Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

Concentric Gel system att studera den Biofysikalisk roll Matrix mikromiljö på 3D Cell Migration

doi: 10.3791/52735 Published: April 3, 2015

Summary

De mekaniska egenskaperna och mikrostrukturen hos den extracellulära matrisen påverkar starkt 3D migration av celler. En in vitro-metod för att studera spatiotemporal cellmigration beteende biofysiskt variabla miljöer, både befolkning och enskilda cellnivå, beskrivs.

Abstract

Förmågan hos celler att migrera är av avgörande betydelse i en mängd olika cellfunktioner genom hela livet från embryonal utveckling och sårläkning till tumör och cancermetastas. Trots intensiva forskningsinsatser, de grundläggande biokemiska och biofysiska principer cellmigration fortfarande inte helt klarlagda, särskilt i de fysiologiskt relevanta tredimensionella (3D) mikromiljöer. Här beskriver vi en in vitro analys utformad för att medge kvantitativ undersökning av 3D cellmigration beteenden. Metoden utnyttjar cellens mechanosensing förmåga och benägenhet att migrera in i tidigare obesatt extracellulär matris (ECM). Vi använder invasionen av höggradigt invasiva bröstcancerceller, MDA-MB-231, i kollagengeler som ett modellsystem. Spridningen av cellpopulationen och migrationen dynamiken i enskilda celler under veckors odling kan övervakas med användning av levande cell imaging och analyseras för att extrahera spatiotemporally upplösta data. VidareMetoden är lätt att anpassa för olika extracellulära matriser, vilket ger ett enkelt men kraftfullt sätt att undersöka vilken roll biofysiska faktorer i mikromiljön på cellmigration.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Migration av celler spelar en nyckelroll i olika fysiologiska reaktioner såsom embryonal utveckling, hemostas, och immunsvar samt i patologiska processer såsom kärlsjukdomar, inflammation och cancer 1. Dissekera de biokemiska och biofysiska faktorer som ligger bakom cellmigration är därför av grundläggande betydelse inte bara för att förstå de grundläggande principerna för cellulära funktioner, men också för att avancera olika biomedicinska tillämpningar, såsom vid vävnadsteknik, anti-metastas och antiinflammatoriskt läkemedelsutveckling. Sedan in vivo observation är tekniskt utmanande, har en hel del ansträngningar fokuserats på in vitro rekapitulation av cellmigration.

In vitro metoder för att studera cellmigration har till stor del utformats för analyser på tvådimensionella (2D) ytor, notably repa eller sårläknings analys 2. Sådana analyser erbjuder enkla experimentuppställning, lätt Live-cell imaging och ge användbara insikter i olika biokemiska mekanismerna bakom cellmigration. Men dessa analyser inte hänsyn till extracellulära matrix (ECM) arkitektur och ombyggnad, vilket är kritiska aspekter i förståelsen in vivo migration. Nyligen har det alltmer uppskattat att en 3D-kultur-modellen, ofta i kollagenbaserade matriserna 3, ger en plattform som bättre liknar in vivo situationen. Faktum celler uppvisar migrational dynamik som skiljer sig från de på 2D ytor, särskilt på grund av de olika dimensionalitet av miljön 4. Dessutom biofysiska och mekaniska egenskaper i matrisen påverkar lyhört cell migration 5, bland annat i samband med tumörcellinvasion 6.

Här presenterar vi en metod för att studera 3D cellmigration beteende i ECM med biofysiska egenskaper som lätt kan varieras med beredningsförhållanden. Cellerna ärseedade i en "inre gel" och tillåts att fly in i och invadera initialt acellulärt "yttre gel". Metoden bygger på cellens förmåga att känna igen förekomsten av, och benägenhet att migrera in, cellfria områden i ytter gel, som är nära kopplad till cell mechanosensing 7. I denna studie använder vi kollagennätverk som de ECM invaderade av mycket invasiva bröstcancerceller, MD-MBA-231. De mekaniska egenskaperna och mikrostrukturen hos både de inre och yttre geler kan avstämmas 8 och karakteriseras 9 för att åstadkomma fysiologiskt relevanta betingelser. Rekonstruktion och analys av cellspåren tillåter detaljerad kvantitativ undersökning av spatiotemporal migrationsbeteende både befolkningsnivå och individuell cellnivå. Viktigt installationen av den koncentriska gelsystemet efterliknar vivo vävnads topologi in genom att migrera celler, speciellt invaderande cancerceller, vilket ger viktiga insikter i införde fysiska mekanismer för cellmigration och metastasering.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Cell Skörd

  1. Erhåll MD-MBA-231 celler från 37 ° C, 5% CO2 inkubator. Drag av celler från vävnadsodlingsplatta med användning av 0,5% trypsin-EDTA-lösning. Använd 1 ml trypsin-EDTA-lösning för cell odlas i en T25 kolv.
  2. Pellets celler i en 15 ml koniskt rör genom centrifugering vid 200 x g under 4 min, aspirera supernatanten och återsuspendera cellerna i 5 ml odlingsmedier.
  3. Räkna celldensitet, ρ, med användning av en hemocytometer.
    Obs: För att förbereda cell-seedade inre gel, kommer cellsuspensionen senare spädas 10 × att nå den slutliga cellsåddtäthet. Därför är 10 × koncentrerad cellsuspension krävs.
  4. Beräkna volymen av mediet krävs för att uppnå en 10 × cellkoncentration:
    Ekvation 1
    Obs: En sista cellsåddtäthet, c final, på omkring 215; 10 6 celler / ml rekommenderas för MD-MBA-231-celler och används i detta protokoll. Andra sådd densiteter kan också undersökas för andra celltyper.
  5. Pellets celler en gång till i en 15 ml koniska rör genom centrifugering vid 200 x g under 4 min, och aspirera supernatanten.
  6. Resuspendera cellerna i det begärda beloppet (V mediet beräknade i steg 1.3) av serumfritt cellkulturmedium noggrant för att minimera cell klumpar.
    Obs: Fenolrött är auto-fluorescerande, och kan störa fluorescens / reflektions avbildning. Användning av fenolrött-fritt medium kan anses uppnå bästa bildkvaliteten.

2. Beredning av Collagen Solutions

  1. Erhåll beståndet kollagenlösningen, 10 × PBS-buffert, Milli-Q-H2O, 0,1 M NaOH, och flera mikrocentrifugrör. Håll alla på is för att förhindra för tidig kollagen polymerisation, och bibehålla sterilt skick.
  2. Jämvikta en steril glas-nedre skålen med pre-värmer den i 37 ° C inkubator.
    Obs: Alla volymer i detta protokoll har optimerats för ett glas-nedre skålen med 12 mm också. Om andra skålen typ används, justera volymerna i motsvarande grad.
  3. Beräkna den erforderliga volymen som krävs för att framställa 50 ul av 2,4 mg / ml kollagenlösning för den inre gelén (lösning I) baserat på kollagenstamkoncentration.
    Anmärkning: Andra kollagenkoncentrationer för den inre gelén kan också användas.
  4. I en steril miljö (typiskt en biosäkerhet huva), tillsätt långsamt 5 ul av 10 x PBS-buffert till erforderlig mängd kollagen stamlösning (beräknat i steg 2.3) med försiktig omskakning. Var noga med att undvika luftbubbelbildning.
  5. Justera pH i blandningen till 7,4 med användning av 0,1 M NaOH med användning av kalibrerad pH-mätare. Som en grov vägledning, använd ca 5 l att bringa pH nära 7,4 (beloppet varierar beroende på aktie koncentration och pH).
    Notera: Observera att de volymer som deltar i dettasteg är för liten för användning av standard pH-mätare. Använd någon av följande knep:
    1. Förbered kollagenlösningar för flera prover. Justera pH i bulk med standard pH-mätare och distribuera kollagenlösningar över proverna.
    2. Alternativt, justera pH i en kollagenlösning i större volym (i. E., Volym som medger användning av standard pH-mätare). Notera den mängd NaOH som behövs för att bringa pH till det slutliga pH. Skala ned volymerna och använd lämplig mängd NaOH för experimentet. Bekräfta pH-värdet med lackmuspapper.
    3. Annars använder en mikro pH-elektrod för att mer exakt justera pH av små mängder.
  6. Värm lösningen till en volym av 45 | il användning av H 2 O. Utför alla steg på is för att förhindra för tidig kollagen polymerisation.

