Introduction
De plantencelwand is een dynamische structuur. Groeiende cellen zijn omgeven door een primaire celwand, de organisatie die het cellen groeien. Cellen die ophouden te groeien storting een meer rigide secundaire muur die de mechanische ondersteuning van de plant verbetert. Beide celwanden bestaan uit cellulose microfibrillen ingebed in een matrix van polysacchariden van verschillende structuren (bijvoorbeeld hemicellulose en pectine) die uiteenlopen van ontwikkelingsstadium en weefsels 1,2. Cellulose wordt gesynthetiseerd als ketens van (1,4) -β-D-glucan die nauw zijn afgestemd op de microfibril van een kristallijne structuur. Amorfe cellulose verwijst naar de regio's waar de glucan ketens minder worden besteld. De verhouding tussen de kristallijne en de amorfe domeinen één parameter aangenomen dat de mechanische eigenschappen van de celwand beïnvloeden door mechanische sterkte en viscoelastische karakteristieke respectievelijk 3. Er zijn verschillende methodenontwikkeld voor het detecteren en kwantificeren van de twee vormen van cellulose inrichting, waaronder röntgendiffractie en kruispolarisatie / magic angle spinning solid-state NMR 4. Röntgendiffractie kan worden gebruikt om het aandeel van kristallijn cellulose versus amorfe domeinen bepalen in het monster 5. Een alternatieve werkwijze gebruikt fractionering van celwand inhoud in zuur onoplosbaar en zuur-oplosbaar materiaal, onderscheid maken tussen de kristallijne en amorfe cellulose of andere polymeren, respectievelijk. In deze benadering wordt incorporatie van gemerkte glucose ([14C] glucose) gebruikt om de cellulose 6,7 kwantificeren. Deze werkwijzen vereisen grote hoeveelheden plantmateriaal gehele orgel analyses hooguit en dus zijn onvoldoende gevoelig voor weefsel-specifieke variatie in structuur van de celwand. Visualisatie van cellulose microfibrillen op cellulair resolutie kan worden bereikt in levende imaging studies samen met fluorescerende kleurstoffen 8,9, dat veranderingen kunnen identificerende oriëntatie van de cellulose microfibrillen. Echter, deze kleurstoffen niet gebruikt voor kwantificatie, ze zijn niet specifiek voor kristallijn cellulose en kan interfereren met de normale structuur van de celwand 8. Polscope is een beeldvormende techniek die berust op het vermogen van kristallijne cellulose lichtbundels gesplitst en vertragen deel van het licht 10. Lichte vertraging is het sterkst microfibrillen die loodrecht liggen op de richting van de lichtpropagatie. Voor microvezels met gelijke oriëntatie, hoe hoger de mate van kristalliniteit, hoe groter het licht 11 vlamvertraging. Derhalve wordt polscope gebruikt om zowel de relatieve niveaus en oriëntatie van de cellulose microfibrillen bestuderen.
Wortels vertonen lineaire groei, waarbij cellen uit de stamcelniche, aan het uiteinde van de wortel, ondergaan een reeks celdelingen, voordat ze snel uit te breiden 12. De cellen die de wortel uit te breiden in een één richting (anisotrope)wijze zoals gedicteerd door klein molecuul signalering hormonen die de eigenschappen van de celwand 13 beïnvloeden. Differentiële reacties op hormonen, in tijd en ruimte, een middel van een evenwichtige orgel groei 14. Derhalve kan een hoge resolutie analyse van celwandstructuur belangrijke informatie die nodig beter begrip van de verbinding tussen celtype-specifieke reacties op hele organen behalen. Hier melden wij de uitvoering van polscope weefsel-specifieke accumulatie van kristallijne cellulose studeren in Arabidopsis wortels, zoals waargenomen in hoge kwaliteit anatomische secties. Deze methode recent ontdekt celtype-specifieke accumulatie van kristallijne cellulose als reactie op ruimtelijke verstoring van hormonale activiteit 15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Plant Groei
- Surface steriliseren zaden.
- Steriliseren zaden (tot 30 mg) door natte of droge methode. Als voorbeeld voor droge sterilisatiemethode, voeg 1 ml glaciaal 37% HCl in 50 ml bleekmiddel, in een glazen beker in een gesloten exsiccator gedurende tenminste 4 uur en tot overnacht. Voer deze stap in een chemische kap.
