Abstract
Hjärtinfarkt är fortfarande den vanligaste dödsorsaken i västvärlden, trots betydande framsteg i stentutvecklingsområdet under de senaste decennierna. För förtydligande av de underliggande mekanismerna och utveckling av nya behandlingsstrategier, tillgången till giltiga djurmodeller är obligatoriska. Eftersom vi behöver nya insikter pathomechanisms av hjärt- och kärlsjukdomar enligt in vivo förhållanden för att bekämpa hjärtinfarkt, är giltigheten av djurmodellen en viktig aspekt. Men skyddet av djur är mycket relevant i detta sammanhang. Därför etablerar vi en minimalinvasiv och enkel modell av hjärtinfarkt hos möss, vilket garanterar en hög reproducerbarhet och överlevnad av djur. Således detta modeller uppfyller kraven enligt 3R-principen (Replacement, förbättring och inskränkning) för djurförsök och försäkra vetenskapliga uppgifter som behövs för att vidareutveckla av terapeutiska strategier för cardiovascular sjukdomar.
Introduction
Hjärtinfarkt är en av de främsta dödsorsakerna i industrialiserade länder. Trots obestridliga framsteg av diagnostiska och terapeutiska metoder, hjärt- och kärlsjukdomar är fortfarande den största dödsorsaken. Med tanke på den förbättrade livslängden och livsrelaterade risker, är en kontinuerlig ökning i förekomsten av hjärt- och kärlsjukdomar förväntas i framtiden. Därför finns det ett stort behov av att etablera och validera nya metoder för behandling av hjärt- och kärlsjukdomar. Informationen om humanstudier lider av sina begränsningar, dessa studier är i allmänhet otillräckliga för att förklara och förstå de mekanismer på molekylär nivå, att inte kunna ge lösningar på dessa stora hälsoproblem.
Dessutom har grundforskningen varit begränsad på grund av komplexitet och svårigheter att reproducera mekanismerna för hjärt-kärlsjukdom i laboratoriet. Därför, för att öka vår kunskap om patofysiologi hjärtvaskulära sjukdomar är det avgörande för att validera djurmodeller 1,2. Men för att identifiera alla kaskader av molekylära händelser som är involverade i läkningen efter hjärtinfarkt, analys vid olika tidpunkter är nödvändigt, vilket leder till ett stort antal djur experiment.
Hjärtinfarkt experiment utförs ofta med hjälp av djurmodeller. Induktion hjärtinfarkt hos smådjur 3-11 är den mest lämpliga och effektiva modell som används för att undersöka cellulära och molekylära händelser än stora djurmodeller. Dessutom presenterar inga andra arter tillgången av transgena eller knockout stammar som möss 12. Dessa musmodeller är mycket användbara i andra sjukdomar, inklusive kardiovaskulära sjukdomar (såsom ateroskleros, i stent restenos) 13,14. Dessutom, den låga graviditetsperioden och det stora antalet avkommor kvalificera musmodeller som mest attraktivt system för att studera molekylära mekanismer för myokardial Infarction 12.
Ändå räknar storleken på hjärtat hos möss hög precision för manipulation under mikro. Undervisning sådana kvalificerade och kompetenta kirurgi personal är en tidskrävande och arbetsintensiv process. Därför har vi här lägga fram en detaljerad mikroförfarande, inklusive tips och tricks för att vägleda medarbetare även med genomsnittliga kvalifikationer, till exempel studenter eller tekniker för att utföra komplexa hjärtinfarkt modell hos möss.
Initialt intubation utförs med hjälp av en kort kanyl utan att använda trakeotomi. Bröst snittet ligger i det interkostala område, undvikande av skada av ribbor eller / och omgivande vävnad. Detta delsteg är mycket relevant för att säkerställa snabb återhämtning och läkning 15. Ligaturen är tillverkad avvikelsen för kronisk ischemi och ischemi / reperfusion-modeller, för en hög överlevnad och samtidigt bibehålla en betydande infarktens storlek. Vår erfarenhet visar that använder silkessutur garanterar en högre reproducerbarhet jämfört med Cryo-skador 16.
Sammanfattningsvis är den här beskrivna metoden tillämpas i både kronisk ischemi och ischemi / reperfusion-modeller i små djur. De tips och tricks som presenteras i detta förfarande är tänkta att göra det möjligt för personal med ens låg eller genomsnittlig kvalifikationer för att tillämpa den i små djurmodeller.
Protocol
OBS: Experiment som presenteras i detta dokument genomförs i enlighet med den tyska låga och de europeiska riktlinjerna djurskötsel. Djuren föds upp i djuranläggningen för Institutet för försöksdjursvetenskap, Universiy sjukhus Aachen, Tyskland, under överinseende av Prof. Dr. R. Tolba och Dr. A. Teubner (djurskyddsansvarig).
1. Djurvård
- Håll mössen i en specialiserad vårdenhet, säkerställa korrekt tillgång till mat och specialiserad veterinärkontroll och behandling. Om djuren flyttas eller köps in från utsidan, vänligen försäkra en veckas boende innan de genomgick proceduren.
2. Intubation
- Bedöva 8-10 veckor gamla C57BL / 6 vildtypsmöss, 25-27 g med hjälp av intraperitoneal injektion av 100 mg / kg ketamin och 10 mg / kg xylazin. Övervaka nivån på anestesi genom tå nypa reflexer. Placera veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under förfarandet.
- Se till att upprätthålla sterila förhållanden för att undvika infektioner under operation genom användning av sterila material och instrument.
- Placera sövda musen i ryggläge på en uppvärmd operationsbordet. Ta bort hår från både ventrala halsområdet och vänstra halvan av bröstkorgen med en liten rakhyvel och desinficera med 70% alkohol innan snittet.
- Gör en liten median snitt på 0,5 cm med hjälp av kirurgi sax i mitten av halsen. Under huden, går igenom de två feta kroppar med sterila böjda pincett och visualisera luftstrupen i stereo genom transparens av täck muskeln.
- Presentera muntligen intuberingskanyl i luftstrupen under Visa med hjälp av stereomikroskop (Figur 1A). Skilj metallkanyl through den transparenta vävnaden. Och kontrollera läget och läget under operationen när som helst (Figur 1B).
- Anslut kanylen till den lilla djuret ventilatorn och justera ventilationsinställningar enligt tillverkar riktlinjer (tidalvolym mellan 100-150 pl och en andningsfrekvens mellan 100-150 per minut).
3. hjärtinfarkt Induktion
- Gör en hud snitt mindre än 0,5 cm i mitten av en linje mellan xyphoid och vänster axila. Använd pincett för att separera muskellagret från underliggande revben.
- Utför en liten incision mellan revbenen genom användning av en liten sax tills brösthålan öppnas 17. För kronisk infarkt, utföra snittet i 5: e interkostalrummet (Figur 1C) och / eller för ischemi / reperfusion modell, i den 4: e interkostalrummet (Figur 1D): för en enklare metod nummer från under 2: e och 3: e
- Placera sårhakarna i snittet för att öppna brösthålan och att visualisera hjärtat.
- Ta försiktigt bort hjärtsäcken för att undvika alltför stora fibrotiska processer.
- Visualisera den vänstra nedåtgående kransartären (LAD) som en djupt placerad ljusröd fartyg. Om LAD inte kan visualiseras, överväga några referenspunkter att öka reproducerbarhet.
- För kronisk infarkt modell, placera ligaturen i mitten av den ventrala sidan av hjärtat (mellan öronmusslan och spetsen), som har som referens venen, såsom visas i figur 1C. Bind båda grenarna av artären med hjälp av 0/7 silkesutur att få en transmural främre och bakre infarkt. Den grå färgen indikerar positionen för ligaturen och kan upprepas vid behov (figur 1C).
- För ischemi / reperfusion modell, placera ligaturen under öronmusslan, över huvuddelen av LAD (figur 1D). LIGraturen ligger över ett silikonröret för att skydda integriteten av kärlet. Den grå färgen indikerar infarktområdet och bör finnas i hela hjärtat (figur 1D). Placera tids suturer på revbenen under ischemi perioden och fukta med hjälp av en kompress för att undvika vävnadstorkning. Efter ischemi, avlägsna silikonröret och skär suturen med en liten sax för att visualisera reperfusion.
