Introduction
Le cancer du poumon est la principale cause de décès par cancer dans le monde 1. La recherche sur la prévention, la détection précoce et le traitement du cancer du poumon est en cours dans de nombreux centres de recherche à travers le 2,3 mondial. Plusieurs modèles animaux pour le cancer du poumon ont été mis au point, et ils se sont avérés utiles dans l' étude des mécanismes de la carcinogenèse du poumon et de cellules d'origine, pour déterminer la présence de cellules souches cancéreuses et , en examinant les diverses stratégies thérapeutiques 4. Les premiers modèles invoqués sur l' initiation de la tumeur induite par carcinogène dans des souches de souris sensibles 5. Le développement de knock-out et des modèles de souris transgéniques dans lesquelles le cancer du poumon survient à la suite de lésions génétiques spécifiquement manipulés a considérablement amélioré notre capacité à contrôler l' induction de la tumeur et miment plusieurs aspects du cancer du poumon humain 4. Cependant, un enjeu majeur dans l'utilisation de modèles animaux de cancer du poumon est l'absence d'un procédé en temps réelidentifier avec précision et surveiller l'apparition et le développement de tumeurs dans les poumons de souris et de documenter toute modification ultérieure de leurs tailles, telles que leur croissance continue ou diminution de la réponse aux traitements. Cela a forcé les chercheurs à recourir à plusieurs temps, d'effort, et les techniques consommatrices de ressources pour identifier les tumeurs et d'évaluer leurs résultats expérimentaux. La présence de la variation inhérente entre la souris en réponse à l'induction d'une tumeur nécessite l'utilisation d'un grand nombre d'animaux dans chaque groupe expérimental pour réduire la variabilité des données. L'incapacité à évaluer la croissance de la tumeur ou la réponse au traitement en temps réel a forcé les chercheurs à euthanasier aveuglément des souris à de multiples points de temps dans des protocoles expérimentaux prolongés pour garantir qu'ils recueilleront les bonnes données, ce qui entraîne le gaspillage des ressources à partir des échantillons recueillies à des moments qui sont soit trop tôt ou trop tard.
Dans la présente étude, une méthode pour exploiter un petit animal micro-ctomographie par omputed (micro-CT) pour détecter et le suivi des tumeurs du poumon chez les souris vivant est introduit. Nous avons utilisé notre récemment décrit Sftpc-rtTA et Tre-FGF9-IRES-EGFP double transgénique (DT) des souris qui se développent rapidement adénocarcinome pulmonaire après induction par doxycycline 6,7. L'utilisation de micro-CT nous permet de (entre autres choses) excluent les souris présentant des anomalies pulmonaires aberrantes avant l'induction, confirmer le développement des nodules tumoraux dans les poumons après l'induction, et observer les changements dans les nodules tumoraux en réponse à des traitements expérimentaux. Point final euthanasie des souris et l'évaluation histologique a confirmé l'exactitude de l'évaluation en temps réel réalisée avec des micro-CT. Nous croyons que cette technique va ouvrir la voie à la réalisation d'expériences mieux planifiées utilisant des modèles animaux de cancer du poumon, tout en économisant des ressources précieuses, de raccourcir le temps d'observation et d'augmenter la précision et la compréhension des résultats.
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Protocol
Les expérimentations animales ont été approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle de l'Université Keio.
Note: Dans cette étude, nous avons utilisé le Sftpc-rtTA et Tre-FGF9-IRES-EGFP DT souris dans lesquelles adénocarcinome du poumon se développe rapidement après l' induction par l' alimentation chow contenant doxycycline 6,7. Cependant, toutes les procédures d'évaluation peuvent être appliqués à d'autres modèles murins de cancer du poumon.
1. Expérience Outline:
- Identifier l'état des poumons à la ligne de base:
- Avant l'induction de tumeurs, lorsque les souris DT sont 8 - 12 semaines effectuer la première analyse micro-CT (voir les sections 2 et 3 ci-dessous). Cela sert de balayage de référence du poumon, confirme l'absence de nodules développé spontanément causées par un transgène qui fuit, et documenter l'absence de toute pathologie pulmonaire existant avant l'induction de la tumeur.