3. Bildande av Concentric Gel Kultur

  1. Ta förvärmda glas nedre skålen (se steg 2.2) från the inkubator.
  2. Tillsätt 5 ìl av 10 × koncentrerad cellsuspension (framställd i steg 1.5) till lösning I. Resuspendera noggrant. Var noga med att undvika luftbubbelbildning. Blandningen har nu en volym av 50 | il och innehåller den slutliga kollagenkoncentration (2,4 mg / ml) och celltäthet (c slutlig = 2 x 10 6 celler / ml).
  3. Lägg 20 | il av cellinnehållande lösningen jag långsamt till mitten av brunnen, så att den bildar en kupolformad droppen (Figur 1A). Var noga med att undvika bubblor bildas i detta steg. Om en bubbla former, försiktigt men snabbt försöka antingen brista det eller suga ut det med hjälp av en pipett spets. Placera försiktigt skålen tillbaka i inkubatorn för att låta den inre gelén polymerisera under 45 minuter.
  4. Bered lösningen O (för det yttre, acellulärt kollagengel) ca 15 minuter före slutet av detta inkubationssteg.
    Obs: Den yttre gel tillstånd kan varieras i termer av kollagenkoncentrationen och polymerisation pH tillerhålla nätverk med olika mikrostrukturer 10. I detta protokoll, fokusera på en 1,5-4,0 mg / ml kollagengel polymeriseras vid ett pH av 7,4.
    1. Baserat på kollagenstamkoncentration, beräkna den erforderliga volymen som krävs för att framställa 200 ul av kollagenlösning O vid den slutliga koncentrationen.
  5. Lägg 20 ul av 10 x PBS-buffert långsamt till den erforderliga mängden kollagen stamlösning (beräknat i steg 3.4) med försiktig omskakning. Justera pH i blandningen till det slutliga pH-värdet med användning av 0,1 M NaOH med användning av kalibrerad pH-mätare. Se anmärkning till steg 2,5 beträffande pH-justering.
  6. Värm lösningen till en slutlig volym av 200 | il med hjälp av H 2 O. Utför alla steg på is för att förhindra för tidig kollagen polymerisation.
  7. Ta skålen från kuvösen efter 45 min polymerisation av inner gel (se steg 3.3). Försiktigt till 180 fil lösning O ovanpå den inre gelén, så att lösningen helt täcker det inregel och fyller brunnen (Figur 1B).
    1. Utför detta steg försiktigt utan omrörning av lösningen, vilket kan leda till icke-enhetliga fiberoriente i ytter gel. Undvik att röra vid inner gel med en pipett, och för att undvika bildandet av bubblor eller luftfickor. Om en bubbla former, försiktigt men snabbt försöka antingen brista det eller suga ut det med hjälp av en pipett spets. Placera försiktigt skålen tillbaka i inkubatorn för att låta den yttre gelen polymeriseras.
  8. Ta skålen från kuvösen efter 45 minuter av polymerisation. Gelen bör redan vara ganska stelnat vid denna punkt, även om det fortfarande kan lossna från bottenytan om den hanteras ovarsamt.
    1. Häll försiktigt 2 ml uppvärmd cellodlingsmedium till skålen (Figur 1C). Kontrollera att gelén är helt nedsänkt i mediet. Uppdatera mediet var 2 - 3 dygn under hela kulturen.