- Bredvid anestetika och analgetika används i början av förfarandet (steg 2.1 och 2.2), använd 0,5% isofluran under kirurgi för att säkerställa en korrekt komfort djuret, eller följa riktlinjerna djur hand om din institution.
4. Suture och återställning
- Eliminera restluft från bröstkorgen genom att fylla med varm isoton saltlösning.
- Stäng bröstkorgen med 3 suturer 0/6 (som visas i figur 2A och 2B). Placera de mediala suturer i en vinkel av 90 °, för att säkerställa somealed stängning av ribborna, såsom visas i figur 2 (figur 2A, B).
- Stäng muskellagret med två suturer (Figur 2C) och huden med 3-4 suturer 0/6 (Figur 2D). Utför dessa suturer separat för att få en ordentlig fönster för ytterligare ekokardiografisk mätning.
- Koppla bort intuberingskanyl från ventilatorn och låta spontana andetag. För senare identifiering, markera musen med hjälp av det lokala systemet (fråga djurskyddsansvarige från din institution).
- Lägg ner musen på vänster sida under den röda lampan tills den vaknar. Lämna inte ett djur utan tillsyn tills den har återfått tillräckligt medvetande. Låt inte ett djur som har genomgått operation för att vara i sällskap med andra djur tills återhämtat sig helt.
- Hantera smärtbehandling med buprenophine 0,1 mg / kg kroppsvikt, subkutant för de kommande 3 dagar, följer riktlinjerna för djur hand om din institution.
5. Analys av hjärtinfarkt
- Regelbundet övervaka hjärtfunktionen med hjälp av ekokardiografi (Figur 3A): ejektionsfraktion, fraktionerad förkortning, hjärtminutvolym och hjärt dimensioner.
- Söva djuren med användning av intraperitoneal injektion av 100 mg / kg ketamin och 10 mg / kg xylazin. Bekräfta korrekt anesthetization före operation av bristen på reflexer.
- Öppna brösthålan och skära hjärtat, placera den i steril PBS-lösning tvätt omfattande resterande blod.
- Om det behövs, samla upp blod direkt från hjärtat genom att undvika skada på de infracted regionerna, eller efter avlägsnande av hjärtat, från brösthålan.
- Efter tvättning, stoppa hjärtat i Diastola i mättad KCl-lösning (steril filtrerad 3M KCl i PBS). För histologisk analys fixa hjärta i 10% formalin och fortsätt med steg 5.7.
- Om det är nödvändigt, mäta livskraft bilenDiac celler genom Evans-blå / Trifenyl tetrazoliumklorid (TTC) färgning. Efter ombyggnad ligaturen vid den inledande platsen, BEGJUTA hjärtat med 200 | il 1% Evans Blue lösning med användning av en aortakanyl och frysa hjärtat i en liten plastpåse vid -20 ° C, utan tvättning.
- Efter 2 timmar, utför 5 tvärs diabilder med en vass skalpell och inkubera dem under 10-15 minuter i TTC lösning vid 37 ° C, som beskrivs av tillverkade. Fäst glasen i 10 minuter i 10% formalin och sätta dem mellan de mikroskopiska diabilder för vidare analys.
- Bädda hjärtvävnaden i paraffin, genom att placera hjärtat på spetsen, för att utföra tvärsektionering. Utför seriell sektion av 5 | am. Samla de första 20 avsnitten och kasta nästa 300 pm. Fortsätt avsnittet protokollet tills mitralisklaffen nivån har uppnåtts (Figur 3A, B). Serie sektioner 400 pm från varandra längs hela hjärtat samlas in och kan färgas feller kvalitativ och kvantitativ analys.
- Mät infarktstorleken med hjälp av Gomori one-steg färgning 6-8.
- Analysera angiogenes, kollagenhalten eller inflammatoriska celler rekrytering i serie avsnitt med hjälp av vanliga immunhistologisk färgning.