- Initier l'induction de tumeurs:
- Mettez les souris DT de ch régulièreomment doxycycline chow pour induire le facteur de croissance des fibroblastes (FGF) 9 expression dans les cellules alvéolaires et d'initier le développement de tumeurs. Donnez doxycycline chow (200 ppm) ad libitum.
- Confirmer le développement des nodules tumoraux dans les poumons de souris:
- Effectuer une analyse micro-CT pour identifier le développement des nodules tumoraux par rapport à l'analyse pré-induction.
- Évaluer la réponse au traitement:
- Afin de tester la capacité du micro-CT pour détecter des changements dans les nodules de tumeur en réponse à un traitement, l'administration du récepteur FGF (FGFR) inhibiteur AZD4547, puis effectuer des analyses de micro-CT supplémentaires au bout de 5 et 10 semaines.
- Point final d'évaluation:
- Euthanasier toutes les souris de traitement et de contrôle et les tissus de processus pour l'évaluation histologique (voir la section 6 ci-dessous).
2. Souris Préparation pour Micro-CT Acquisition de l'image:
- Allumez le scanner micro-CT et de l'ordinateur.
- Cliquezk sur le logiciel nommé "R_m CT2", puis cliquez sur «réchauffer».
- Retirez le lit de l'échantillon sur lequel la souris sera placé de la chambre micro-CT. Enroulez le lit avec une pellicule de plastique.
- Activez la case à induction de l'anesthésie en ajoutant isoflurane au vaporisateur d'anesthésie au niveau marqué. Réglez le débit isoflurane à 3 L / min.
- Ouvrez le réservoir d'oxygène pour démarrer le flux d'oxygène dans la zone d'induction et régler le débit à 1 L / min.
- Placez la souris dans la zone d'anesthésie à induction et confirmer qu'il est profondément anesthésié par l'absence de mouvement spontané et en réponse à une pincée de la peau (une pincée douce d'un petit pli de la peau, ce qui ne provoque pas de dommages aux tissus ou rupture de la peau).
- Appliquer un lubrifiant oculaire pour prévenir la sécheresse de la cornée pendant l'anesthésie.
- Ouvrir la chambre de micro-CT et placer la souris avec la face dorsale sur le lit d'échantillon. Maintenir la tête de la souris et tirer le corps vers le bas depuis les membres inférieurs en order pour étirer et redresser le corps symétriquement.
- Éteignez le flux d'anesthésie à la boîte à induction et allumez-le vers le tube qui se connecte à la chambre micro-CT.
- Placer le tube d'anesthésie dans le nez de la souris pour administrer un anesthésique continu.
- Afin de fixer la souris en position; envelopper la souris et le lit de l'échantillon avec une pellicule de plastique.
Note: Il est essentiel de garder la souris sous anesthésie profonde et enveloppé dans le lit de l'échantillon parce que tout léger mouvement ou une torsion de son corps lors de l'analyse se traduira par des images floues et des difficultés d'interprétation. - Fermez la chambre micro-CT.
- Réglez le système de micro-CT à 90 kV et 160 uA et le temps de balayage à 4,5 min. Définissez la plage d'image à 24 × 19 mm et la taille de voxel à 50 x 50 x 50 um. Utilisez le mode synchrone pour les battements de coeur.
- Créez un nouveau dossier dans la "base de données" afin d'enregistrer de nouvelles images dans ce dossier.
- Démarrez le scan.
- Après l'achèvement de l'analyse, déplacez la souris dans une cage vide et observer jusqu'à ce qu'elle reprenne conscience. Ne pas le mettre avec d'autres souris jusqu'à ce qu'il ait complètement récupéré des effets de l'anesthésie.
3. Pré-induction Micro-CT Visualisation et analyse des images:
- Pour visualiser les images micro-CT, télécharger le logiciel ImageJ gratuitement sur le site Web suivant: http://imagej.nih.gov/ij/ . Remarque: Tous les fichiers de données micro-CT est une pile d'environ 500 fichiers TIF (.tif). D'autres logiciels de visionnement d'images peut également être utilisé.