4. Live-cell imaging

  1. Utför avbildning med ett inverterat konfokalmikroskop utrustad med långsiktiga live-cell imaging kapacitet. Inkludera en inbyggd inkubationskammaren med en temperatur (37 ° C) och CO 2 (5%) kontroll. Slå på mikroskopet och värma upp scenen minst 1 timme innan försöket.
    Notera: Använd objektiv med långt arbetsavstånd för att optimera observation och lokalisering av celler i de 3D geler.
  2. Inkubera gelén i medium innehållande 5 | il av fluorescerande cellspåraren färgämne för 30 min för att medge noggrann lokalisering av cellerna i 3D-system. Därefter avlägsna obundet färgämne genom tvättning tre gånger med 1 x PBS. Efteråt, tillcellodlingsmedium till skålen.
  3. Ta skålen från kuvösen och placera den på mikroskop scenen (Figur 1D).
    Obs: Live cell imaging kan börja i princip direkt efter polymerisation av den yttre gel. Men på denna punkt, cellerna i-n de inre gel inte har spridit sig ännu. För att undersöka migration av de första celler som har invaderat den yttre gel, kan live-cell imaging start 24 tim (beroende på celltyp) efter initiering av kulturen. Som en grov vägledning, omkring 12 - behövs 14 dagars odling för de flesta av cellerna i inner gel för att komma in i ytter gel.
  4. Välj Volymerna av Visa (VoV: s) i regioner i yttre gel som omger den inre gelén. Efter 24 h av inkubation kommer cellpopulationen har spridit, passerade över gränssnittet mellan de inre och yttre geler, och började att invadera den yttre gelén.
    1. För VoV: s, inkluderar gel regionerna omedelbart intill gelen gränssnittet, mellanregioner, och regionerna nära utkanten av den yttre gel 7. Uteslut regioner närmare än 50 ^ m från botten och sidoytor, såväl som från toppen av gelén, för att undvika eventuella kanteffekter. Varje VoV mäter normalt 647 × 647 × 100 pm 3 (i x, y och z-riktningarna, respektive), med 5 | j, m intervall i z -stack.
  5. Se till bildåtergivningslägen, kanaler / filter, exponeringstider och bildupplösningar är korrekt vald. För etikettfria avbildning av kollagennätverket, använder konfokal reflektions mikroskopi samtidigt under time-lapse live-cell imaging.
  6. Ta exempelbilder, rita intensitets histogram och justera vinster och förskjutningarna att observera tillräcklig signal och undvika mättnad genom att säkerställa att histogrammet ligger mellan noll och maximal intensitet. Ändra inte dessa inställningar mer under hela experimentet.
  7. Ta time-lapse bilder av de valda Vov-talet, med ett tidsintervall, Δ t, 10 min för 8 timmar (eller längre om det behövs).

5. Cell Tracking och dataanalys

  1. Utför kvantitativ bild efterbehandling från z -stack bilder med hjälp appropria te bildbehandlingsprogram.
    1. Segment tidsförlopp bilder för att automatiskt välja 3D cell positioner i (x, y, z, t).
    2. För varje bildruta, kolla manuellt lokalisering noggrannhet och ta bort falska positiva på grund av cellrester och cellulära utsprång som kan ha misstagit för celler. Ta proliferativa celler från analysen och delade överlappande eller anslutna celler i skilda objekt.
  2. Generera 3D tidsförlopp cell spår från cell koordinater (x, y, z, t) som erhållits i föregående steg genom att länka läget för varje cell i den tidsföljd.
  3. Eliminera slumpmässigt och systembrus genom att ta bort spår som är kortare än en tröskelspårlängd (vanligen 20 minuter).
  4. Rätta för provdriften genom att subtrahera de totala netto förskjutningar från spåren vid behov.
  5. Beräkna cellförskjutning,iles / ftp_upload / 52.735 / 52735eq2.jpg "width =" 80 "/>, och cellmigration avstånd, Ekvation 3 , Från de observerade cell banor, där är en vektor som representerar 3D platsen för en cell vid tid och är det totala antalet tidpunkter.
    1. Beräkna cell hastighet som S = d / (n • Δ t), där Δ t är tidsintervallet mellan ramar. Beräkna cellmigration rikt (eller uthållighet) med P = Ad / d. Denna enkla mått av uthållighet innebär att för P = 0 netto förskjutningen är noll och för P = 1 banan är en rak riktningslinje.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den koncentriska analys gelén presenteras här utfördes med användning av höggradigt invasiva bröstcancerceller, MDA-MB-231, med 2,4 mg / ml inner kollagengel och en cellsåddtäthet av = 2 x 10 6 celler / ml, som ett exempel. Som visas i Figur 2, vanligtvis efter några dagar av kultur, cellerna brutit inner yttre gel gränssnitt och började invadera den yttre gel. Cell befolkningen spridd övervägande radiellt utåt.

Polymerisationsbetingelserna i ytter gelén kan modifieras för att studera betydelsen av densiteten och den mekaniska egenskaperna hos matrisen på cellmigrationsegenskaper. Figur 3 visar förflyttningarna av de celler i ytter geler av 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml, och 4,0 mg / ml kollagen, polymeriserades vid pH 7,4. Konfokala tidsförlopp bilder förvärvades vid gränsen mellan den inre och yttre gel för 8 timmar, och förskjutningen av cellerna i de tre olika kollagen koncentrationer indikeras i vita pilar. Beroende på cellsåddtäthet och proliferationshastighet, ~ 200 individuella cell banor kan typiskt extraherades och analyserades i varje prov.

Vi analyserade kvantitativt cell banor i de 3 olika kollagenkoncentrationer i termer av genomsnittlig nettovolym, körsträcka, riktnings uthållighet, snittfart över 8 h för bildbehandling (Figur 4). Det observerades att betyda förskjutning och avstånd var högst för 4,0 mg / ml koncentration vid 58 nm och 141,5 nm, respektive, även om det inte fanns någon signifikant skillnad i förskjutning och avståndet mellan celler i 2,4 mg / ml och 4,0 mg / ml geler . I 1,5 mg / ml gel, det betyda förskjutning och avståndet var minst. Denna iakttagelse kan tyckas motsäga färska rapporter som visar att invasionen effektiviteten minskar i geler med ökande kollagenkoncentration 11,12. Observera dock att de förskjutningar ochavstånden i vår analys mäts från alla enskilda cell spår inom främst radiellt utåt migrera befolkningen. Dessa parametrar är därför mycket mindre känsliga för den snabbast rörliga cell delpopulation och är inte helt domineras av stokastiska rörelser.

I samtliga fall, den totala sträckan som omfattas (Figur 4B) var större än nettoförskjutningen (Figur 4A). Definiera uthållighet helt enkelt som förhållandet mellan förskjutning till distans, fick vi ihållande ~ 0,4 i alla gel förhållanden (Figur 4C). Denna relativt låg uthållighet återspeglar i sig svag riktnings migrering av cellerna i vår analys. Vi räknar med att närvaron av riktnings kemotaktiska stimuli eller biokemiska gradienter kommer att öka uthållighet, eventuellt i kollagenkoncentrationsberoende sätt. Dessutom konstaterade vi också att medelhastigheten cellmigration inte ändrades with kollagenkoncentrationen (Figur 4D), sannolikt på grund av samspelet mellan matris styvhet (som ökar med kollagenkoncentration) och porstorlek (som minskar med kollagenkoncentration) 10, liksom den Spatiotemporal variationen av migrationsegenskaper inom cellpopulationen 7. Medelhastigheten varierade mellan 31 | im / h och 37,5 ^ m / h, med en minsta individuell cell hastighet på 7 ^ m / h och en maximal individuell cell hastighet på 114 | j, m / tim.