- Verspreid de steriele zaden op platen met 0,8% plantaardige agar in 0,5x Murashige & Skoog (MS) medium. Wikkel platen met Parafilm of poreuze tape en dek af met aluminiumfolie.
- Bewaar de platen bij 4 ° C gedurende 1-4 dagen uniforme ontkieming te bevorderen.
- Breng de platen een groeikamer geschikt voor de teelt Arabidopsis zaailingen. Plaats de platen verticaal wortelgroei bovenop het agarmedium te houden en doordringing te voorkomen.
- Transfer zaailingen tot 7 dagen na het ontkiemen fixeermiddel (DAG).
2. fixatie
- Bereid 50 ml Richardson Solution door het combineren van gelijke volumes van 1% Borax (buffer agent), 1% methyleenblauw en 1% Azure (histologische kleurstoffen) met tweemaal gedestilleerd water. Filteren door middel van een spuit Driven 0,22 pm PVDF Filter Unit voor gebruik.
- Bereid 50 ml fixatief: 1,25% glutaraldehyde in 0,05 M natriumcacodylaat (buffermiddel).
Opmerking: Deze materialen zijn toxisch en moeten in een chemische kap behandeld. - Voeg 100 gl Richardson oplossing (zie 2.1) aan de fixatie-oplossing (zie 2.2) aan de uiteindelijke bevestiging oplossing te verkrijgen.
- Mark elk putje van een 6-well plaat met de bijbehorende sample naam.
- Place 2-3 ml definitieve fixatie-oplossing (zie 2.3) in de putjes, zodat de zaailingen eenmaal overgedragen volledig gedekt in vloeistof.
- Zorgvuldig overbrengen behulp van een tang, tot 10 zaailingen aan elk putje. Dicht de platen met behulp van Parafilm. Bewaren bij 4 ° C, in het donker, gedurende ten minste een nacht en maximaal een week.
3. Uitdroging
- <li> Dehydrateer zaailingen. Overbrengen tussen putjes van nieuwe 6-well platen gemaakt met toenemende concentraties ethanol, zoals hier vermeld: 10% ethanol gedurende 15 min; 30% ethanol gedurende 15 min; 50% ethanol gedurende 15 min; 70% ethanol gedurende 15 min; 85% ethanol gedurende 15 min; 95% ethanol gedurende 15 min; 95% ethanol bij 4 ° C overnacht, minimaal. Behandel zaailingen door ze voorzichtig vast te pakken door hun zaadlobben, bij voorkeur met plastic tang.
4. Infiltratie
- Bereid infiltratie medium. Meng de inhoud van 1 zakje de historesin kit activator met 50 ml Basic harsvloeistof kit in een klein glazen flesje. Roer met magneet voor 20 min. Infiltratie medium kan bij 4 ° C gedurende enkele weken houdbaar.
- Mark elk putje van een nieuwe 6-well plaat met de bijbehorende monsteromschrijving en vul met 2-3 ml van infiltratie medium.
- Breng de zaailingen van de 95% ethanoloplossing de infiltratie medium behulp van een tang. Zorg ervoor dat de zaailingen fully waarop het medium.
- Bewaren bij 4 ° C gedurende ten minste 4 dagen, om maximale penetratie zorgen in plantenweefsels.
5. Block Voorbereiding
- Plaats kleine labels, potlood-gemarkeerd met sample naam, binnen elk putje van inbedding mallen.
- Bereid inbedding medium door toevoeging van 1 ml verharder tot 15 ml infiltratie medium (zie 4.1). Probeer niet om een volume te bereiden die kleiner is dan 15 ml, om problemen polymerisatie te voorkomen.
- Vul helft van elk putje in de vorm met 200 ul inbeddingsmedium en bedek met een overhead filmstuk de gietvorm snijden, maar tot een grootte 1 mm groter aan weerskanten. Incubeer bij kamertemperatuur gedurende ten minste 2 uur, om polymerisatie mogelijk. Niet meer dan 5 uur.
- Bereid een extra partij inbeddingmedium (zie 5.2) en blijf op ijs, om polymerisatie te vermijden terwijl wortel tips worden aangebracht in de mal.
