Fat grafting is an essential technique for reconstructing soft tissue deficits. However, it remains an unpredictable procedure characterized by variable graft survival. Our goal was to devise a mouse model that utilizes a novel imaging method to compare volume retention between differing techniques of fat graft preparation and delivery.
Lipotransfer является жизненно важным инструментом в арсенале хирурга для лечения дефицита мягких тканей по всему телу. Жир является идеальным ткани наполнитель мягкой, как он легко доступен, легко получить, недорогой, и, по существу биологически совместимым. 1 Однако, несмотря на растущий популярности, жир прививки препятствует непредсказуемых результатов и переменной выживаемость трансплантата, опубликованным отсева, начиная где-то от 10 -80%. 1-3
Для облегчения исследования по жира прививки, поэтому здесь мы разработали животную модель, которая позволяет в режиме реального времени анализа введенного жира задержка жидкости. Вкратце, небольшой надрез в коже головы компакт-1 голой мыши, и 200-400 мкл обработанной липоаспирата находится над черепа. Головы будет выбран в качестве места получателя из-за его отсутствия родной подкожного жира, и из-за превосходного фонового отличие представленной свода черепа, что способствуетПроцесс анализа. Micro-компьютерная томография (микро-КТ) используется для сканирования трансплантата в начале исследования и через каждые две недели. Изображения КТ реконструированы и ПО для обработки изображений используется для количественной оценки объемов трансплантата.
Традиционно, методики оценки жира объем трансплантата потребовало эвтаназии животных исследования, чтобы обеспечить только одну оценку массы трансплантата и объема на физическом измерении экс естественных условиях. Биохимические и гистологические сравнения были также потребовало изучения животное усыпить. Это описано метод визуализации имеет то преимущество, визуализации и количественного объективно объем в нескольких точках времени после первоначального прививки без того, чтобы жертвовать исследовании на животных. Методика ограничен размером трансплантата способный вводить в кожу большие трансплантаты риска и жира некроза. Этот метод находит применение для всех исследований, оценивающих жира жизнеспособности трансплантата и задержка жидкости. Он особенно хорошо подходит для providiнг визуальное представление жировых трансплантатов и после изменения объема с течением времени.
Soft tissue defects arise from a variety of causes including trauma, tumor resection, aging, and congenital anomaly. They can be debilitating for patients, and represent one of the most common, yet challenging problems for reconstructive surgeons. Many methods exist for addressing soft tissue deficiencies, such as local and free flaps, collagen injections, and synthetic fillers.4-8 However, since its first documented use by Neuber in 18931, autologous fat transfer remains the gold standard for the repair of soft tissue deficits, as it is ready available, easy and safe to harvest, and naturally compatible.1,2
Despite these advantages, autologous fat grafts suffer from unpredictable and variable survival, with retention rates ranging anywhere from 10-80% over time.1-3,9 In order to account for this expected loss of volume and symmetry, surgeons must often overcorrect when filling soft tissue defects, or perform multiple follow-up procedures.
Poorly vascularized graft beds are partly to blame for this tissue resorption. Additionally, the lack of a benchmark analysis method to compare graft survival may also contribute to the inconsistency in reported results. A precise method for measuring graft volume would reduce measurement error when evaluating retention rates. This in turn would help researchers more accurately identify the causative factors that affect graft survival. Although many laboratory animal models have facilitated both quantitative and qualitative assessment of human fat graft survival, most are based on histological and biochemical means and require sacrificing the study animal to yield a single measurement.3,10-12 Little has been reported on the use of imaging techniques to enumerate fat graft volume retention in vivo.
A handful of clinical studies have shown more effective measurement techniques using imaging. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was employed by Hörl et al. to measure fat graft survival13, and CT was utilized by Har-Shai et al. and Fontdevila et al. in their analyses of volume retention after grafting in patients who suffered from HIV.14,15 Employing three-dimensional (3D) imaging software, Meier et al. measured volume retention in humans after autologous fat grafting by comparing images from the preoperative and postoperative period.16
Yet, a standardized method employing imaging to measure fat graft survival is lacking in basic science research. A high resolution imaging approach for assessing the volumes of fat grafts would allow not only for accurate and reproducible volume measurements, but also for repeated measurements allowing visualization of the evolution of fat graft survival in a real time fashion.
До этого момента большинство исследователей опирались на условиях без визуализации для количественной оценки долгосрочного выживания жировых трансплантатов, но эти методы требуют жертву исследования животного и дают только одно измерение. 3,10-12 Наше исследование представляет …
The authors have nothing to disclose.
Это исследование было поддержано Фондом дуб, в Hagey лаборатории детской регенеративной медицины и Национального института здоровья, грантов NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 и NIHU01HL099776 к MTLDCW была поддержана ACS Франклин Х. Мартин факультета исследовательский грант, в Hagey Лаборатория детской регенеративной медицины и Стэнфордский исследовательский университет Здоровье ребенка института факультета Scholar Award. Micro-CT был проведен в Стэнфордском Центре инноваций в России в естественных изображений.
Reagents and Materials | Manufacturer |
SAL lipoaspirate | N/A |
Centrifuge | Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA |
50 ml conical tubes | BD Biosciences, San Jose, CA |
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) | Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA |
Isoflurane | Henry Schein, Dublin, OH |
2.5% Betadine | Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT |
70% Ethanol solution | Gold Shield, Hayward, CA |
1cc luer-lock syringe | BD Biosciences, San Jose, CA |
14 gauge cannula | Shippert Medical, Centennial, CO |
Forceps | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany |
Tenotomy scissors | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany |
6-0 nylon suture | Ethicon, Blue Ash, OH |
Phosphate buffered saline | Gibco, Carlsbad, CA |
micro-CT scanner | Siemens Healthcare, Pleasanton, CA |
Phantom | TriFoil Imaging, Northridge, CA |
Imaging analysis software | IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA |
Scale | Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH |