- Koch, J. L., Mason, M. E., Carey, D. W., et al. Screening for resistance to beech bark disease: improvements and results from seedlings and grafted field selections. Proceedings of the 4th International Workshop on Genetics of Host-Parasite Interactions in Forestry. Palmieri, K., et al. , U.S. Forest Service, Pacific Southwest Research Station. Albany, CA. (2012).
- Leak, W. B. Fifty year impacts of the beech bark disease in the Bartlett Experimental Forest, New Hampshire. Northern J. Appl. For. 23, 141-143 (2006).
- Koch, J. L., Carey, D. W., et al. Controlled cross-pollinations with American beech trees that are resistant to beech bark disease. Proceedings of the 14th Central Hardwood Forest Conference. Yaussy, D. A., et al. , U.S. Forest Service, Northeastern Research Station. 358-364 (2004).
- Carey, D. W., Mason, M. E., Bloese, P., Koch, J. L. Hot callusing for propagation of American beech by grafting. HortSci. 48, 620-624 (2013).
- Koch, J. L., Carey, W. W., et al. The genetics of resistance of American beech to beech bark disease: knowledge through 2004. Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 98-105 (2005).