- Ouvrez les micro-CT fichiers série d'images et de faire défiler toutes les images de chaque souris à partir du cou à l'abdomen ou vice versa.
- Utilisation des contrôles de souris de type sauvage naïfs, d' identifier la densité des différentes zones et structures anatomiques normales dans la poitrine basée sur la connaissance de l' anatomie de la souris (voir la figure 1A).
- Maintenez le curseur avec lasouris d'ordinateur et défiler vers le haut, à partir des viscères abdominaux et le diaphragme blanchâtre, à travers la poitrine et à la nuque.
- Identifier les points de repère osseux thoracique cage (sternum à l'avant, vertèbres dans le dos et les côtes sur les côtés).
- Identifier le cœur sur le devant de la poitrine et les principaux vaisseaux sanguins près du coeur et dans le médiastin.
- Observez la lumière de la trachée (comme un petit cercle noir au niveau du cou et de la poitrine), qui bifurque en droit et des bronches principales gauche puis continuer à se ramifier dans les bronches plus petites et plus petites. A noter que chaque bronche est étroitement associée à deux ou trois vaisseaux sanguins (figure 1A).
- Commencez examiner les scans de souris DT induite par l'ONU et d'identifier la présence d'éventuelles anomalies.
- Exclure des souris avec des ombres anormales pré-induction pulmonaires (par exemple, des nodules, bullae emphysémateuse, etc.) à partir d'autres expériences. (Figure 1C-E, G, H
4. Tumeur Induction:
- Pour induire le développement de tumeurs chez les souris expérimentales qui ont montré scintigraphies pulmonaires normales, passer leur nourriture de chow chow régulier contenant doxycycline (200 ppm).
5. Suivi scans:
- Au bout de 10 semaines, effectuer un second balayage micro-CT de toutes les souris pour confirmer le développement de nodules tumoraux dans les poumons (voir la figure 2).
- Diviser les souris en deux groupes. Administrer le AZD4547 FGFR de blocage (125 ug / kg / jour par l'intermédiaire d'un tube gastrique pendant 6 jours / semaine pendant 10 semaines) à un groupe et un placebo à l'autre groupe témoin pendant 10 semaines.
- Le suivi des changements dans les ombres nodulaires en réalisant un troisième balayage 4 - 5 semaines plus tard.
- Au bout de 10 semaines de traitement, effectuer un quatrième balayage.
- Euthanize toutes les souris avec inhalation de CO 2 ou avec une injection intraperitoneale de 0,1 mg / 200 ul de pentobarbital.
- Àidentifier les changements dynamiques dans les nodules tumoraux après l' induction et en réponse à un traitement, d' identifier des positions similaires dans les images de balayage en série de la même souris à deux ou plusieurs points de temps puis vérifier l'apparition / disparition de toute ombres anormales (Figure 3 ).
- Pour faciliter l'identification du même plan dans la même souris à différents points dans le temps, essayer d'associer le plan d'intérêt avec les structures anatomiques au sein du repère poitrine de la souris.
- Utilisez des monuments tels que la trachée, sa bifurcation, le droit et les bronches principal gauche, l'aorte, le diaphragme et les gros vaisseaux sanguins.
Note: les os thoraciques, y compris les vertèbres thoraciques, les côtes et le sternum sont moins utiles comme repères en raison de inclinaisons mineures communes dans l'alignement du corps de la souris sur le lit de l'échantillon, ce qui augmente la possibilité d'une interprétation erronée de la position de balayage de positionnement. De même, le numéro de série d'image dans le fichier d'analyse est peu fiable pour IDENTIFIERg dans la même position au cours du temps en raison de la variation de la longueur du corps de souris à partir d'un point de temps à l'autre. Le défaut ou l'inexactitude dans l'identification du même plan à différents points de temps peut entraîner une fausse interprétation positive / négative des résultats.
- Utilisez des monuments tels que la trachée, sa bifurcation, le droit et les bronches principal gauche, l'aorte, le diaphragme et les gros vaisseaux sanguins.
6. Souris Euthanasia and Lung Collection:
- Euthanize souris avec du CO 2 par inhalation ou par injection intrapéritonéale de 0,1 mg / 200 ul de pentobarbital.
- Exposer les viscères abdominaux en coupant longitudinalement à travers la paroi abdominale. Purger la souris pour réduire le volume de sang dans les poumons par dissection de l'aorte abdominale.
- Entailler le diaphragme avec des ciseaux fins; cela se traduira par une perte de la pression négative dans la cavité thoracique, ainsi effondrer les poumons. Exposer les poumons et le cœur en coupant et en enlevant les parties des nervures de la paroi thoracique antérieure. Nettoyer la partie frontale du cou en coupant les tissus de la peau et doux pour exposer la Tracheune.
- Coupez le cœur et la glande thymus. Insérer une pince derrière la trachée pour le séparer de l'oesophage.
- Cathétériser la trachée avec une canule G24 puis fixez-le en place en serrant un fil autour de la partie insérée.
- Gonfler et fixer le poumon en utilisant glacée paraformaldéhyde 4% (PFA) à travers la canule trachéale en utilisant une colonne de 25 cm. Détachez la canule et serrer le fil pour éviter les fuites PFA puis couper la trachée supérieure de son attachement au larynx.
- Tirez la trachée du fil de suture et de disséquer de son attachement, et continuer vers le bas pour l' enlever avec le poumon en -bloc. Insérer dans un tube de 15 ml contenant 5 ml de 4% de PFA. Laissez les poumons en PFA O / N pour assurer la pénétration tissulaire complète et fixation, puis de traiter le tissu dans un bloc de paraffine 8 standard.
- Couper des blocs de paraffine en 6 tranches um d'épaisseur sur un microtome et coloration à l' hématoxyline et à l' éosine en utilisant des techniques standard. 7. Évaluation histologique:
- Allumez l'instrument de scanner de diapositives et l'ordinateur.
- Cliquez sur le logiciel «scan NPD».
- Sélectionnez le mode de balayage "Lot de diapositives" et "Mode Semi-Auto" pour balayer une série de diapositives.
Remarque: Le bras robotisé qui ramasse les lames pendant le balayage séquentiel est très sensible à toutes les irrégularités sur les bords des lames de verre. - Palper les bords de toutes les lames de verre avant de les charger dans la machine. En cas de dépassement de la vitre de protection ou de milieu de montage séché, le nettoyer avec un cutter ou un scalpel.
- Charger les lames dans une cassette de diapositives. Ouvrez la trappe de l'échantillon et faites glisser la cassette en position «on»;. Ferme la porte.
- Sur le logiciel informatique, donner des noms descriptifs courts à toutes les diapositives dans leur position correspondante dans la cassette puis cliquez sur le bouton "OK".
- Sélectionnez le mode de profil: "Brightfield".
- Cliquez sur "Batch Démarrer" pour lancer le balayage provisoire.
Remarque: Une fois que la machine a terminé la numérisation de toutes les diapositives, le logiciel détecte automatiquement les zones avec des tissus sur toutes les diapositives et suggérer comme une région d'intérêt. - Si nécessaire, redéfinir la zone d'intérêt en maintenant le bouton gauche de la souris et en tirant la région frontalière.
Remarque: La définition trop grandes surfaces des lames comme les régions d'intérêt se traduira par un temps beaucoup plus long scan. - Une fois satisfait des régions d'intérêt sur toutes les diapositives, cliquez sur "Scan" pour commencer à numériser toutes les diapositives.
Remarque: Les fichiers numérisés peuvent être observés numériquement en basse et haute résolution, et les images peuvent être exportées au format JPEGfichiers.
Remarque: Bien que l'utilisation d'un "scanner de diapositives" pour l'évaluation numérique histologique est décrite ici, l'utilisation de microscopes réguliers et l'évaluation visuelle histologique d'évaluation est également possible.
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Representative Results
Identification des souris présentant des anomalies pulmonaires a été réalisée à l'inclusion. Avant l'induction de la tumeur, lorsque les souris étaient DT 8 - 12 semaines d'âge, les poumons de toutes les souris ont été balayées avec des micro-CT. Étonnamment, environ 50% des souris ont montré des anomalies qui nous ont obligés à juger impropres à l'inclusion dans l'étude ultérieure. Ces anomalies étaient des ombres nodulaires-like, grande petite bullae emphysematous unique ou multiple et / ou atélectasie lobaire (Figure 1A, C, DE, GH). Ensuite, le FGF9 transgène et la tumeur induction était activated.Only souris qui ont montré scintigraphies pulmonaires normales (sans anomalies) sont passés de chow chow régulière à la doxycycline pour induire l' expression de FGF9 dans les cellules alvéolaires et le développement de la tumeur ultérieure. Pour confirmer le développement de nodules tumoraux dans les poumons de souris après dix semaines à partir du début de l'induction de la tumeur, suivi des analyses micro-CT ont été réalisées. Ceux-ci ont révélé la dLABORATION des nodules multiples de tailles variables chez toutes les souris (Figure 2, comparer A à B et D à E). scans Micro-CT ont été réalisées pour évaluer la réponse au traitement. Ceux - ci ont révélé que les souris qui ont été administrés l'AZD4547 inhibiteur de FGFR pendant 10 semaines en effet exposées la disparition ou la réduction de la taille des nodules qui étaient visibles dans les scans pré-traitement (Figure 3, comparer pré, post-induction et post-traitements, AC , EG et IK). D'un autre côté, les souris de contrôle qui ont pas reçu l'inhibiteur de FGFR et ont reçu un placebo au lieu montré aucun changement, l' augmentation de la taille des nodules et l' apparition de nouveaux nodules (figure 3, MO); confirmer que la diminution de la taille observée dans le groupe de traitement est un véritable effet de l'intervention thérapeutique.
(figure 1B, F, I). Les souris au bout de 10 - 12 semaines d'induction par la doxycycline: nodules multiples ayant des tailles d'adénocarcinomes et des positions variables ont été observées chez tous les animaux (figure 2C, F). Les souris après 10 - 12 semaines de doxycycline induction suivie de 10 - 12 semaines d'un bloqueur de FGFR: Nodules étaient beaucoup moins nombreux et plus petits (Figure 3D, H, L) par rapport à celles observées après l'induction. Les souris après 10 - 12 semaines de doxycycline induction suivie de 10 - 12 semaines de placebo: Plusieurs gros nodules sont visibles (Figure 3P) semblable à ceux-ci vu au point de temps après l'induction.
Figure 1. Micro-CT Identifie pré-induction pulmonaire Anomalies. Toutes les souris ont été examinées avec micro-CT avant le début de la doxycycline induction. Lorsque des anomalies pulmonaires ont été détectées, les souris ont été euthanasiés pour confirmation histologique. Micro-CT images représentatives de numérisation pour (A) d' un poumon normal; (C) des poumons avec une zone atélectasique; (DE) poumons avec bullae emphysémateuse et (GH) poumons avec une ombre nodulaire anormale. L' évaluation histologique a confirmé l'exactitude des résultats micro-CT: (B) histologie pulmonaire normale; (F) multiples Les zones emphysémateux; et I) nodules tumoraux multiples. Barre d'échelle: 200 um.53904fig1large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Micro-CT Identifie le développement des nodules tumoraux après induction. Les souris qui ont montré une pré-induction propre scan ont été nourris doxycycline chow pendant 10 semaines , puis ré-évalués à micro-CT, après quoi ils ont été euthanasiés pour une évaluation histologique. Micro-CT images numérisées représentatives de deux souris différentes montrent l'apparition de plusieurs ombres nodulaires 10 semaines après le début de la doxycycline chow. (A, D) pré-induction poumon propre, (B, E) Même positions images numérisées montrant le développement de nodules multiples (flèches rouges). Les petites flèches jaunes indiquent les repères anatomiques utilisés pour identifier la même position à différents points de temps. (C, F) NODULES vu dans l'analyse micro-CT ont été confirmed dans les sections histologiques du poumon. Barre d' échelle:. 200 um S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Micro-CT Identifie Variations des nodules tumoraux dans la réponse au traitement. Les souris qui ont montré propres scans pré-induction ont été nourris doxycycline chow pendant 10 semaines, puis un post-induction micro-CT a été effectuée. Ensuite, ils ont été administrés le FGFR inhibiteur AZD4547 pendant 10 semaines et re-évalués par micro-CT (post-traitement). Les souris témoins ont été administrés par placebo au lieu de l'inhibiteur de FGFR pour clarifier l'effet réel de l'intervention thérapeutique. Enfin, les souris ont été euthanasiées pour une évaluation histologique.
Micro-CT images numérisées représentatives de quatre souris différentes. (A, E, I, M) (B, F, J, N) balaye à la même souris , après avoir été induites avec de la doxycycline chow pendant 10 semaines. tous ont montré des nodules multiples (flèches rouges, l'ovale rouge encercle une zone qui avait été complètement éclipsé par des nodules). (C, G, K) Scans de la même souris après un 10 semaines supplémentaires de traitement avec l'inhibiteur de FGFR montrant la disparition complète ou la réduction sensible de la taille des nodules. (O) Balayage à partir d' une souris témoin pour représenter le groupe témoin qui a été administré un placebo au lieu du FGFR inhibiteur montrant augmentation de la taille et le nombre de nodules tumoraux. De petites flèches jaunes indiquent les repères anatomiques utilisés pour identifier les mêmes fonctions à différents moments. (D, H, L) Des coupes histologiques ont confirmé la diminution marquée de la taille des nodules et leur numéro (comparer à la figure 2 , C et F). (P) Affiche la presence des nodules tumoraux multiples lorsque le placebo a été administré. Barre d' échelle:. 200 um S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
La méthode basée sur la micro-CT décrit ici pour l'identification en temps réel des anomalies pulmonaires et le suivi du développement des nodules tumoraux et la réponse au traitement dans des modèles animaux de cancer du poumon permettra aux scientifiques qui mènent des expériences liées au cancer du poumon à planifier plus expériences précises et efficaces tout en économisant du temps et des ressources. Nous avons déjà utilisé l' IRM dans le même but 6. La clarté de l'analyse et le seuil pour la détection des nodules pulmonaires avec l' IRM étaient inférieures à celles des analyses de micro-CT décrits dans cette étude 6.
Des études antérieures qui ont utilisé des modèles de souris d'adénocarcinome pulmonaire similaires (avec différentes origines génétiques et des méthodes d'induction de la tumeur) avaient évidemment plusieurs inconvénients qui auraient pu être évitées ou améliorées si elles avaient utilisé l' analyse micro-CT 9,10. Ils avaient aucun moyen d'identifier des anomalies pulmonaires pré-induction ou nodules, risquant ainsi de confusionleurs résultats par l'inclusion d'animaux impropres. Ils avaient également aucun moyen de confirmer le développement de tumeurs après l'induction ou après la propagation des cellules cancéreuses à des souris de type sauvage (pour induire des tumeurs secondaires), de sorte qu'ils ont dû attendre pendant 4-8 mois, puis euthanasier aveuglément la souris pour l'identification histologique tumeurs. Lorsque ces modèles ont été utilisés pour évaluer le potentiel thérapeutique d'un médicament, les chercheurs ont dû allouer plusieurs groupes euthanasiés dans une séquence temporelle afin de détecter l'effet des traitements sur les nodules de tumeur avec histologie et être en mesure d'identifier le point d'effet maximal du temps 11.
Une limitation de notre méthode, cependant, est l'apparition d'ombres floues qui obscurcissent la détection des nodules dans les poumons lorsque certaines substances étrangères sont injectés par voie intratrachéale 7 (données non présentées). Certaines souris semblait développer une réaction inflammatoire prolongée à la substance injectée et l'ombre de ce reactiet sur un œdème interstitiel d'accompagnement masqué nodules existants. Dans de tels cas, l'IRM peut être jugé comme une alternative.
Récemment, d'autres modalités d'imagerie ont été introduites pour évaluer les diverses pathologies chez les petits animaux; comme l' imagerie par bioluminescence 12 et la tomographie par émission de positons (TEP) 13. À notre connaissance, ces systèmes d'imagerie ont pas encore été utilisé pour évaluer les tumeurs du poumon dans les modèles de souris de sorte comparaison de l'efficacité de détection et de clarté de l'image avec l'IRM pour petits animaux et des images micro-CT est pas encore possible. La disponibilité et le coût de ces machines sont un facteur limitant leur utilisation à grande échelle.
Nous avons détecté des anomalies pulmonaires chez environ 50% des souris à l'examen préalable à l'induction et par conséquent ces souris ont été exclues de nouvelles expériences. Cette forte incidence des anomalies peut être le résultat d'une "qui fuit" FGF9 transgène chez certains animaux, entraînant le développement de nodule tumorals avant même qu'ils sont induits 14. En effet, à peu près la moitié des animaux exclus quand un examen histologique a montré la présence de multiples petits nodules. Celles - ci pourraient également être provoqués par un effet aberrante du transgène inséré les gènes voisins dans le génome de la souris 14. Le développement de ce genre d'anomalies ne sont nullement spécifiques au Sftpc-rtTA et Tre-FGF9-IRES-EGFP souris double transgéniques et donc d' autres modèles de cancer du poumon pourraient souffrir de situations similaires. Cette incidence élevée des anomalies met en évidence même, plus l'importance du dépistage pré-inclusion de souris à l'aide de micro-CT. Souris de type sauvage Naïf jamais montré des ombres anormales sur les micro-CT (figure 1A).
En conclusion, nous avons décrit un procédé qui exploite une petite machine de micro-CT animal pour la détection précise et le suivi de l'évolution des nodules de tumeur dans les poumons d'un modèle d'adénocarcinome de la souris. Parl'utiliser pour surveiller les changements dans les nodules au fil du temps, des données plus précises peuvent être collectées, et un coût et bien sûr de temps de temps efficace peuvent être adaptés.
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Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par une subvention-in-Aid de JSPS KAKENHI pour AEH (Grant Number 25461196) et la tuberculose (Numéros de Grant 23390218 et 15H04833) et National Institutes of Health HL111190 de subvention (DMO). Les auteurs tiennent à remercier Miyuki Yamamoto pour ses efforts pour aider avec le génotypage des animaux et la préparation des coupes histologiques. Nous sommes reconnaissants envers les ressources de collaboration de recherche, École de médecine, Université de Keio pour le support technique et des réactifs.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| micro-X-ray–computed tomography | Rigaku | R_mCT2 | |
| NanoZoomer RS Digital Pathology System | Hamamatsu | RS C10730 | |
| NDP.view2 Viewing software | Hamamatsu | U12388-01 | http://www.hamamatsu.com/jp/en/U12388-01.html |
| Isoflurane Vaporizer - Funnel-Fill | VETEQUIP | 911103 | |
| Induction chamber, 2 L W9.5 × D23 × H9.5 | VETEQUIP | 941444 | |
| Isoflurane | Mylan | ES2303-01 | |
| AZD 4547 | LC Labratories | A-1088 | |
| Pentobarbital | Kyoritsu | SOM02-YA1312 | |
| G24 cannula | Terumo | SP-FS2419 | |
| Paraformaldehyde | Wako | 163-20145 | |
| Microtome | Leica | RM2265 | |
| Doxycycline | SLC Japan/PMI Nutrition International | 5TP7 | |
| ImageJ software | National Institute of health | http://imagej.nih.gov/ij/ | |
| Puralube vet ointment (Occular lubricant) | Dechra | NDC 17033-211-38 |
References
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