- Snijd elke wortel tip onder een dissectie scope met behulp van scalpel en zeer zorgvuldig te positioneren it: verticaal voor dwarsprofielen of horizontaal voor langsdoorsnede ongeveer 2-3 mm van de matrijs periferie. Vul de mal volledig met het blokkeren oplossing en cover met een overhead film. Merk op dat de blokkerende oplossing enigszins krimpt wanneer het wordt gepolymeriseerd.
- Bewaren bij kamertemperatuur gedurende 2 uur, minimaal.
- Om de blokken drogen plaatsen in een doos met droge silicagel en laat bij kamertemperatuur gedurende de nacht, minimaal.
6. Sectioning
- Bereid glas messen van glas staven met een mes maker. Gebruik de glazen messen voor weefsel snijden. Snijd de glazen staaf in een vierkant en snijd het plein schuin naar twee messen te produceren, met behulp van een diamant scoring tool.
- Sectie blokken in 2-3 micrometer breed plakjes, met behulp van een machine snijden. Plaats plakjes op een glasplaatje, op de top van gedestilleerd water druppels en plaats de dia op een warmte-blok ingesteld op laag vuur (50 - 60 ° C), totdat het water verdampt.
- Richardson verdunde oplossing (zie 2.1) tot 0,2% van de oorspronkelijke oplossing en gebruik 1 ml aan de plakjes dekken. Leg ze op de hitte blok voor 5 sec en daarna wassen met gedestilleerd water.
- Droog de dia op een hete plaat. Controleer onder een dissectie omvang en markeer de achterkant van de slede met een markering, waarmee de positie van de segmenten van belang aangeven van latere identificatie onder de microscoop te vergemakkelijken.
- Voeg 100 ul van montage medium en dek af met een deksel slip.
8. Image Acquisition
- Plaats de bedekte dia met de baanvakken onder een lichtmicroscoop met Polscope passend om retardance informatie en een polarisator / optische interferentie filter (figuur 1 AD) te verkrijgen.
- Kies een vergroting die duidelijke visualisatie van het gehele monster mogelijk maakt (bijvoorbeeld 40X in deze studie) en de focus van de microscope op een leeg veld dat blok sectie, maar geen wortel gedeelte bevat. Probeer om een schone omgeving te vinden zonder vlekken. Gebruik deze regio om de achtergrond in te stellen.
- Stel de imaging-systeem en de software parameters: Stel bereik tot 17 nm. Apply "Auto Exposure" en achtergrondafbeelding te verkrijgen van het lege veld (zie 8.2). afbeelding Een achtergrond wordt gebruikt per experiment.
9. Polscope Analyse van Cellulose microfibril Orientation
- Analyse van de langsprofielen.
- Plaats een dia met longitudinale secties onder de microscoop en een retardance beeld van te krijgen. De focus van de microscoop op een wortel gedeelte van belang. Zorg voor een nieuwe bestandsnaam.
- Maak een foto Abrio (afbeelding met vertraging informatie) door het raam "Levende Abrio". Zeker een sectie die de celwand, die kan worden geïdentificeerd door de gekleurde cellulose langs de omtrek van de cel, zoals getoond in Figuur 2C omvat vangen.
- Beeldanalyse.
- Dubbelklik op de desbetreffende afbeelding in de stack. Selecteer "Orientation Pseudo kleur" in het tabblad 'Display Settings ".
- De cellulose microfibril hoek schatten, overeenkomen met de overeenkomstige kleur van de celwand dat bij het kleurenwiel.
OPMERKING: De kleurenwiel in Figuur 2C geeft de langzame as van het licht liggen langs de microfibril die richting langs de lengteas van de microfibrillen toont. De hoek van cellulose microfibrillen is het aangegeven door de kleur en de lange as van de cel. Bijvoorbeeld, de verlengende cel in het vak ziet cyaan kleur, gekanteld over 90 ° op de lengteas van de cellen. - Voor de gemiddelde microfibril hoek in de celwand te kwantificeren, gebruik "retardance en Azimuth Stamp" tool op de werkbalk van de software. Terwijl de selectie van het gereedschap, punt en klik op de regio van belang in het verkregen beeld.