Figur 1
Figur 1. Schematisk av stegen i inrättandet av koncentriska gel 3D migrationsanalys. (A) Bildning av inner kollagengelen i mitten av brunnen i glasbotten skål, innehållande cellerna. (B) Bildandet av (acellulär) yttre kollagengel inkapslar den inregel. (C) Nedsänkning av gelerna i cellodlingsmediet. Cellerna tillåts sedan jämviktas och fäst till den omgivande fibrösa matrisen. Detta steg kan ta några timmar upp till 1 dag efter initiering av gelpolymerisation. (D) Live-cell imaging, övervaka spridningen av cellpopulationen i det yttre gel.

Figur 2
Figur 2. Spridning av cellpopulationen. (A) Efter 12 dagar av kultur, hade MDA-MB-231-celler brutit inner yttre gel gränssnitt (grön streckad linje) och invaderade utåt i början acellulära yttre gel (skala bar = 200 nm). De ljusare områden är områden som ockuperas av celler, medan de mörkare områdena är cellfria regioner i denna fas kontrastbild. De gula rektanglar representerar Vov ter av intresse, där 3D cancercellinvasion övervakades. Den ceLLS migrerade övervägande radiellt utåt, såsom visas med pilarna (B) överlagring av konfokal fluorescensbild av den vandrande MDA-MB-231-celler (röd, gul när överlagras med grön pseudo färgad kollagen). och reflektans bild av kollagenmatrisen ( grön). Pilarna pekar på migrationsriktningen för individuella celler inom en tidsperiod av 5 timmar. Skala bar = 50 nm. (C) från den tid-lapse bilder, kan spår av cellerna erhållas. Här cellspåren är färgkodade för tiden, vilket framgår av den färgfältet (tidsmässiga = 8 timmar). Anpassad från Sun et al 7,10. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 3
Figur 3. Cell rörelse i olika kollagengel densiteter. klicka gärna här för att se en större version av denna siffra.

Figur 4
Figur 4. Analys av cellmigrations banor. Migrerings banor för de enskilda MD-MBA-231-celler över 8 timmar var kvantifierade i termer av (A) net förskjutning, (B) avstånd, (C) persistens och (D) innebär hastighet för olika yttre gel kollagenkoncentrationer: 1,5 mg / ml, 2,4 mg / ml och 4,0 mg /ml. Time-lapse bilder förvärvades nära gränsytan mellan de inre och yttre geler. Data är medelvärden ± standardfel av medelvärdet (SEM) som erhållits från mer än 200 cell banor i 3 oberoende experiment i varje tillstånd. Asterisker (*) betecknar statistiskt signifikant skillnad (p-värde <0,01).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har ingenting att lämna.

Acknowledgments

Författarna tackar W. Sun och K. Jansen för de kritiska diskussioner, och erkänna stöd av Nano Biomekanik Lab vid National University of Singapore. NAK erkänner stöd av ett Marie Curie IIF Fellowship.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell culture incubator Fisher Scientific Pte Ltd Model: 371, S/No 318854-6055
Confocal microscope Nikon A1R Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) Life Technologies 11965-092
Fetal Bovine Serum (FBS) Life Technologies 10082-147
Fluorescent CellTracker dye CMTMR Life Technologies C2927
Glass-bottom dish IWAKI Cell Biology 3931-035 35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well
Hemocytometer iN CYTO DHC-N01 (Neubauer Improved)
Microprocessor pH meter Hanna Instruments pH 211
Nutragen Collagen Advanced BioMatrix #5010-D Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)
Objective lens Nikon CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.
Penicillin-Streptomycin Life Technologies 15140-122
pH meter Sartorius S/No 29153352 Basic pH Meter PB-11
Trypsin-EDTA Life Technologies 15400-054