Representative Results
Den hjärtinfarkt förfarandet sker inom 25-30 min och visar en dödlighet på 10%. Efter operation, mössen återhämta sig från anestesi inom nästa 15 min. Ingen fysisk funktionsnedsättning observerades den opererade musen. Men det finns en högre risk för hjärt bristning en vecka efter post kronisk hjärtinfarkt, om reparation processer störs under den inflammatoriska fasen. Eftersom hjärta kan förändras avsevärt dess dimensioner under pumpning, är det viktigt för alla insamlade hjärtan att stoppas i samma position, t ex i Diastola. Detta kan åstadkommas genom perfusion av hjärtat med mättad KCl-lösning. Ökad extracellulära K + koncentration blockerar de joniska pumpar minskar membran vilopotential av hjärtceller, vilket resulterar i ett diastoliskt gripandet av hjärtaktivitet.
Infarktområdet kan ses i ultraljudsanalys (figur 3A, lägre panelen). Jämfört mednormal hjärtmuskeln, ischemiska regioner verkar tunn och stel (Figur 3A, övre panelen). Beroende på vilken modell som används, kommer infarktstorleken skiljer sig åt. Den kroniska infarkt modell inducerar cirkulär, transmural infarkt av spetsen (Figur 3B), medan ischemi / reperfusion inducerar ett tunt, mellanvägg och i hela hjärtat (figur 3C). Det finns många metoder för att bestämma infarktstorlek. Om syftet är att analysera den direkta effekten på hjärtats livsduglighet, är en Evans-blå / TTC färgning 18 indikerade utföras minst 2 timmar efter reperfusion, för att kunna se eventuella förändringar i hjärtmuskeln. Sektioner kan analyseras omedelbart (Figur 3B, mellersta panel) efter färgning eller kan hållas mellan glasskivor i formalin under 2-3 dagar (Figur 3C, mellersta panel). Den blå området representerar den friska hjärtmuskeln, påverkas inte av ischemi. Det röda området representerar livskraftig hjärtmuskeln inuti the ischemiska området (riskhjärtmuskeln), och det vita området representerar den döda vävnaden. Vanligtvis är infarktstorleken uttryckt som procent från riskområdet.
Den mogna ärr resulte efter ombyggnad processer kan lätt mätas med immunohistolgy hjälp av Gomori one-steg färgning. Blåfärgade infarkt och röda färgade friska kammar områden (figur 3B och C, höger paneler) bestäms i det första avsnittet från varje nivå tills mitralisklaffen. För att undvika den variation som beror på bindning av LAD på olika nivåer, är infarkten från all beaktad sektion och uttryckt i procent av den totala vänsterkammarvolym. En infarkt volym av 15-20% vid kronisk infarkt modell och av 10-15% efter ischemi / reperfusion modell kan åstadkommas. Vidare kommer den kroniska infarkt modellen inducera en accentuerad dilatation, inte observerats i den ischemiska / reperfusion-modellen (figur 3B och C right panel).
Konventionella färgningsförfaranden kan användas, till exempel: CD31-färgning används för att avslöja angiogenes (röd, Figur 4A) eller glattmuskelaktin färgning för att bestämma myofibroblaster (gröna, figur 4B). Dubbel fluorescensfärgning kan också tillämpas för att identifiera olika målmolekyler i infarktområdet, eftersom frånvaron av kardiomyocyter ger ingen automatisk-immunofluorescens (Figur 4C).