LET OP: Dit will resulteren in de weergave van de hoeken (azimut) in graden (figuur 2C). - In een alternatieve open access gepolariseerd het licht analyse software, lunch "Pol-Analyzer" plugin van de plugin menu. In het nieuw geopende venster selecteert u het tabblad "Dubbele breking" en open en sla de achtergrond bestand en het beeldbestand.
- In het venster afbeelding, selecteer "Specs." en stel de 'ROI pixelgrootte' (gebruik 5 pixels voor deze studie). In de "Specs." venster, selecteer "toont waarden in Result table".
- Gebruik de Polygon gereedschap om de regio van belang in het venster afbeelding te markeren. Selecteer "oriëntatielijnen" naar de oriëntatie van de cellulose microfibril verkrijgen.
Opmerking: Dit zal resulteren in de weergave van de hoeken (azimut) in graden.
OPMERKING: De gemiddelde hoek berekend door een van beide methoden moeten vervolgens genormaliseerd naar de positie van de wortel doorsnede volgens de glijbaan. Om te corrigeren voor afwijkingen vande horizontale positie van het gehele wortel doorsnede volgens de slede kwantificeren gemiddelde microfibril hoek van de celwand aan weerszijden van de cel langs de lengteas (dat wil zeggen, loodrecht op de sectie en langs de wortelgroei as, Figuur 2C). Deze hoek is 180 ° bij de wortel gedeelte nauwkeurig gepositioneerd langs de glijbaan. Voor het berekenen van de microfibril hoek aftrekken van de gemiddelde gemeten microfibril hoek van de flankerende celwand van 180 °. Voeg de resulterende verschil van de gemiddelde gemeten microfibril hoek van de celwand die plat ligt op de dia.
10. Polscope Analyse van kristallijne cellulose accumulatie
- Gebruik de dwarse (kruis) secties. Merk op dat kristallijne cellulose ophoping alleen vergeleken tussen cellen bij de cellulosemicrovezels bij elkaar aansluitende gelijke hoek (zoals bepaald 9).
- Dubbelklik op de desbetreffende afbeelding in de stack. Selecteer "Pseudo kleur "in het tabblad" Display Settings ".
- Om retardance meten. Inzoomen op het beeld. Selecteer "Regio" en markeer alle regio's van belang. Ga naar het tabblad "metingen" en "Kopiëren naar klembord" alle waarden.
- De gegevens over naar Excel en vereiste informatie (gemiddelde regio retardance) extract. Normaliseren van de data.
LET OP: Als u rekening te houden met de verschillen in dikte tussen de schijfjes, drukken de waarden ten opzichte van een specifieke celwand rand in de dia. Te normaliseren, verdelen de gemiddelde retardance overeenkomt met de celwand van belang die de gemiddelde retardantie van een ander celwand in dezelfde afbeelding. Zo werd het epidermale buitenste celwand genormaliseerd naar de binnenwand corticale celwand in onze studie.
- De gegevens over naar Excel en vereiste informatie (gemiddelde regio retardance) extract. Normaliseren van de data.
- Herhaal metingen gedurende minstens 3 delen per wortel, met een minimum van 3 wortels per monster.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
We bestuderen de effecten van celtype-specifieke reacties op brassinosteroiden (BRS) met de Arabidopsis wortel als model orgaan 15-17. Wanneer de BR-receptor BRI1 is gericht, op de achtergrond BRI1 mutant, een subset van epidermale cellen die niet-haarcellen (Figuur 2A, B), remt unidirectionele celexpansie van naburige cellen, en hele-wortelgroei 15. Polscope analyse werd uitgevoerd om het mechanisme achter deze remming onthullen. Langssecties van de wortel verkregen uit wildtype en van lijnen BRI1 expressie in niet-haarcellen alleen, vertoonden vergelijkbare oriëntatie van cellulose microfibrillen (figuur 2C, D, en zoals in 9.2.3), waardoor vergelijking van de relatieve accumulatie van kristallijn cellulose meristeem en verlengen cellen, middels dwarsdoorsneden uit deze gebieden (figuur 2E, F). Deze analyse toonde een correlation tussen BRI1 expressie in niet-haarcellen en de plaatselijke ophoping van kristallijne cellulose. Opvolging experimenten toonden dat milde remming van cellulose synthase door lage concentraties van isoxaben verlaagde het niveau van kristallijne cellulose in deze cellen, die op hun beurt gedeeltelijk groeiremming hersteld door bevordering unidirectionele celexpansie en wortellengte 15.
