Summary
Muscle neurônios sensoriais estão envolvidos na sinalização proprioceptor e também informar sobre eventos estaduais e lesão relacionada com o metabolismo. Nós descrevemos um rato adulto em preparação músculo-nervo vitro para estudos sobre músculos aferentes ativado por estiramento.
Abstract
Muscle neurônios sensoriais que inervam os fusos musculares e os órgãos tendinosos de Golgi codificar mudanças essenciais para a propriocepção comprimento e força. Fibras aferentes adicionais monitorizar outras características do ambiente muscular, incluindo a acumulação do metabolito, a temperatura e os estímulos nociceptivos. No geral, a ativação anormal dos neurônios sensoriais pode levar a perturbações do movimento ou síndromes de dor crônica. Descreve-se o isolamento do extensor digitorum longus (EDL) do nervo do músculo e para estudo in vitro de respostas evocadas por estiramento aferentes no rato adulto. Actividade sensorial é gravado a partir do nervo com um eléctrodo de sucção e aferentes individuais podem ser analisados usando software de ponto de triagem. Preparações in vitro para permitir estudos bem controlados em aferentes sensoriais, sem os potenciais confunde de anestesia ou perfusão muscular alterados. Aqui nós descrevemos um protocolo para identificar e testar a resposta de aferentes do fuso muscular para esticar. É importante ressaltar queesta preparação também suporta o estudo de outros subtipos de aferentes musculares, propriedades de resposta após a aplicação de drogas e a incorporação de abordagens genéticas potentes e modelos de doença em ratinhos.
Introduction
Os músculos esqueléticos são inervados por neurônios sensoriais que fornecem o sistema nervoso central, com informações importantes sobre o meio ambiente muscular. Os fusos musculares são altamente especializados estruturas encapsulados, constituído por fibras musculares intrafusais que estão localizados em paralelo com as fibras musculares extrahusales. Eixos são inervados pelo Grupo Ia e II aferentes que codificam mudanças no comprimento muscular e tom fibra intrafusal é regulada de forma dinâmica por inervação gama neurônios motores 1. Grupo aferentes Ib estão posicionadas entre as fibras musculares e suas inserções dos tendões e são sensíveis a mudanças na força muscular, por exemplo, durante a contração muscular 2. O Grupo Ia, Ib e II aferentes fornecer feedback proprioceptivo que auxilia no controle motor adequado. Populações adicionais de aferentes musculares localizados ao longo do músculo (Grupo III e IV) serve para sinalizar a acumulação do metabolito, na presença de estímulos nociceptivos, e a temperatura muscular
Um sistema in vitro, tem as vantagens de acessibilidade farmacológico e um controlo directo de variáveis de perfusão e físico-químicas, como a temperatura e pH. Uma abordagem in vitro elimina o potencial in vivo confunde de anestesia e muscular estado de perfusão. Embora a preparação do músculo-nervo permite o estudo da resposta directa de uma perturbação nos aferentes, a capacidade para estudar gama eferente modulação da sensibilidade do fuso e outras respostas integradas, que é possível com 14 in vivo ou ex vivo três preparações são sacrificados como não existem corpos celulares neuronais em esta preparação.
Esta preparação foi previamente usada para caracterizar a resposta de aferentes do fuso muscular do rato a uma bateria de rampa e mantenha alongamentos e vibrações e foi determinado que respons aferentes do fuso ratoes foram semelhantes aos relatados em outras espécies, como ratos, gatos e seres humanos. Rato respostas aferentes fuso foram encontrados para ser semelhante em ambos os 24 ° C e 34 ° C temperatura do banho, embora a 34 ° C as taxas de queima absoluto foram mais rápidas e os aferentes eram mais capazes de responder mais rapidamente a alterações de comprimento 15. Descrevemos abaixo como esta preparação pode ser usado para identificar e estudar os aferentes do fuso muscular. Além disso, esta preparação pode ser facilmente modificado para estudar a resposta de outros subtipos aferentes músculo 13, para comparar as propriedades de aferentes sensoriais em resposta a um estado de doença ou de drogas ou de outras variáveis variados (por exemplo, idade, sexo, knockout de genes).
Protocol
Ética nacionais e institucionais apropriadas devem ser obtidas antes de realizar experimentos com animais.
1 Remoção de EDL músculos e nervos
- Pesar e profundamente anestesiar um rato adulto com isoflurano inalado utilizando um vaporizador com 5% de isofluorano mais uma taxa de fluxo de 1,5 L / min de oxigénio ou uma campânula com isofluorano algodão embebida na parte inferior.
- Certifique-se de que o mouse é profundamente anestesiado e não responde a uma pitada dedo do pé. Decapitar rapidamente usando grandes, tesouras afiadas ou uma guilhotina.
- Fazer um corte na linha média ventral, através das nervuras com uma tesoura e remover os órgãos internos.
- Pele do animal, segurando a pele da área do pescoço e puxá-lo passado os pés.
- Retirar as pernas cortando acima dos quadris e colocar os pés de pele num prato com refrigerada (4 ° C), carbogenated (95% de O2, 5% de CO 2) baixo teor de cálcio, bicarbonato de magnésio elevado contai solução salina tamponadaning em mM: 128 NaCl, 1,9 KCl, 1,2 KH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 0,85 de CaCl2, 6,5 MgSO4, e 10 de glucose (pH 7,4 ± 0,05) 16. A baixa de cálcio, solução de alto magnésio inibe a transmissão sináptica durante a dissecção.
- Coloque as pernas lado dorsal up no prato e prender as pernas e os quadris para baixo, usando agulhas ou pinos de insetos para que o joelho e tornozelo estão em um ângulo de 90 °. Coloque um alfinete em cada ponta dos pés e um pino em cada uma das anteriores e posteriores das coxas para segurar o tecido no lugar.
- Com uma tesoura primavera Castroviejo, levante a camada superior do músculo nas coxas e fazer uma linha média cortada para expor o nervo ciático logo abaixo. O nervo ciático está localizada logo abaixo da camada muscular superior e corre acima do fêmur de sua saída perto dos quadris até que se ramifica para o fibular comum e nervo tibial pouco antes da articulação do joelho.
- Remover o músculo acima do nervo ciático até ao point em que as profundas ramo do nervo fibular mergulha no músculo flexor longo do hálux (FLH) é visível.
- Usando # 55 fórceps, dissecar o tecido conjuntivo ao redor do ramo fibular para libertá-la dos músculos gastrocnêmio e sóleo, que estão no lado medial da tíbia. Corte os tendões dos músculos gastrocnêmio e sóleo e removê-los cuidadosamente debaixo do nervo.
- Retire o músculo superficial na face lateral da tíbia, para expor três pacotes distintos de tendão no tornozelo joint-de medial para lateral: FHL, EDL e tibial anterior (TA), com o EDL escondido debaixo da TA.
- Cortar o tendão TA na articulação do tornozelo, levante o TA-se e longe da EDL, e cortar o músculo perto do joelho para removê-lo.
- Cortar o tendão FHL no tornozelo e levantá-lo de volta para chegar à área onde o nervo entra no FHL. Corte logo abaixo desse ponto e remover ~ 2/3 do músculo FHL.
- Corte o nervo ciático o mais próximo da articulação do quadril como possável e tira suavemente todos os ramos do nervo, exceto para o ramo fibular profundo.
- Corte os tendões EDL em ambos os tornozelos e joelhos usando grandes tesoura primavera.
- Utilizando uma tesoura afiada, remover o EDL, o restante FHL e nervo a partir do tecido circundante através do corte através do osso da tíbia no joelho e a meio da coxa. Corte o osso da tíbia remanescente de modo que apenas o EDL, parte da FHL e nervo permanecem.
2 montagem do músculo EDL e nervo no banho de tecidos (Figura 1A)
- Antes do início da experiência, se preparar o banho de tecido. Constantemente perfundir o banho oxigenado com (100% de O 2) do fluido intersticial sintético (SIF), contendo (em mM) 123 de NaCl, 3,5 de KCl, 0,7 MgSO4, 1,7 de NaH 2 PO 4, 2,0 de CaCl2, 9,5 de NaC 6 H 11 O ( gluconato de sódio), glucose 5,5, 7,5 sacarose, e 10 N-2-N hydroxyethylpiperazine- '-2-etácido hanesulfonic (HEPES); pH 7,4 ± 0,05 17. Uma taxa de fluxo de 15-30 ml / min, é recomendado. É mostrado um banho disponível comercialmente, de 25 ml de capacidade, com dois eléctrodos estimulantes fixos ao fundo do banho, de um posto de tecido montada e uma montagem para um controlador de força e duração (dimensões aproximadas de banho 8,5 centímetros x 3 cm x 1 cm, para especificações consulte a Tabela de Materiais / Equipamentos).
- Use o tecido FHL restante para lidar com o isolado músculo-nervo e colocá-lo no banho de tecido. Coloque um pequeno pedaço de Sylgard na parte inferior do prato e utilizar um pino de insectos através do tecido FHL restante para estabilizar o músculo.
- Use 6-0 seda para amarrar os dois tendões e apor um final para o cargo de tecidos e outra para o braço de alavanca da força e controlador de comprimento (ver Tabela de Materiais / Equipamentos para especificações). Usar a menor comprimento de sutura que é prático. Retire o pino de insetos e Sylgard depois de ter amarrado os tendões. NOTA: Para facilitar a fácilligação ao braço de alavanca um pequeno pedaço de fio podem ser dobradas em forma de "J" e em forma de gancho fixado ao braço da alavanca com epóxi. A sutura pode ser amarrado ao fio em vez de rosca no pequeno orifício no braço de alavanca.
- Faça eletrodos de sucção de SA 16 vidro usando primeiro um puxador de micropipeta de vidro (Heat = 286, Pull = 0, velocidade = 150, Time = 200); quebrar a ponta para trás e moê-lo manualmente sobre uma pedra de afiar, até há cerca de um cone de 3 mm. Derreta a ponta usando um microforge eo diâmetro interno do bico desejado de entre 10 - 100 mM, dependendo da área do nervo que se deseja amostrar (ver Figuras 1B-1C para eletrodo de esquemático e Tabela de Materiais / Equipamentos para informações sobre o produto).
- Encha um eletrodo de sucção de vidro premade para o fio de prata interior com SIF.
- Sucção do corte final do nervo para o eletrodo e conectar à porta positivo de um amplificador diferencial. Enrole o eletrodo com uma prata cloradafio que conecta a porta negativo do andar de entrada. Aterrar o banho SIF executando um segundo fio de prata clorada do banho de porta chão do headstage. Também aterrar o sistema de perfusão para a gaiola de Faraday em vários pontos para atenuar o ruído elétrico introduzido através das bombas de perfusão.
- Estimular o músculo através dos eléctrodos montados em ambos os lados do músculo no banho de tecidos para induzir uma contracção de contração. Alternativamente colocar um eléctrodo estimulante sobre a extremidade cortada do nervo. Aumentar a tensão de estimulação, até que seja observado um pico de força contráctil e, então, aumentar a tensão por um adicional de 15% para alcançar a tensão supramáxima (0,5 mseg de largura de pulso). Continuar as contracções contração na voltagem supramáxima, com 10 seg de repouso no meio, mas pode variar o comprimento do músculo até que uma força contrátil do pico é atingido para encontrar o comprimento óptimo (L o) do músculo. Todas as rampas de comprimento e vibrações vão começar com o músculo neste Compº.
- Permitir que a preparação do músculo do nervo para permanecer no banho durante pelo menos 1 hora antes da recolha de dados subsequente para permitir que o tecido para atingir a temperatura do banho e para a transmissão sináptica normal recuperar após dissecação numa solução de baixo teor de cálcio.
- Para a recolha de dados a uma temperatura diferente da temperatura ambiente, colocar uma sonda de temperatura no banho de tecido perto do músculo. Lentamente trazer o banho até à temperatura de bombagem de água aquecida através da placa de base de tecido de banho. Enrole argila almofadas de aquecimento no forno em torno do reservatório SIF para ajudar a manter uma temperatura constante.
3 Coleta de Dados
- Para identificar um aferentes como aferentes do fuso, registrar a atividade neuronal durante as contrações de contração repetidos produzidos por um estímulo de tensão 0,5 supramaximal ms entregue uma vez a cada segundo. NOTA: aferentes do fuso muscular deve fazer uma pausa durante a 18,19 contração contração (Figura 2).
- Use dasoftware de aquisição ta para aplicar as mudanças de comprimento em diferentes velocidades e em diferentes comprimentos. Use um script personalizado para automatizar esta tarefa (veja informações complementares para uma imagem do roteiro e orientações sobre como personalizar os trechos indicados). Aplicar trechos ramp-and-hold de 4 segundos em comprimentos de estiramento de 2,5%, 5% e 7,5% L o e velocidades de estiramento de 20, 40, ou 60% L o / sec 15. NOTA: Consulte o manual do usuário para a força específica e controlador de comprimento para fator de conversão necessário tensão-milímetro.
- No final do experimento, determinar a saúde muscular a 24 ° C usando contrações tetânicas isométricas máximas (500 ms de trem, 120 Hz de frequência de comboios, 0,5 de largura de pulso ms, tensão supramaximal). Comparar a força de contração de pico para valores reportados anteriormente (~ 24 N / cm 2 9,20).
Representative Results
A resposta de aferentes musculares podem ser gravados na sequência de uma variedade de perturbações, dependendo de qual o subtipo aferente está a ser estudado. Respostas representativas de aferentes do fuso muscular para a contração muscular e rampa e mantenha trecho são mostrados aqui. Para identificar um aferente como um fuso aferentes, twitch contracções são dadas uma vez em cada segundo (0,5 mseg de largura de impulso), para ver se há uma pausa na queima durante a contracção 18,19. Figura 2 mostra um traçado representativo da actividade neuronal e na tensão do músculo durante essas contrações de contração. Nenhuma atividade neuronal é observado durante as contrações de contração, como esperado para aferentes do fuso. Se o aferentes registrado foi um aferentes órgão tendinoso de Golgi Grupo Ib, um aumento na taxa de disparo durante a contração seria de se esperar.
Em condições de controle mais aferentes com um padrão de disparo normal (~ 12 impulsos / seg a 24 ° C e ~ 32 impulsos / seg a 34 ° C) São aferentes do fuso muscular. Um subconjunto de aferentes do fuso será apenas fogo durante o estiramento (nas nossas mãos ~ 11% de aferentes do fuso) 15. Figura 3A mostra um traçado representativo de duas matérias-aferentes do fuso muscular de responder a uma rampa e segurar estiramento produzido pelo controlador de força e duração. A característica de pico do histograma LabChart é utilizado para identificar e analisar a frequência de disparo instantâneo dos dois neurónios individuais separadamente (figuras 3B-3C).
Figura 1 isolado músculo Preparação A) O longus extensor longo dos dedos (EDL) e inervação do nervo ciático são montados em um banho de tecido isolado perfundido com oxigenado sintético líquido intersticial (SIF). Um amplificador extracelular ligado a uma suctiem eletrodo registra a atividade neural. A dupla força e comprimento controlador com software de controles e medidas adequadas a força muscular e comprimento. Os eletrodos de banho tecido entregar estímulos para produzir contração muscular ou contrações tetânicas. Bombeamento de água aquecida através de canais de placas banho internos controla a temperatura do banho de tecido. B) Puxado eletrodo de sucção de vidro com ~ 3 milímetros ponta afilada. C) Magnified representação da forma da ponta ideal para o eletrodo de sucção que é produzido usando uma microforge. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 Spindle Aferente Response to Twitch contração. Activit Neuronaly (traço superior) e da tensão muscular (traço inferior) de 30 contrações de contração são sobrepostos com alto traço de sobreposição em preto. Atividade aferente faz uma pausa durante o aumento da tensão induzida pela contração, que é uma resposta característica de aferentes do fuso muscular. Suporte e flecha acima do topo traço denotar o tempo durante a contração quando a atividade é interrompida.
Figura 3 Spindle Aferente Resposta a rampa e Segure Trecho A) atividade neural Raw de dois aferentes (top Trace) durante uma rampa e mantenha trecho aplicado à EDL (comprimento do músculo mostrado em traço inferior). B) freqüência de disparo instantâneo (Inst. Fr., impulsos por segundo) da unidade de actividade em L o de A exibindo (em azul). C) Instantanéfreqüência de disparo ous da unidade mais pequena que só é acionado durante o alongamento (mostrado em laranja). Ambas as unidades apresentam a adaptação de freqüência de pico durante o trecho que é característica de aferentes do fuso muscular 1.
Discussion
O objetivo deste artigo foi descrever um método para gravar a partir de aferentes do fuso muscular em uma preparação do mouse músculo-nervo isolado. Descobrimos que aferentes do fuso rato responder de forma semelhante para esticar como aqueles a partir de ratos, gatos e seres humanos 15, e outros laboratórios têm usado ratinhos como organismos-modelo para estudar os neurónios sensoriais, tanto no músculo e a pele, in vitro (por exemplo 3,13) .
Fibras aferentes sensoriais pode ser registada, pelo menos, 6-8 horas a tanto 24 ° C e 34 ° C. Para minimizar o manuseamento EDL e nervo, utilizar a parte restante do FHL para tratar o tecido sempre que possível. Após a dissecção, espere pelo menos uma hora para começar a coleta de dados para permitir que o tecido para equilibrar a temperatura do banho e para a transmissão sináptica normal, para se recuperar. Anteriormente, a saúde muscular foi verificada em um subconjunto de músculos usados nesta preparação, determinando que o máximo tetânica contractile força gerada pelos músculos é similar ao relatado por outros no início e no fim da experiência 15.
Aferentes do fuso de músculo foram identificados funcionalmente nesta preparação, procurando uma pausa na característica de disparo em resposta a contorcer contracção (Figura 2), bem como o aumento da frequência instantânea esperadas em resposta a alterações de comprimento (Figura 3). Em nossa experiência, a maioria dos aferentes que o fogo em condições de controle são aferentes do fuso muscular. O comprimento do nervo mantida nesta preparação (~ 7 mm, no máximo) não é suficientemente longo para utilizar as diferenças de velocidade de condução aferentes para identificar subtipos aferentes muscular 13. Além disso, ao contrário de gatos e seres humanos, as medidas de sensibilidade dinâmica não foram capazes de diferenciar claramente Grupo Ia e aferentes II em camundongos (para uma discussão mais aprofundada ver Wilkinson et al. 15). Outros subtipos de aferentes (por exemplo,. Grupo III e IV) podem ser identificados utilizando testes funcionais adicionais nesta preparação, por exemplo, por adição de substâncias, tais como a capsaicina, o ATP, ou a bradicinina, a diminuição do pH do banho, para expor o músculo isquemia, etc 3,13,21-23 Usando eletrodos de sucção permite que a atividade de múltiplos neurônios sensoriais a ser gravado de uma só vez, o que aumenta a quantidade de dados que podem ser coletados a partir de um único músculo. Esta preparação pode ser utilizada para avaliar o efeito global de uma perturbação nas respostas da população de neurónios sensoriais ou as respostas de aferentes identificados. Se as formas de pico são únicos o suficiente, até 4 neurônios sensoriais pode ser discriminado por software (ambos Spike2 (Cambridge Electronic Design) e LabChart Pro (AD Instruments) realizaram semelhante). Nos casos em que os neurônios não podem ser discriminados, mudança de posicionamento do eletrodo ou diâmetro da ponta pode ser facilmente implementado.
Em resumo, o nervo-músculo do rato em vitro preparção é um método experimental simples que pode ser utilizada para investigar as propriedades de resposta de fibras aferentes sensoriais para vários modelos de perturbação, lesões e doenças físico-químicas. Além disso, esta preparação é ideal para aproveitar as poderosas ferramentas genéticas disponíveis em ratinhos transgénicos, incluindo animais e ferramentas optogenetic.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Force and Length Controller & Tissue Bath | Aurora Scientific, Inc. | 300C-LR & 809B-IV | |
| Masterflex L/S Digital Drive Perfusion Pump & Easy Load II Pump Head | Cole Parmer | EW-07523-80 & EW-77200-60 | |
| 2 Channel Microelectrode AC Differential Amplifier & Headstage Amplifier | A-M Systems | Model 1800; 700000 & 700500 | |
| Simulator | Grass OR Aurora Scientific, Inc. |
S88 OR 701 C |
|
| Dissecting Microscope | Swift | 892070 | |
| Fiber Optic Light Source | Fiberlite | Model 190 | |
| Analog to Digital Board | AD Instruments | PL3508/P (PowerLab 8/35) | |
| Data Acquisition & Analysis Software | AD Instruments | LabChart Pro 7 | |
| Electrode Holder | A-M Systems | 672445 | |
| Electrode Glass | Dagan | SA16 | |
| Electrode Puller | Sutter Instrument Co. | P-80/PC | |
| Microforge | Narishige | MF-9 | |
| Isoflourane | MWI Veterinary Supply | 18627 | |
| Surgical Tools | |||
| Large Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14014-17 | |
| Large Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Large Spring Scissors | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| #5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | |
| #55 Forceps | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| Sharp Scissors | Fine Science Tools | 14059-11 | |
| 6-0 Silk Suture | Fine Science Tools | 18020-50 | |
| Chemicals for Low Calcium- High Magnesium aCSF and SIF (Low Calcium solution is equilibriated with 95% O2/5% CO2 gas and pH of 7.4 ± 0.05; SIF is equilibriated with 100% O2 gas and pH of 7.4 ± 0.05) |
|||
| Sodium chloride | Sigma | S9888-1KG | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Sigma | 230391-500G | |
| Calcium chloride dihydrate | Sigma | 223506-500G | |
| Sodium gluconate | Sigma | S2054-500G | |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma | S8282-500G | |
| Glucose | Sigma | G5767-500G | |
| Sucrose | Sigma | S5016-500G | |
| HEPES | Sigma | H3375-250G | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma | P0662-500G | |
| Potassium chloride | Sigma | P3911-500G | |
| Sodium bicarbonate | Sigma | S6014-500G | |
References
- Matthews, P. B. C. Section 1, The Nervous System, Motor Control. Handbook of Physiology. Brookes, V. B. , American Physiological Society. Bethesda, MD. 189-228 (1981).
- Houk, J., Simon, W. Responses of Golgi tendon organs to forces applied to muscle tendon. J Neurophysiol. 30, 1466-1481 (1967).
- Jankowski, M. P., Rau, K. K., Ekmann, K. M., Anderson, C. E., Koerber, H. R. Comprehensive phenotyping of group III and IV muscle afferents in mouse. J Neurophysiol. 109, 2374-2381 (2013).
- Nichols, T. R., Cope, T. C. Cross-bridge mechanisms underlying the history-dependent properties of muscle spindles and stretch reflexes. Can J Physiol Pharmacol. 82, 569-576 (2004).
- Mense, S. Nociception from skeletal muscle in relation to clinical muscle pain. Pain. 54, 241-289 (1993).
- Proske, U., Gandevia, S. C. The Proprioceptive Senses: Their Roles in Signaling Body Shape, Body Position and Movement, and Muscle Force. Physiol Rev. 92, 1651-1697 (2012).
- Close, R. Force: velocity properties of mouse muscles. Nature. 206, 718-719 (1965).
- McCully, K. K., Faulkner, J. A. Injury to skeletal muscle fibers of mice following lengthening contractions. J Appl Physiol. 59, 119-126 (1985).
- Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Contractile properties of skeletal muscles from young, adult and aged mice. J Physiol. 404, 71-82 (1988).
- Barclay, C. J. Modelling diffusive O(2) supply to isolated preparations of mammalian skeletal and cardiac muscle. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 26 (2), 225-235 (2005).
- Taguchi, T., Mizumura, K. Augmented mechanical response of muscular thin-fiber receptors in aged rats recorded in vitro. European Journal of Pain. 15, 351-358 (2011).
- Simon, A., Shenton, F., Hunter, I., Banks, R. W., Bewick, G. S. Amiloride-sensitive channels are a major contributor to mechanotransduction in mammalian muscle spindles. J Physiol. 588, 171-185 (2010).
- Wenk, H. N., McCleskey, E. W. A novel mouse skeletal muscle-nerve preparation and in vitro model of ischemia. J Neurosci Methods. 159, 244-251 (2007).
- Bullinger, K. L., Nardelli, P., Wang, Q., Rich, M. M., Cope, T. C. Oxaliplatin neurotoxicity of sensory transduction in rat proprioceptors. J Neurophysiol. 106, 704-709 (2011).
- Wilkinson, K. A., Kloefkorn, H. E., Hochman, S. Characterization of muscle spindle afferents in the adult mouse using an in vitro muscle-nerve preparation. PLoS One. 7, e39140 (2012).
- Shreckengost, J., Calvo, J., Quevedo, J., Hochman, S. Bicuculline-sensitive primary afferent depolarization remains after greatly restricting synaptic transmission in the mammalian spinal cord. J Neurosci. 30, 5283-5288 (2010).
- Koltzenburg, M., Stucky, C. L., Lewin, G. R. Receptive properties of mouse sensory neurons innervating hairy skin. J Neurophysiol. 78, 1841-1850 (1997).
- Matthews, B. H. C. Nerve endings in mammalian muscle. J Physiol. 78, 1-53 (1933).
- Hunt, C. C., Kuffler, S. W. Stretch receptor discharges during muscle contraction. J Physiol. 113, 298-315 (1951).
- Oishi, P. E., Cholsiripunlert, S., Gong, W., Baker, A. J., Bernstein, H. S. Myo-mechanical analysis of isolated skeletal muscle. J Vis Exp. (48), (2011).
- Hoheisel, U., Reinöhl, J., Unger, T., Mense, S. Acidic pH and capsaicin activate mechanosensitive group IV muscle receptors in the rat. Pain. 110, 149-157 (2004).
- Taguchi, T., Sato, J., Mizumura, K. Augmented mechanical response of muscle thin-fiber sensory receptors recorded from rat muscle-nerve preparations in vitro after eccentric contraction. J Neurophysiol. 94, 2822-2831 (2005).
- Xu, J., Gu, H., Brennan, T. J. Increased sensitivity of group III and group IV afferents from incised muscle in vitro. Pain. 151, 744-755 (2010).