Figur 1: Medial snitt och införande av intubation s kanylen (A). Den stereomicroscopic visualisering av metallkanyl genom transparens av vävnaden (B). De trakealringar (blå pilar) och kanylen (svart pil) pekas ut. Den interkostala snittet för den kroniska infarkt model och ligaturen av LAD (C). Den ligatur ligger vid mitten av hjärtat (mellan ytterörat och spets, svart lägre panel), med som referens i slutet av venen (schema i blått, lägre panelen). Båda grenar av artären ska bindas (rött i nedre panelen). Den grå färgen indikerar infarktområdet och den visas i den nedre halvan del av hjärtat (nedre högra panelen). Den ligatur för ischemi / reperfusion modell görs under ytteröra bindande huvuddelen av LAD (rött i nedre panelen) över en kiselröret (höger) (D). Den grå färgen indikerar infracted området, som finns på hela hjärtat (nedre högra panelen). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: (A) och ischemi / reperfusion modell (B, vänstra panelen). In vivo imaging revben sutur (C, vänstra panelen ), muskel sutur (C, mellersta panel) och hud sutur (C, högra panelen). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Ekokardiografiska bilder. Bilder från normal (A, övre panelen) och infarkt områden (A, lägre panelen), förvärvas i den långa axeln (längsgående, vänster paneler) eller i den korta axeln (tvärgående, höger sida) .. Infarction induceras av kronisk ligatur(B) och genom en timme ischemi följt av reperfusion (C). Evans Blue / TTC färgning medger identifiering av perfusion (blå) / icke-perfusion områden samt livskraftiga (röd) / dead (vit) hjärtmuskeln (B, C, mellersta paneler). Gomori one-steg färgning möjliggör identifiering av infarkt områden (blå), och skiljer dem från de normala regioner (röd) (B, C, höger sida). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Olika färgningar kan utföras i infracted område, såsom CD31 att beskriva neo-angiogenes (A, rött, enkla pilar), eller glattmuskelaktin för myofibroblaster (B, green, enkla pilar), samt dubbel färgning (C, CD31-röd / glattmuskelaktin-grön), motfärgades med DAPI för kärnor (blå). Myofibroblaster kan skiljas lätt från glatta muskelceller från små eller stora artärer, som alltid åtföljs av ett endotelskikt (C, pilar). Dubbla pilar peka erytrocyter autofluorescens. Skalstrecken 50 um.
Discussion
Under förfarandet, finns det några viktiga punkter bör noteras: den intubation, den öppna brösthålan och LAD ligatur. Den första kritiska steget är intubering av djuret innan experiements. Många grupper använder ett vertikalt stöd för fixering av mus och en ljuskälla för att sätta in kanylen direkt in i luftstrupen. Denna metod har osäkerheten om korrekt införande av kanylen i luftstrupen och är den mest benägna att misslyckas av nybörjare. Göra ett litet snitt, kan kontrolleras positionen för kanylen under hela manövern, vilket minskar standardhastigheten. Dessutom är trakeotomi träffas, vilket minskar komplikationer och minska tiden för operationen.
Nästa kritiska steget är öppningen av brösthålan. Median sternotomi utgör en högrisk manöver fördröja återhämtningen av djuren. Den laterala vänster snitt innebär styckning av 2-3 ribbor 15
Ligaturen själv representerar den mest kritiska steget. Den vänstra nedåtgående kransartären är svårt att synliggöras, och ofta behöver bindas utan utsikt. Därför är vissa anatomiska referenspunkter påpekade att hjälpa kirurgen att utföra rätt ligering. För kronisk infarkt modellen, är ligaturen placerad i mitten av den ventrala sidan av hjärtat, mellan öronmusslan och spetsen, ovanför slutet på den stora främre ven (Figur 2B). Verkningsgraden kan Controfylld genom att visualisera förekomsten av den grå färgen i de drabbade områdena. Om infarktområdet visas främre och omfattar inte den bakre väggen, kan en ny sutur placeras till vänster om den första sutur. Huvudroten av LAD alltid är synlig under öronmusslan 18, och därför inte medför allvarliga problem i avslöjande av denna del. Men presenterar ytteröra den stora risken för blödning och måste hanteras varsamt.
Förfarandet begränsas av förekomsten av lämplig utrustning. En ventilator och lämplig anestesisystem för små djur är dyra och kräver anslutningar till gas och ventilationssystem i rummet. Vidare är nödvändigt under den första veckan en noggrann övervakning av djuren efter förfarande för att upptäcka eventuell klinisk. För att undersöka hjärtfunktionen under försöket, är högupplösta ultraljud, komplexa Langendorf perfusion-systemet, eller små intraventrikulära mätningar kateter krävs, invOlving höga kostnader och ytterligare kompetens.
Med tanke på hjärtinfarkt, det finns inga alternativa metoder finns för att återge komplicerade händelserna in vitro. Beroende på plats av intresse, ger ex vivo perfusion av ett isolerat hjärta i Langendorff systeminformation om kontraktilitet, hjärtfunktion och myokardviabilitet som svar på olika stimuli eller droger. Men utesluter det alla störningar av blodkomponenter och immunsystemet, och det är inte indicerat för långtidsstudier av ombyggnad och läkning efter hjärtinfarkt.
Efter att ha utfört hjärtinfarkt förfarandet, kan alla andra funktionsanalys utföras, som intraventrikulär tryckmätningar, ultraljud (litet djur ultraljudssystem) eller isoleras hjärta Langendorff-perfusion. Dessutom kan utföras alla biologiska och molekylär analys för att identifiera celler, proteiner, mRNA, mikroRNA, GEnes eller andra biomarkörer, som kan användas som terapeutiska mål för att utveckla nya behandlingsstrategier för hjärtinfarkt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereomicroscope | Olympus | SZ/X9 | |
| Mouse ventilator | Harvard Apparatus | 730043 | Model Minient 845 |
| Dual Anesthesia System (Tabletop Version) | Harvard Apparatus | Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8" x 11" footprint. | |
| Intubation cannula | Harvard Apparatus | 732737 | |
| Forceps | FST, Germany | 9119700 | standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm |
| Scissors | FST, Germany | 9146011 | straight |
| Vannas scissor | Aesculap, Germany | OC 498 R | |
| Retractors | FST, Germany | 1820010 | 2.5mm wide |
| Retractors | FST, Germany | 1820011 | 5 mm wide |
| Wire handles | FST, Germany | 1820005 | 10 cm |
| Wire handles | FST, Germany | 1820006 | 14 cm |
| Ketamine 10% | CEVA, Germany | ||
| Xylazine 2% | Medistar, Germany | ||
| Bepanthene eye and nose cream | Bayer, Germany | ||
| Silicon tube | IFK Isofluor, Germany | custommade product | diameter 500 µm |
| section thickness 100 µm | |||
| polytetrafluorethylene catheter | |||
| PROLENE Suture 6/0 | ETHICON | 8707H | polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13 mm, 3/8 Circle |
| 7/0 Silk | Seraflex | IC 1005171Z | |
| Ultrasound | Vevo, Canada | 770 Vevo |
References
- Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).
- Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium. Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).
- Alexander, S., et al. Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction. J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).
- Liehn, E. A., et al. Compartmentalized protective and detrimental effects of endogenous macrophage migration-inhibitory factor mediated by CXCR2 in a mouse model of myocardial ischemia/reperfusion. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (9), 2180-2186 (2013).
- Liehn, E. A., et al. Ccr1 deficiency reduces inflammatory remodelling and preserves left ventricular function after myocardial infarction. J Cell Mol Med. 12 (2), 496-506 (2008).
- Liehn, E. A., et al. A new monocyte chemotactic protein-1/chemokine CC motif ligand-2 competitor limiting neointima formation and myocardial ischemia/reperfusion injury in mice. J Am Coll Cardiol. 56 (22), 1847-1857 (2010).
- Liehn, E. A., et al. Double-edged role of the CXCL12/CXCR4 axis in experimental myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2415-2423 (2011).
- Oral, H., et al. CXC chemokine KC fails to induce neutrophil infiltration and neoangiogenesis in a mouse model of myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 60, 1-7 (2013).
- Projahn, D., et al. Controlled intramyocardial release of engineered chemokines by biodegradable hydrogels as a treatment approach of myocardial infarction. J Cell Mol Med. 18 (5), 790-800 (2014).
- Schuh, A., et al. Novel insights into the mechanism of cell-based therapy after chronic myocardial infarction. Discoveries. 1 (2), e9 (2014).
- Schuh, A., et al. Effect of SDF-1 alpha on Endogenous Mobilized and Transplanted Stem Cells in Regeneration after Myocardial Infarction. Curr Pharm Des. 20 (12), 1964-1970 (2013).
- Zaragoza, C., et al.
- Kanzler, I., Liehn, E. A., Koenen, R. R., Weber, C. Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications. Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).
- Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C.
- Kolk, M. V. V., et al. LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction. J. Vis. Exp. (32), 1438 (2009).
- Ryu, J. H., et al. Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium. Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).
- Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. N. Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix. J. Vis. Exp. (91), e51390 (2014).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery. J. Vis. Exp. (86), e51329 (2014).