Figuur 1:. Gepolariseerde lichtmicroscopie System Het Polscope bestaat uit een lichtmicroscoop (A), uitgerust met een CCD camera (B), analysator en een groene vloeibaar kristal bovenop de lichtbron (C) (D). Abrio software werd gebruikt voor het verwerven en analyseren. klik hier to bekijk een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: Analyse van Polscope celwand samenstelling. (A) Dwarsdoorsnede van de primaire wortel Arabidopsis toont radiale organisatie van de samenstellende weefsels. Hiervan de epidermale niet- haarcellen (N); haarcellen (H) en cortex (C) zijn gemarkeerd. Bar, 10 urn. (B) Confocale microscopie beelden van wortels tot expressie BRI1-GFP gericht op niet-haarcellen. Witte, PI kleuring dat de cellen, Green, BRI1-GFP expressie markeert. Bar, 20 urn. (C) langsliggers wortels verkregen uit wildtype en van planten die BRI1 in niet-haarcellen. De hoek van cellulose microfibrillen (dat wil zeggen de hoek tussen de kleur en de cel lange as, die de lengteas van de root) is vergelijkbaar tussen de twee lijnen. De celwand aan weerszijden van de cel langs de long as wordt omringd; hoekmarkering vertegenwoordigen de schaduwrijke celwand die wordt gemeten. Bar, 50 urn. (D) Kwantificering van cellulose microfibril hoek epidermale celwanden. Merk de hoge variabiliteit van deze in meristeemcellen hoeken (bijv meristeem zone, MZ) in vergelijking met cellen in de overgangszone (TZ), zoals blijkt uit het staafdiagram. De vergelijkbare gemiddelde cellulose microfibril hoek tussen wild-type en planten die BRI1 in niet-haarcellen maakt vergelijking van kristallijne cellulose accumulatie in cellen van hun overeenkomstige ontwikkelings-zone. De gemiddelde hoek in elk monster is aangegeven met een rode lijn. (EF) Transversale baanvakken van dezelfde installatie achtergronden, getoond in lichte vlamvertraging modus. Kleur schaal vertegenwoordigt licht retardance van 0-17 nm. Secties die overeenkomen met de meristeem (E) en rek (F) zones getoond. Bar, 50 urn. De buitenste epidermale celwand en innerlijkecorticale celwand worden omringd. (G) Kwantificering van de retardance waarden zoals berekend uit de polscope beelden. De waarden worden uitgedrukt als de verhouding van-vertraging tussen de buitenste epidermale celwand en de binnenwand corticale celwand. Merk op dat de hoge afzetting van kristallijn cellulose in niet-haarcellen in lijnen tot expressie BRI1 slechts deze cellen. De gemiddelde + SE; 40 <n <600; (**) P <0,01; (***) P <0,001 in een tweezijdige t-test. Het cijfer werd goedgekeurd en gewijzigd van 15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hier presenteren we een methode voor het bepalen van de accumulatie van kristallijn cellulose in de verschillende weefsels van het Arabidopsis wortels, met behoud van anatomische informatie. Als zodanig verschaft een extra stap naar het begrijpen van groeiprocessen in planten op cellulair resolutie. Deze werkwijze kan ook worden toegepast voor het bestuderen van aanvullende plantensoorten en organen.
Een aantal punten moet rekening worden gehouden bij de toepassing van de methode. Eerst, kristallijne cellulose accumulatie in een bepaald wortelsectie vergelijkbaar tussen weefsels onder delen van verschillende genotypes en bij behandelingen als de oriëntatie van de cellulose microvezels vergelijkbaar. Cellulose microfibrillen oriëntatie wordt bepaald langsdoorsnede die één zijde van de celwand 18. Vandaar de reeks longitudinale secties die de verschillende weefsels van de wortels van de buitenste naar de binnenste die, mogelijk analysis van de cellulose microfibrillen oriëntatie in de verschillende weefsels in een bepaald ontwikkelingsstadium. In het voorbeeld, de meristematische cellen van de epidermis hebben een breed scala van cellulose microfibrillen oriëntaties gemiddeld cellulose microfibrillen hoek van 140 ° en het verlengen van cellen van de epidermis een meer georganiseerde structuur, met een gemiddelde cellulose microfibrillen hoek 120 °. Deze metingen waren vergelijkbaar tussen wild-type en de mutant van belang, aldus een zelfverzekerde vergelijking van hun relatieve kristallijne cellulose accumulatie waardoor, in de overeenkomstige celtypes en ontwikkelingsstoornissen zone.
Tweede variatie in de breedte van de verschillende onderdelen kan de lichtniveaus vlamvertraging gemeten beïnvloeden. Dit wordt hier omzeild door het normaliseren van het ruwe retardantie metingen van het weefsel van belang (epidermale cellen) aan de retardantie meting van een ander weefsel (cortex cellen). De genormaliseerde waarden are vervolgens vergeleken (zie figuur 2E-G).
Tenslotte dwarsdelen langs de wortel, vangen verschillende ontwikkelingsstadia zones. Identificatie van deze zones in de dwarsdoorsnede is belangrijk voor de interpretatie van de gegevens. Verlies van de buitenste cellaag laterale wortel pet in de sectie bestaat uit een eenvoudige zone marker. In het algemeen cellen beginnen hun snelle expansie van het oudste cel van de laterale wortelkap ondergaat geprogrammeerde celdood, waarna onbeveiligde hoornlaag het buitenste weefsel 19.
Momenteel, methoden die een cellulaire resolutie maat voor de verhouding van het kristallijne versus de amorfe cellulose-domeinen ontbreken. Inderdaad is dit ook een beperking van de hier gepresenteerde methode. Echter, het vermogen om de accumulatie van kristallijne cellulose als zodanig communiceren is een belangrijke stap vooruit, zoals hoge relatieve niveaus van kristallijne cellulose waarschijnlijk maakt eenstevige celwand met verhoogde treksterkte. Ontwikkeling van hoge resolutie tools waarmee de samenstelling precies te bepalen de celwand naast zijn mechanische eigenschappen blijft een uitdaging voor de toekomst.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Murashige & Skoog (MS) | Duchefa | M0221 | |
| Borax | LOBA CHEMIE | 6038 | |
| Methylene blue | Sigma | M-9140 | |
| Azure | Sigma | 861065 | |
| Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter | MILLEX-GV | ||
| Glutaraldehyde | EMS | 16220 | |
| Sodium Cacodylate | Sigma | C-0250 | |
| Leica kit historesin | Leica | 7022 18 500 | |
| embedding molds | Agar Scientific | AGG3530 | |
| film 100 µ P.P.C. | www.Jolybar.com | overhead film | |
| Knivemaker | LKB | 7800 | |
| Ultratome III | LKB | 8800 | Ultratome |
| Shandon immumount | Thermo | 9990402 | mounting medium |
| light microscope | Nikon | Eclipse 80i | |
| Abrio imaging system | CRI | Abrio imaging system | |
| Abrio V2.2 software | CRI | Abrio V2.2 software | |
| Open access polarized light image analysis software | OPS | OpenPolScope | http://www.openpolscope.org/ |
References
- Cosgrove, D. J. Growth of the plant cell wall. Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).
- Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).
- Mazeau, K., Heux, L. Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose. J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).
- Zhao, H., et al. Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis. Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).
- Fujita, M., et al. Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis. Plant J. 66, 915-928 (2011).
- Peng, F., et al. Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves. Bioresources. 7, (2012).
- Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis. Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).
- Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots. Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).
- Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis. Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).
- Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie. J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).
- Abraham, Y., Elbaum, R. Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy. New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).
- Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N. Control of Arabidopsis root development. Annu Rev Plant Biol. 63, 563-590 (2012).
- Vanstraelen, M., Benkova, E. Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development. Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).
- Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. Growth control: brassinosteroid activity gets context. J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).
- Fridman, Y., et al. Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells. Genes Dev. 28, 912-920 (2014).
- Vragovic, K., et al. Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).
- Hacham, Y., et al. Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size. Development. 138, 839-848 (2011).
- Gu, Y., et al. Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).
- Fendrych, M., et al. Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis. Curr Biol. 24, 931-940 (2014).
