Abstract
Myocardinfarct blijft de belangrijkste doodsoorzaak in de westerse landen, ondanks de aanzienlijke vooruitgang in de stent gebiedsontwikkeling in de laatste decennia. Ter verduidelijking van de onderliggende mechanismen en de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën, de beschikbaarheid van geldige diermodellen zijn verplicht. Omdat we nieuwe inzichten in pathomechanismen van hart- en vaatziekten moeten onder in vivo omstandigheden hartinfarct te bestrijden, de geldigheid van het diermodel is een cruciaal aspect. Echter, de bescherming van de dieren zijn zeer relevant in deze context. Daarom stellen we een minimaal invasieve en eenvoudig model van myocardiaal infarct bij muizen die een hoge reproduceerbaarheid en de overlevingskans van de dieren zorgt. Zo, dit model voldoet aan de eisen van het 3R-principe (vervanging, verfijning en vermindering) voor dierproeven en zorgen voor de wetenschappelijke informatie die nodig is voor de verdere ontwikkeling van therapeutische strategieën voor cardiovascular ziekten.
Introduction
Myocardiaal infarct is een van de belangrijkste doodsoorzaken in de geïndustrialiseerde landen. Ondanks onmiskenbare vooruitgang van diagnostische en therapeutische benaderingen, hart- en vaatziekten zijn nog steeds de belangrijkste doodsoorzaak. Gezien de verbeterde levensverwachting en levensreddende risico's, is een voortdurende toename van de incidentie van hart- en vaatziekten in de toekomst verwacht. Daarom is er een sterke behoefte aan nieuwe benaderingen vaststellen en valideren voor de behandeling van cardiovasculaire aandoeningen. De informatie in humane studies lijdt zijn beperkingen, deze studies doorgaans onvoldoende te leggen en begrijpen van de mechanismen op moleculair niveau, niet in staat om oplossingen voor deze belangrijke gezondheidsproblemen verschaffen.
Bovendien is fundamenteel onderzoek beperkt gevolge van de complexiteit en moeilijkheid om de mechanismen van hart- en vaatziekten reproduceren in het laboratorium. Daarom, om onze kennis over de pathofysiologie van cardiovaatziekten, is het essentieel om diermodellen 1,2 valideren. Echter, alle stromen van moleculaire gebeurtenissen die betrokken zijn bij de genezing na myocardiaal infarct, analyse op verschillende tijdstippen nodig identificeren, waardoor een groot aantal dieren proeven.
Myocardinfarct experimenten worden vaak uitgevoerd met behulp van diermodellen. Het induceren van myocardiaal infarct bij gezelschapsdieren 3-11 is de meest geschikte en efficiënte model toegepast om cellulaire en moleculaire gebeurtenissen dan grote diermodellen onderzoeken. Bovendien was geen ander soort, de beschikbaarheid van transgene of knockout stammen muizen 12. Deze muizen zijn zeer nuttig in andere ziekten, zoals cardiovasculaire ziekten (zoals atherosclerose, in stent restenose) 13,14. Bovendien, de lage zwangerschapsperiode en het grote aantal nakomelingen kwalificeren muismodellen zoals aantrekkelijkste systeem moleculaire mechanismen voor myocardiale Infa bestuderenrction 12.
Toch is de grootte van het hart bij muizen verwacht hoge precisie manipulatie tijdens microchirurgie. Lesgeven dergelijke gekwalificeerde en deskundige operatie personeel is een tijdrovend en arbeidsintensief proces. Daarom hebben we hierin een gedetailleerd microchirurgie procedure, inclusief tips en trucs om medewerkers zelfs met gemiddeld kwalificaties, zoals studenten of technici om de complexe hartinfarct model in muizen te voeren begeleiden.
Aanvankelijk wordt intubatie uitgevoerd door middel van een korte canule zonder de tracheotomie. De thoracale incisie ligt in de intercostale ruimte vermijden verwonding ribben en / of het omringende weefsel. Deze sub-stap is zeer relevant voor snel herstel en genezing 15 te verzekeren. De ligatuur wordt gemaakt differentiële chronische ischemie en ischemie / reperfusie model, voor een hoog overlevingspercentage behoud van een aanzienlijke mate van een infarct. Onze ervaring leert that behulp zijden hechtdraad zorgt voor een hogere reproduceerbaarheid in vergelijking met cryo-letsel 16.
Concluderend, de hier beschreven werkwijze is zowel chronische ischemie en ischemie / reperfusie model in kleine proefdieren toepassing. De tips en trucs die in deze procedure zijn bedoeld om personeel met zelfs lage of gemiddelde kwalificatie in staat stellen om te passen in kleine diermodellen.
Protocol
OPMERKING: Experimenten in dit document worden dienovereenkomstig uitgevoerd om de Duitse lage en aan de Europese richtlijnen verzorging van dieren. De dieren worden gefokt in de Animal faciliteit van Institute for Laboratory Animal Science, Universiy ziekenhuis Aken, Duitsland, onder leiding van Prof. Dr. R. Tolba en Dr. A. Teubner (dierenwelzijn).
1. Animal Care
- Houd de muizen in een gespecialiseerde care unit, zorgen voor adequate toegang tot voedsel en gespecialiseerde veterinaire controle en behandeling. Als de dieren worden verplaatst of gekocht van buiten, dan kunt u verzekeren van een week accommodatie voor het ondergaan van de procedure.
2. intubatie
- Verdoven 8-10 weken oude mannelijke C57BL / 6 wildtype muizen, 25-27 g middels intraperitoneale injectie van 100 mg / kg ketamine en 10 mg / kg xylazine. Toezicht op het niveau van de anesthesie door teen knijpen reflexen. Plaats vet zalf op de ogen tot droog tijdens de procedure te voorkomen.
- Zorgen voor het handhaven van steriele omstandigheden tijdens de operatie om infecties te voorkomen door steriele materialen en instrumenten.
- Plaats de verdoofde muis in rugligging op een verwarmde operatie tafel. Verwijder het haar van beide ventrale halsgebied en linkerhelft van de thorax via een scheermes en desinfecteren met 70% alcohol vóór incisie.
- Voer een mediane incisie van 0,5 cm gebruikt operatie schaar in het midden van de nek. Onder de huid, ga door de 2 vette lichamen met een steriele gebogen pincet en visualiseren de luchtpijp onder stereomicroscoop door de transparantie van de bekleding spier.
- Introduceer mondeling de intubatie canule in de luchtpijp onder het oog met behulp van de stereomicroscoop (Figuur 1A). Onderscheid de metalen canule through de transparante weefsel. En controleren van de positie en locatie tijdens de bewerking op elk moment (Figuur 1B).
- Sluit de canule naar de kleine dieren ventilator en pas ventilatie instellingen volgens produceert richtlijnen (tidal volume tussen 100-150 pi en een ademhalingsfrequentie tussen 100-150 per min).
3. Myocardinfarct Inductie
- Voer een incisie in de huid minder dan 0,5 cm in het midden van een lijn tussen xyphoid en links Axila. Gebruik een tang om de spierlaag te scheiden van de onderliggende ribben.
- Voer een kleine incisie tussen de ribben door een schaar tot de borstholte geopend 17. Voor chronische infarct, voeren de incisie in de 5e intercostale ruimte (figuur 1C) en / of het ischemie / reperfusie model in de 4 e intercostale ruimte (Figuur 1D): een eenvoudigere benadering getal van onder de 2 e en 3 th
- Plaats de oprolmechanismen in de incisie te borstholte geopend en het hart te visualiseren.
- Verwijder het hartzakje om overmatige fibrotische processen te voorkomen voorzichtig.
- Visualiseer de linker dalende kransslagader (LAD) als een diep gepositioneerd lichtrode schip. Indien de LAD niet kan worden gevisualiseerd, overwegen een aantal referentiepunten om de reproduceerbaarheid te verhogen.
- Voor chronische hartinfarctmodel, plaatst de ligatuur in het midden van de ventrale zijde van de kern (tussen de oorschelp en apex), met als referentie de ader zie figuur 1C. Binden beide takken van de slagader met behulp van 0/7 zijden hechtdraad om een transmuraal voorste en achterste infarct krijgen. De grijze kleur geeft de positie van de ligatuur en kan worden herhaald indien nodig (figuur 1C).
- Voor ischemie / reperfusie model, plaatst u de ligatuur onder de oorschelp, over het hoofdgedeelte van LAD (figuur 1D). De ligtuur zich boven een siliconenslang om de integriteit van het vat te beschermen. De grijze kleur geeft het infarct gebied en moet in het gehele hart (figuur 1D) verschijnen. Plaats temporale hechtingen op de ribben tijdens de ischemie periode en bevochtig met een kompres om weefsel te voorkomen dat ze uitdrogen. Na ischemie, verwijder het silicium buis en snijd de hechtdraad met kleine schaar om de reperfusie visualiseren.
- Naast de anesthetica en pijnstillers gebruiken bij het begin van de procedure (stap 2,1 en 2,2), 0,5% isofluraan gebruikt tijdens de operatie de goede comfort van het dier te garanderen, of volg het dier zorgrichtlijnen van instelling.
4. Hechting en Recovery
- Elimineer de resterende lucht uit thorax door het vullen met warme isotone zoutoplossing.
- Sluit de thorax met 3 hechtingen 0/6 (zie figuur 2A en 2B). Plaats de mediale hechtingen onder een hoek van 90 °, om te verzekeren alsealed sluiten van de ribben, zoals getoond in Figuur 2 (Figuur 2A, B).
- Sluit de spierlaag met hechtingen 2 (figuur 2C) en de huid met 3-4 hechtingen 0/6 (figuur 2D). Voer deze hechtingen afzonderlijk juiste venster voor verdere echocardiografische metingen te verkrijgen.
- Koppel de intubatiecanule van de ventilator en laat spontane ademhaling. Voor latere identificatie, markeer de muis met behulp van het lokale systeem (vraag het dierenwelzijn van uw instelling).
- Leg de muis aan de linkerkant onder de rode lamp tot hij wakker wordt. Laat een dier niet onbeheerd verlaten totdat het voldoende weer bij bewustzijn is. Heeft een dier dat chirurgie ondergaan om in het gezelschap van de andere dieren volledig hersteld niet toe.
- Beheer pijntherapie met buprenophine 0,1 mg / kg lichaamsgewicht, subcutaan voor de komende 3 dagen na het dier zorg richtlijnen van uw instelling.
5. Analyse van de myocardinfarct
- Regelmatig toezicht op de hartfunctie met behulp van echocardiografie (Figuur 3A): de ejectiefractie, fractionele verkorting, cardiale output en hart dimensies.
- Verdoven van de dieren middels intraperitoneale injectie van 100 mg / kg ketamine en 10 mg / kg xylazine. Ga na verdoving voor de operatie door het gebrek aan reflexen.
- Open de borstholte en Accijnzen het hart, te plaatsen in steriele PBS oplossing wassen uitvoerig de resterende bloed.
- Indien nodig, direct om het bloed uit het hart door het vermijden van schade van het infarct gebieden of na verwijdering van het hart, de borstholte.
- Na het wassen, stoppen met het hart in Diastola aan verzadigde KCl-oplossing (steriel gefilterd 3M KCl in PBS). Voor histologische analyse repareren het hart in 10% formaline en ga verder met stap 5.7.
- Indien nodig, meet de levensvatbaarheid van de autodiac cellen door Evans-blauw / trifenyltetrazoliumchloride (TTC) vlekken. Na herstel van de ligatuur op de oorspronkelijke plaats, perfuseren het hart met 200 pi 1% Evans Blue oplossing middels een aorta canule en vries het hart in een plastic zak bij -20 ° C, zonder te wassen.
- Na 2 uur werd uitgevoerd 5 transversaal dia met een scherpe scalpel en incubeer ze gedurende 10-15 min bij TTC oplossing bij 37 ° C, zoals beschreven door vervaardigd. Bevestig de objectglaasjes gedurende 10 minuten in 10% formaline en ze tussen de microscoopglaasjes voor verdere analyse.
- Het hartweefsel te bedden in paraffine, door het plaatsen van het hart op de tip, om transversale snijden uit te voeren. Voer seriële sectie van 5 micrometer. Verzamel de eerste 20 hoofdstukken en gooi de volgende 300 micrometer. Ga verder met de sectie protocol tot de mitralisklep is bereikt (figuur 3A, B). Serial secties, 400 micrometer uit elkaar langs de gehele hart worden verzameld en kan worden gekleurd fof kwalitatieve en kwantitatieve analyse.
- Meet de infarct met Gomori's in één stap kleuring 6-8.
- Analyseer angiogenese, collageen inhoud of ontstekingscellen werving in seriële sectie met gebruikelijke immunohistologische vlekken.
Representative Results
De hartinfarct procedure plaatsvindt binnen 25-30 minuten en laat een sterftecijfer van 10%. Na de operatie, de muizen herstellen van anesthesie binnen de volgende 15 min. Geen lichamelijke beperking werd waargenomen dat de geopereerde muis. Er is echter een groter risico op hart- ruptuur één week na post-chronische myocardiaal infarct, indien de herstelprocessen verstoord tijdens de ontstekingsfase. Aangezien hart kan zijn afmetingen aanzienlijk kunnen veranderen tijdens het pompen, is het belangrijk dat alle verzamelde harten worden gestopt in dezelfde positie, bijvoorbeeld in Diastola. Dit kan worden bereikt door het hart perfuseren met een verzadigde KCl-oplossing. Verhoogde extracellulaire K + concentratie blokkeert de ionische pompen, vermindert het membraan rustpotentiaal van hartcellen, resulterend in een diastolische arrestatie van hartactiviteit.
Het infarct gebied is te zien in ultrageluid onderzoek (Figuur 3A, onderste paneel). Vergeleken metde normale hartspier, ischemische regio's lijken dun en hypokinetisch (Figuur 3A, bovenste paneel). Afhankelijk van het gebruikte model zal de infarct grootte verschillen. De chronische hartinfarctmodel induceert circulaire, transmuraal infarct van de apex (figuur 3B), terwijl de ischemie / reperfusie induceert een dunne middelste wand en in het gehele hart (Figuur 3C). Er zijn vele methoden om een infarct vast te stellen. Indien men aan het directe effect op de cardiale levensvatbaarheid analyseren, een Evans-blauw / TTC kleuring 18 dienen te worden uitgevoerd ten minste 2 uur na reperfusie, kunnen veranderingen in het myocardium te zien. Secties kunnen direct na kleuring worden geanalyseerd (Figuur 3B, middelste paneel) of kan tussen de glasplaatjes worden bewaard in formaline voor 2-3 dagen (Figuur 3C, middelste paneel). Het blauwe gebied geeft het gezonde myocard, niet beïnvloed door ischemie. Het rode gebied vertegenwoordigt het levensvatbaar myocard in the ischemische gebied (risico myocard), en het witte gebied vertegenwoordigt het dode weefsel. Gewoonlijk wordt het infarct uitgedrukt als percentage van het risicogebied.
De volwassen litteken resulterende na vernieuwings- processen kunnen gemakkelijk worden gemeten met behulp van immunohistolgy Gomori's in één stap vlekken. Blauw-bevlekte infarct en rood-gekleurd gezond ventriculaire zones (Figuur 3B en C, rechts panelen) worden bepaald in het eerste gedeelte van elk niveau tot de mitralisklep. Om de variatie door het binden van LAD op verschillende niveaus te vermijden, wordt het infarct van alle betreffende deel en uitgedrukt als percentage van de totale linkerventrikelvolume. Een infarct volume van 15-20% bij chronische hartinfarctmodel en 10-15% na ischemie / reperfusie-model kan worden verkregen. Verder zal het chronisch hartinfarctmodel geaccentueerd dilatatie induceren, niet waargenomen in de ischemische / reperfusie-model (Figuur 3B en C right paneel).
Gebruikelijke kleuring procedures kunnen worden toegepast, zoals: CD31 kleuring gebruikt om de angiogenese te onthullen (rood, Figuur 4A) of gladde spier actine kleuring myofibroblasten (groene figuur 4B) te bepalen. Double fluorescentie kleuring kan ook worden toegepast op verschillende doelmoleculen herkennen in de infarct zone, daar zonder cardiomyocyten geeft geen automatische immunofluorescentie (Figuur 4C).
Figuur 1: Mediale incisie en insertie van intubatie de canule (A). De stereomicroscopic visualisatie van de metalen canule door de transparantie van het weefsel (B). De tracheale ringen (blauwe pijlen) en de canule (zwarte pijl) worden gewezen. De intercostale incisie voor de chronische infarct model en de ligatuur van de LAD (C). De ligatuur ligt aan midden van de kern (tussen de oorschelp en apex, zwart in onderste paneel), met als referentie het uiteinde van de ader (schema in blauw, onderste paneel). Beide takken van de slagader moet worden gebonden (rood in het onderste paneel). De grijze kleur geeft infarct gebied en het verschijnt in de onderste helft deel van het hart (rechts onderste paneel). De rietbinder voor de ischemie / reperfusie model is gemaakt onder de oorschelp, het binden van de belangrijkste orgaan van LAD (rood in het onderste paneel) over een silicium buis (rechts) (D). De grijze kleur geeft de infracted gebied, dat aanwezig is op het gehele hart (rechts onderste paneel) is. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: (A) en ischemie / reperfusie-model (B, linker paneel). In vivo beeldvorming van ribben hechtdraad (C, linkerpaneel ), spierhechting (C, middelste paneel) en de huid hechtdraad (C, rechter paneel). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Echocardiografische afbeeldingen. Foto's van normale (A, bovenste paneel) en geïnfarceerde gebied (A, onderste paneel), zijn bij de lange as verkregen (longitudinaal, linker panelen) of de korte as (transversaal rechter panelen) .. infarct geïnduceerd door chronische ligatuur(B) en één uur ischemie gevolgd door reperfusie (C). Evans Blue / TTC kleuring maakt de identificatie van geperfundeerde (blauw) / niet-doorbloede gebieden, alsmede de levensvatbare (rood) / dead (wit) myocard (B, C, midden panelen). Gomori's in één stap vlekken maakt de identificatie van infarct gebieden (blauw), en onderscheidt hen van de normale regio's (rood) (B, C, rechts panelen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: De verschillende kleuringen kan worden uitgevoerd in infracted gebied, zoals beschreven CD31 tot neo-angiogenese (A, rood, eenvoudig pijlen), of gladde spier actine voor myofibroblasten (B g,reen, eenvoudige pijlen), en dubbele kleuring (C, CD31-rood / gladde spier actine-groen), tegengekleurd met DAPI om kernen (blauw). Myofibroblasten kunnen gemakkelijk worden onderscheiden van gladde spiercellen van kleine en grote slagaderen, die altijd gepaard gaat met een endotheliale laag (C, pijlen). Dubbele pijlen wijzen de erytrocyten autofluorescentie. Schaalbalken 50 urn.
Discussion
Tijdens de procedure zijn er enkele kritische punten gewezen: de intubatie, het openen van de borstholte en de LAD ligatuur. De eerste kritische stap is de intubatie van het dier voordat experiements. Veel groepen gebruiken een verticale steun voor het bevestigen van de muis en een lichtbron direct aan de canule in de luchtpijp plaatst. Deze methode heeft onzekerheid over de juiste plaatsing van de canule in de luchtpijp en de meest gevoelig voor storing door beginners. Een kleine incisie kan de positie van de canule worden gecontroleerd gedurende de gehele figuur, waardoor de standaard afnemend. Bovendien wordt de tracheotomie overschreden, waardoor complicaties verminderen en het verminderen van de werkingstijd.
De volgende belangrijke stap is het openen van de borstholte. De mediane sternotomie staat voor een hoog risico manoeuvre vertragen het herstel van de dieren. De laterale linker incisie impliceert het snijden van 2-3 ribben 15
De ligatuur zelf vertegenwoordigt de meest kritische stap. De linker dalende kransslagader moeilijk zichtbaar worden gemaakt, en moet vaak zonder te zijn gebonden. Daarom worden bepaalde anatomische referentiepunten wees de chirurg de juiste ligatie te voeren. Voor de chronische infarct model wordt de ligatuur geplaatst in het midden van de ventrale zijde van het hart tussen de oorschelp en de apex, boven het einde van de grote ader anterior (figuur 2B). De efficiëntie kan worden controgevuld door het visualiseren van de verschijning van de grijze kleur in de getroffen gebieden. Als het infarctgebied weergegeven anterior en niet de achterwand omvatten een nieuwe hechtdraad geplaatst links van de eerste hechting. De belangrijkste oorzaak van LAD is altijd zichtbaar onder de oorschelp 18, en dus geen ernstige problemen opleveren bij het opsporen van dit deel. De oorschelp geeft grote kans op bloeden en moet zorgvuldig worden omgegaan.
De procedure wordt beperkt door het bestaan van geschikte apparatuur. Een ventilator en geschikte anesthesie voor kleine dieren zijn duur en vereisen aansluitingen gas en ventilatiesysteem van de kamer. Verder wordt een nauwkeurige controle van de dieren moet eerst week na behandeling om de mogelijke klinische detecteren. Om de hartfunctie tijdens het experiment te onderzoeken, zijn hoge-resolutie echografie, complexe Langendorf perfusie-systeem, of kleine intraventriculaire catheter metingen nodig, invOlving hoge kosten en aanvullende expertise.
Gezien de myocardiaal infarct, is er geen alternatieve methoden beschikbaar om de complexiteit van de gebeurtenissen in vitro reproduceren. Afhankelijk van de bezienswaardigheid, ex vivo perfusie van een geïsoleerde hart in Langendorff systeem geeft informatie over de contractiliteit, hartfunctie en myocard levensvatbaarheid in reactie op verschillende stimuli of drugs. Echter, exclusief eventuele storingen van bloedcomponenten en het immuunsysteem, en is niet geschikt voor lange-studies van remodellering en genezing na myocardiaal infarct.
Na het uitvoeren van het hartinfarct procedure kunnen andere functionele analyse uitgevoerd zoals intraventriculaire drukmetingen, ultrasound (klein dier ultrasoundsystemen) of geïsoleerde hart Langendorff perfusie. Bovendien kunnen alle biologische en moleculaire analyse uitgevoerd worden om cellen, eiwitten, mRNAs, microRNA identificeren genes of andere biomarkers, die kunnen worden toegepast als therapeutische doelwitten om nieuwe behandelingsstrategieën voor myocardiaal infarct ontwikkelen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereomicroscope | Olympus | SZ/X9 | |
| Mouse ventilator | Harvard Apparatus | 730043 | Model Minient 845 |
| Dual Anesthesia System (Tabletop Version) | Harvard Apparatus | Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8" x 11" footprint. | |
| Intubation cannula | Harvard Apparatus | 732737 | |
| Forceps | FST, Germany | 9119700 | standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm |
| Scissors | FST, Germany | 9146011 | straight |
| Vannas scissor | Aesculap, Germany | OC 498 R | |
| Retractors | FST, Germany | 1820010 | 2.5mm wide |
| Retractors | FST, Germany | 1820011 | 5 mm wide |
| Wire handles | FST, Germany | 1820005 | 10 cm |
| Wire handles | FST, Germany | 1820006 | 14 cm |
| Ketamine 10% | CEVA, Germany | ||
| Xylazine 2% | Medistar, Germany | ||
| Bepanthene eye and nose cream | Bayer, Germany | ||
| Silicon tube | IFK Isofluor, Germany | custommade product | diameter 500 µm |
| section thickness 100 µm | |||
| polytetrafluorethylene catheter | |||
| PROLENE Suture 6/0 | ETHICON | 8707H | polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13 mm, 3/8 Circle |
| 7/0 Silk | Seraflex | IC 1005171Z | |
| Ultrasound | Vevo, Canada | 770 Vevo |
References
- Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).
- Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium. Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).
- Alexander, S., et al. Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction. J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).
- Liehn, E. A., et al. Compartmentalized protective and detrimental effects of endogenous macrophage migration-inhibitory factor mediated by CXCR2 in a mouse model of myocardial ischemia/reperfusion. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (9), 2180-2186 (2013).
- Liehn, E. A., et al. Ccr1 deficiency reduces inflammatory remodelling and preserves left ventricular function after myocardial infarction. J Cell Mol Med. 12 (2), 496-506 (2008).
- Liehn, E. A., et al. A new monocyte chemotactic protein-1/chemokine CC motif ligand-2 competitor limiting neointima formation and myocardial ischemia/reperfusion injury in mice. J Am Coll Cardiol. 56 (22), 1847-1857 (2010).
- Liehn, E. A., et al. Double-edged role of the CXCL12/CXCR4 axis in experimental myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2415-2423 (2011).
- Oral, H., et al. CXC chemokine KC fails to induce neutrophil infiltration and neoangiogenesis in a mouse model of myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 60, 1-7 (2013).
- Projahn, D., et al. Controlled intramyocardial release of engineered chemokines by biodegradable hydrogels as a treatment approach of myocardial infarction. J Cell Mol Med. 18 (5), 790-800 (2014).
- Schuh, A., et al. Novel insights into the mechanism of cell-based therapy after chronic myocardial infarction. Discoveries. 1 (2), e9 (2014).
- Schuh, A., et al. Effect of SDF-1 alpha on Endogenous Mobilized and Transplanted Stem Cells in Regeneration after Myocardial Infarction. Curr Pharm Des. 20 (12), 1964-1970 (2013).
- Zaragoza, C., et al.
- Kanzler, I., Liehn, E. A., Koenen, R. R., Weber, C. Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications. Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).
- Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C.
- Kolk, M. V. V., et al. LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction. J. Vis. Exp. (32), 1438 (2009).
- Ryu, J. H., et al. Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium. Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).
- Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. N. Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix. J. Vis. Exp. (91), e51390 (2014).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery. J. Vis. Exp. (86), e51329 (2014).