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Horwitz, R., Webb, D. Cell migration. Curr Biol. 13, (19), R756-R759 (2003).
  2. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nat. Protoc. 2, (2), 329-333 (2007).
  3. Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3D cell migration. Curr. Prot. Cell Biol. 10, 10-17 (2010).
  4. Friedl, P., Sahai, E., Weiss, S., Yamada, K. M. New dimensions in cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, (11), 743-747 (2012).
  5. Grinnell, F., Petroll, W. M. Cell motility and mechanics in three-dimensional collagen matrices. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 26, 335-361 (2010).
  6. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nat. Rev. Cancer. 11, (7), 512-522 (2011).
  7. Sun, W., Kurniawan, N. A., Kumar, A. P., Rajagopalan, R., Lim, C. T. Effects of migrating cell-induced matrix reorganization on 3D cancer cell migration. Cell. Mol. Bioeng. 7, (2), 205-217 (2014).
  8. Achilli, M., Mantovani, D. Tailoring mechanical properties of collagen-based scaffolds for vascular tissue engineering: the effects of pH, temperature and ionic strength on gelation. Polymers. 2, (4), 664-680 (2010).
  9. Kurniawan, N. A., Wong, L. H., Rajagopalan, R. Early stiffening and softening of collagen: interplay of deformation mechanisms in biopolymer networks. Biomacromolecules. 13, (3), 691-698 (2012).
  10. Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy. J. R. Soc. Interface. 11, (99), 20140638 (2014).
  11. Guzman, A., Ziperstein, M. J., Kaufman, L. J. The effect of fibrillar matrix architecture on tumor cell invasion of physically challenging environments. Biomaterials. 35, (25), 6954-6963 (2014).
  12. Wolf, K., et al. Physical limits of cell migration: control by ECM space and nuclear deformation and tuning by proteolysis and traction force. J. Cell Biol. 201, (7), 1069-1084 (2013).
  13. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (7), 445-457 (2009).
  14. Vedula, S. R. K., Ravasio, A., Lim, C. T., Ladoux, B. Collective cell migration: a mechanistic perspective. Physiology. 28, (6), 370-379 (2013).
  15. Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Random versus directionally persistent cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, (8), 538-549 (2009).
  16. Miron-Mendoza, M., Seemann, J., Grinnell, F. The differential regulation of cell motile activity through matrix stiffness and porosity in three dimensional collagen matrices. Biomaterials. 31, (25), 6425-6435 (2010).
  17. Mouw, J. K., et al. Tissue mechanics modulate microRNA-dependent PTEN expression to regulate malignant progression. Nat. Med. 20, (4), 360-367 (2014).
  18. Wolf, K., et al. Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo. Semin. Cell Dev. Biol. 20, (8), 931-941 (2009).
  19. Wong, L. H., Kurniawan, N. A., Too, H. -P., Rajagopalan, R. Spatially resolved microrheology of heterogeneous biopolymer hydrogels using covalently bound microspheres. Biomech. Model. Mechanobiol. 13, (4), 839-849 (2014).
  20. Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M. Spatiotemporal feedback between actomyosin and focal-adhesion systems optimizes rapid cell migration. Cell. 125, (7), 1361-1374 (2006).
  21. Provenzano, P. P., Inman, D. R., Eliceiri, K. W., Trier, S. M., Keely, P. J. Contact guidance mediated three-dimensional cell migration is regulated by Rho/ROCK-dependent matrix reorganization. Biophys. J. 95, (11), 5374-5384 (2008).
  22. Wolf, K., et al. Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion. Nat. Cell Biol. 9, (8), 893-904 (2007).
  23. Jansen, K. A., Bacabac, R. G., Piechocka, I. K., Koenderink, G. H. Cells actively stiffen fibrin networks by generating contractile stress. Biophys. J. 105, (10), 2240-2251 (2013).
Concentric Gel system att studera den Biofysikalisk roll Matrix mikromiljö på 3D Cell Migration
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).More

Kurniawan, N. A., Chaudhuri, P. K., Lim, C. T. Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration. J. Vis. Exp. (98), e52735, doi:10.3791/52735 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter