Introduction
Il cancro del polmone è la principale causa di morte per cancro in tutto il mondo 1. La ricerca sulla prevenzione, la diagnosi precoce e il trattamento del cancro del polmone è in corso in molti centri di ricerca in tutto il mondo 2,3. Sono stati sviluppati diversi modelli animali di cancro ai polmoni, e hanno dimostrato utile nello studio dei meccanismi della carcinogenesi del polmone e delle cellule di origine, per determinare la presenza di cellule staminali del cancro, e per esaminare varie strategie terapeutiche 4. Modelli anteriori invocati iniziazione del tumore cancerogeno-indotta in ceppi di topi sensibili 5. Lo sviluppo di eliminazione diretta e modelli di topi transgenici in cui il cancro del polmone si pone come risultato di lesioni genetiche appositamente manipolati ha sostanzialmente migliorato la nostra capacità di controllare l'induzione del tumore e mimici diversi aspetti del cancro del polmone umano 4. Tuttavia, una sfida importante nell'utilizzo di modelli animali di cancro ai polmoni è la mancanza di un metodo in tempo reale aiidentificare esattamente e monitorare l'insorgenza e lo sviluppo di tumori nei polmoni del mouse e documentare qualsiasi ulteriore modifica nelle loro dimensioni, come la loro crescita continua o la riduzione in risposta ai trattamenti. Questo ha costretto i ricercatori a ricorrere a diversi tempo, fatica, e le tecniche di consumo di risorse per identificare i tumori e per valutare i loro risultati sperimentali. La presenza di intrinseca variazione inter-topo in risposta ad induzione tumorale richiede l'uso di un gran numero di animali in ciascun gruppo sperimentale per ridurre la variabilità dei dati. L'incapacità di valutare la crescita del tumore o di risposta al trattamento in tempo reale ha costretto i ricercatori a eutanasia ciecamente topi a più fusi punti in protocolli sperimentali prolungati per garantire che essi raccoglieranno i dati corretti, con conseguente spreco di risorse dai campioni raccolti in momenti che sono o troppo presto o troppo tardi.
Nel presente studio, un metodo per sfruttare un piccolo animale micro-ctomografia omputed (micro-CT) scanner per rilevare e follow-up dei tumori polmonari nei topi viventi è introdotto. Abbiamo utilizzato il nostro recentemente descritto Sftpc-rtTA e Tre-FGF9-IRES-EGFP doppio transgenici (DT) i topi che si sviluppano rapidamente adenocarcinoma polmonare in seguito ad induzione con doxiciclina 6,7. L'uso di micro-CT permette di (tra le altre cose) escludono topi con anomalie polmonari aberranti prima dell'induzione, confermare lo sviluppo dei noduli tumorali nel polmone dopo induzione, e osservare i cambiamenti nel noduli tumorali in risposta a trattamenti sperimentali. End-point l'eutanasia di topi e valutazione istologica ha confermato l'esattezza della valutazione in tempo reale condotta con micro-CT. Riteniamo che questa tecnica aprirà la strada per condurre esperimenti meglio pianificate utilizzando modelli animali il cancro del polmone, mentre il risparmio di risorse preziose, accorciando il tempo di osservazione e aumentando la precisione e la comprensione dei risultati.
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Protocol
Gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal Comitato di Cura e uso istituzionale degli animali di Keio University.
Nota: In questo studio, abbiamo usato il Sftpc-rtTA e topi Tre-FGF9-IRES-EGFP DT in cui l'adenocarcinoma del polmone si sviluppa rapidamente dopo l'induzione alimentando Chow contenente doxiciclina 6,7. Tuttavia, tutte le procedure di valutazione possono essere applicati ad altri modelli murini cancro ai polmoni.
1. Esperimento Outline:
- Identificare lo stato dei polmoni alla linea di base:
- Prima di induzione di tumore, quando i topi DT sono 8 - 12 settimane di vita, eseguire la prima scansione micro-CT (vedere paragrafi 2 e 3). Questo serve come la scansione basale polmone, conferma l'assenza di noduli spontaneamente sviluppate causati da un transgene che perde, e documentare l'assenza di qualsiasi patologia polmonare esistente prima dell'induzione del tumore.
- Avviare l'induzione del tumore:
- Accendere i topi DT da ch regolareome doxiciclina chow per indurre Fibroblast Growth Factor (FGF) 9 espressione nelle cellule alveolari e di avviare lo sviluppo del tumore. Dare doxiciclina Chow (200 ppm) ad libitum.
- Confermare lo sviluppo di noduli tumorali nei polmoni del mouse:
- Eseguire una scansione micro-CT per identificare lo sviluppo dei noduli tumorali rispetto alla scansione pre-induzione.
- Valutare la risposta al trattamento:
- Per testare la capacità del micro-CT per rilevare variazioni di noduli tumorali in risposta al trattamento, amministrare il FGF Receptor (FGFR) inibitore AZD4547, quindi eseguire ulteriori scansioni micro-CT dopo 5 e 10 settimane.
- valutazione end-point:
- Euthanize tutti i mouse trattamento e di controllo e tessuti di processo per la valutazione istologica (vedi paragrafo 6).
2. I topi Preparazione per Micro-CT Acquisizione di immagini:
- Accendere lo scanner micro-CT e il computer.
- Click sul software denominato "R_m CT2", quindi fare clic su "warm up".
- Rimuovere il letto campione su cui il mouse viene posizionato dalla camera micro-CT. Avvolgere il letto con pellicola trasparente.
- Impostare la casella di induzione dell'anestesia aggiungendo isoflurano al vaporizzatore anestesia fino al livello marcato. Impostare la portata isoflurano a 3 l / min.
- Aprire il serbatoio di ossigeno per avviare il flusso di ossigeno nella casella induzione e impostare la portata a 1 L / min.
- Posizionare il mouse nella casella di induzione di anestesia e confermare che è profondamente anestetizzati dall'assenza di movimento spontaneo e in risposta a una presa pelle (una presa delicata di una piccola piega della pelle, che non causa danni ai tessuti o rottura della pelle).
- Applicare un lubrificante oculare per prevenire la secchezza della cornea durante l'anestesia.
- Aprire la camera micro-CT e posizionare il mouse con il lato dorsale sul letto campione. Tenere la testa del mouse e tirare il corpo verso il basso dagli arti inferiori in order per allungare e raddrizzare il corpo in modo simmetrico.
- Spegnere il flusso di anestesia per la casella di induzione e accenderlo verso il tubo che collega alla camera di micro-CT.
- Posizionare il tubo di anestesia nel naso del mouse per gestire anestetico continuo.
- Per fissare il mouse in posizione; avvolgere il mouse e il letto del campione con pellicola trasparente.
Nota: E 'fondamentale per mantenere il mouse in anestesia profonda e avvolto al letto del campione perché qualsiasi leggero movimento o torsione del suo corpo durante la scansione si tradurrà in immagini nebulose e difficoltà di interpretazione. - Chiudere la camera di micro-CT.
- Regolare il sistema di micro-CT a 90 kV e 160 μA e il tempo di scansione di 4,5 min. Impostare l'intervallo di immagine da 24 × 19 mm e la dimensione voxel di 50 × 50 × 50 micron. Utilizzare la modalità sincrona per i battiti cardiaci.
- Creare una nuova cartella nel "Database" al fine di salvare nuove immagini nella cartella.
- Avviare la scansione.
- Dopo il completamento della scansione, spostare il mouse in una gabbia vuota e osservare finché non riprende conoscenza. Non mettere con altri topi fino a quando non ha pienamente recuperato dagli effetti dell'anestesia.
3. Pre-induzione Micro-CT visualizzazione di immagini e analisi:
- Per visualizzare le immagini di micro-CT, scaricare il software ImageJ gratuitamente dal seguente sito web: http://imagej.nih.gov/ij/ . Nota: ogni file di dati micro-CT è una pila di circa 500 file TIF (.tif). Altri software di visualizzazione immagini può anche essere usato.
- Aprire le micro-CT file di immagini seriali e scorrere tutte le immagini di ogni topo dal collo all'addome o viceversa.
- Usando scansioni di topi wild-type ingenui, individuare la densità delle diverse aree e strutture anatomiche normali al petto basata sulla conoscenza dell'anatomia del mouse (vedere Figura 1A).
- Tenere il cursore con ilmouse del computer e scorrere verso l'alto, a partire dai visceri addominali biancastra e il diaframma, attraverso il torace e fino al collo.
- Identificare i punti di riferimento ossei gabbia toracica (sterno nella parte anteriore, vertebre nella parte posteriore e le costole ai lati).
- Identificare cuore nella parte anteriore del petto e le principali vasi sanguigni vicino al cuore e nel mediastino.
- Osservare lume trachea (come un piccolo cerchio nero a livello del collo e parte superiore del torace), che si biforca in destra e sinistra bronchi principali quindi continuano ad espandersi in bronchi più piccoli. Si noti che ogni bronchi è strettamente associata con due o tre vasi sanguigni (Figura 1A).
- Inizia esaminando le scansioni di topi DT non-indotta e identificare la presenza di eventuali anomalie.
- Escludere i topi con le ombre anomale pre-induzione del polmone (ad esempio, noduli, bolle enfisematosa, etc.) da qualsiasi ulteriori esperimenti. (Figura 1C-E, G, H
4. Tumore induzione:
- Per indurre lo sviluppo del tumore nei topi sperimentale che ha mostrato normali scansioni polmonari, passa il loro cibo da chow chow regolare per doxiciclina contenenti (200 ppm).
5. Follow-up scansioni:
- Dopo 10 settimane, eseguire una seconda scansione micro-CT di tutti i topi per confermare lo sviluppo dei noduli tumorali nei polmoni (vedere Figura 2).
- topi divisi in due gruppi. Somministrare la AZD4547 FGFR bloccante (125 mg / kg / die tramite un tubo gastrico per 6 giorni / settimana per 10 settimane) ad un gruppo e un placebo all'altro gruppo di controllo per 10 settimane.
- Seguire i cambiamenti nelle ombre nodulari eseguendo una terza scansione 4 - 5 settimane più tardi.
- Alla fine di 10 settimane di trattamento, effettuare una quarta scansione.
- Euthanize tutti i mouse con CO 2 inalazione o con iniezione intraperitoneale di 0,1 mg / 200 ml di pentobarbital.
- Aidentificare i cambiamenti dinamici nei noduli tumorali dopo l'induzione e in risposta al trattamento, identificare posizioni analoghe nelle immagini di scansione seriale dello stesso mouse su due o più punti di tempo quindi controllare per la comparsa / scomparsa di eventuali ombre anomale (Figura 3 ).
- Per facilitare l'identificazione di uno stesso piano nella stessa mouse diversi punti temporali, cercare di associare il piano di interesse con strutture anatomiche limite all'interno del torace del mouse.
- Utilizzare punti di riferimento come ad esempio la trachea, la sua biforcazione, la destra e la sinistra bronchi principali, aorta, diaframma, e grandi vasi sanguigni.
Nota: ossa del petto, tra le vertebre toraciche, le costole, e lo sterno sono meno utili come punti di riferimento di posizionamento a causa delle inclinazioni minori comuni in allineamento del corpo del mouse sul letto del campione, che aumentano la possibilità di errata interpretazione della posizione di scansione. Allo stesso modo, il numero di serie di immagini all'interno del file di scansione è inaffidabile per identifying stessa posizione nel tempo a causa del cambiamento nel topo lunghezza del corpo da un time-punto ad un altro. La mancata o inesattezza nell'identificare stesso piano in diversi momenti possono causare falsi / interpretazione negativa positiva dei risultati.
- Utilizzare punti di riferimento come ad esempio la trachea, la sua biforcazione, la destra e la sinistra bronchi principali, aorta, diaframma, e grandi vasi sanguigni.
6. mouse eutanasia e Collezione del polmone:
- Euthanize topi con CO 2 inalazione o con iniezione intraperitoneale di 0,1 mg / 200 ml di pentobarbital.
- Esporre visceri addominali tagliando longitudinalmente attraverso la parete addominale. Bleed il mouse per ridurre il volume di sangue nei polmoni sezionando l'aorta addominale.
- Incidete il diaframma con le forbici sottili; questo comporta la perdita della pressione negativa dalla cavità toracica, crollare così i polmoni. Esporre i polmoni e il cuore, tagliando e rimuovendo parti delle costole della parete toracica anteriore. Pulire la parte frontale del collo tagliando i tessuti cutanei e molli per esporre la tracheaun.
- Tagliare il cuore e timo. Inserire una pinza dietro la trachea per separarlo dal esofago.
- Cannulate la trachea con una cannula G24 poi fissarlo in posizione stringendo un filo intorno alla parte inserita.
- Gonfiare e fissare il polmone usando ghiacciata 4% paraformaldeide (PFA) attraverso la cannula tracheale usando una colonna 25 cm. Staccare la cannula e serrare il filo per evitare perdite PFA poi tagliare la trachea superiore fuori il suo attaccamento alla laringe.
- Tirare la trachea dal filo di sutura e sezionare dal suo attacco, e continuare verso il basso per rimuoverlo con il polmone en -block. Inserire in una provetta da 15 ml contenente 5 ml di 4% PFA. Lasciare i polmoni in PFA O / N per assicurare la penetrazione nei tessuti completa e la fissazione, quindi elaborare il tessuto in un blocco di paraffina standard di 8.
- Tagliare i blocchi di paraffina in 6 fette um-spessi su un microtomo e macchia con ematossilina eosina utilizzando tecniche standard. 7. istologica di valutazione:
- Accendere lo strumento scanner per diapositive e computer.
- Fare clic sul software "scansione NDP".
- Selezionare la modalità di scansione "Batch di diapositive" e "Semi-Auto Mode" per la scansione di una serie di diapositive.
Nota: Il braccio robotizzato che preleva i vetrini durante la scansione sequenziale è molto sensibile ad eventuali irregolarità sui bordi dei vetrini. - Palpare i bordi di tutti i vetrini prima di caricarli nella macchina. Se non vi è alcuna sporgenza della copertura in vetro o mezzo di montaggio secco, pulirlo con un cutter o un bisturi.
- Caricare i vetrini in una cassetta di diapositive. Aprire lo sportello del campione e far scorrere la cassetta in posizione di "uno";. Chiudi la porta.
- Sul software per computer, dare brevi nomi descrittivi a tutte le diapositive nella loro posizione corrispondente nel cassetto quindi fare clic sul pulsante "OK".
- Selezionare la modalità profilo: "Campo chiaro".
- Fare clic su "Start batch" per avviare la scansione provvisorio.
Nota: Una volta che la macchina ha terminato la scansione di tutti i vetrini, il software rileva automaticamente le aree con tessuti su tutti gli scivoli e suggerire come una regione di interesse. - Se necessario, ridefinire la regione di interesse, tenendo premuto il tasto sinistro del mouse e tirare il confine regione.
Nota: Definire eccessivamente grandi aree delle diapositive come le regioni di interesse si tradurrà in un tempo molto più lungo di scansione. - Una volta soddisfatti con le regioni di interesse su tutte le diapositive, cliccare su "Scan" per avviare la scansione tutte le diapositive.
Nota: I file scansiti possono essere osservati in digitale in bassa e alta risoluzione, e le immagini possono essere esportate in formato JPEGFile.
Nota: Sebbene l'uso di un "scanner slide" per la valutazione istologica digitale è qui descritto, l'uso di microscopi regolari e valutazione istologica visiva per valutazione è anche possibile.
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Representative Results
L'identificazione di topi con anomalie polmonari è stata eseguita al basale. Prima di induzione di tumore, quando i topi erano DT 8 - 12 settimane di età, i polmoni di tutti i topi sono stati sottoposti a scansione con micro-CT. Sorprendentemente, circa il 50% dei topi hanno mostrato anomalie che ci hanno costretto a ritenere inadatte per l'inclusione nel successivo studio. Queste anomalie sono state ombre nodulo-like, grande piccolo bolle enfisematosa singoli o multipli e / o lobare atelettasia (Figura 1A, C, DE, GH). Poi, il FGF9 transgene e tumore induzione era activated.Only topi che hanno mostrato normali scansioni polmonari (senza anomalie) sono passati da Chow regolare alla doxiciclina chow a indurre l'espressione FGF9 nelle cellule alveolari e lo sviluppo del tumore successiva. Per confermare lo sviluppo di noduli tumorali nei polmoni del mouse dopo dieci settimane dal inizio dei tumori indotti, follow-up scansioni micro-TC sono stati eseguiti. Questi hanno rivelato la dviluppo di molteplici noduli di dimensioni variabili in tutti i topi (figura 2, confrontare A a B e D a E). scansioni Micro-TC sono stati eseguiti per valutare la risposta al trattamento. Questi hanno rivelato che i topi che sono stati somministrati il AZD4547 inibitore FGFR per 10 settimane effettivamente esposti scomparsa o riduzione delle dimensioni dei noduli che erano visibili nelle scansioni pre-trattamento (figura 3, confronta pre-, post-induzione e post-trattamenti, AC , EG e IK). D'altra parte, i topi di controllo che non sono stati dati l'inibitore FGFR e trattati con placebo invece mostrato alcun cambiamento, aumento delle dimensioni noduli e comparsa di nuovi noduli (figura 3, MO); confermando che la diminuzione della dimensione osservata nel gruppo di trattamento è un vero e proprio effetto dell'intervento terapeutico.
(Figura 1B, F, I). I topi dopo 10 - 12 settimane di induzione con doxiciclina: sono stati osservati noduli multipli adenocarcinoma con dimensioni e posizioni variabili in tutti gli animali (Figura 2C, F). I topi dopo 10 - 12 settimane di induzione doxiciclina seguiti da 10 - 12 settimane di un bloccante FGFR: I noduli erano molto meno numerosi e più piccoli (Figura 3D, H, L) rispetto a quelli osservati post-induzione. I topi dopo 10 - 12 settimane di induzione doxiciclina seguiti da 10 - 12 settimane di placebo: Molteplici noduli sono visibili (Figura 3P) simili a questi visto al punto tempo di post-induzione.
Figura 1. Micro-CT identifica pre-induzione polmone anomalie. Tutti i topi sono stati esaminati con micro-CT prima dell'inizio dell'induzione doxiciclina. Quando sono state rilevate anomalie polmonari, i topi sono stati sacrificati per la conferma istologica. Immagini rappresentative micro-TC per (a) un polmone normale, (c) i polmoni con una superficie atelettasico; (DE) polmoni con bolle enfisematosa e polmoni (GH) con un ombra nodulare anormale. La valutazione istologica ha confermato l'esattezza delle constatazioni micro-TC: (B) normale istologia polmonare; (F) più aree enfisematose; ed io) più noduli tumorali. barra della scala: 200 micron.53904fig1large.jpg "target =" _ blank "> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Micro-CT identifica lo sviluppo della noduli tumorali dopo l'induzione. I topi che hanno mostrato una pulizia pre-induzione di scansione sono stati alimentati doxiciclina Chow per 10 settimane poi ri-valutati con micro-CT, dopo di che sono stati eutanasia per la valutazione istologica. Rappresentante scansione di immagini micro-CT da due topi differenti mostrano la comparsa di ombre multiple nodulari 10 settimane dopo l'inizio della doxiciclina chow. (A, D) pre-induzione pulita del polmone, (B, E) Same-posizionare le immagini di scansione che mostrano lo sviluppo di noduli multipli (frecce rosse). Le piccole frecce gialle indicano i punti di riferimento anatomici utilizzati per identificare la stessa posizione in diversi momenti. (C, F) noduli visibili nella scansione micro-CT erano confirmed in sezioni istologiche del polmone. Barra di scala:. 200 micron Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3. Micro-CT identifica le modifiche In noduli tumorali in risposta al trattamento. I topi che ha mostrato pulite le scansioni pre-induzione sono stati alimentati doxiciclina Chow per 10 settimane, e poi è stato eseguito un post-induzione di micro-CT. Successivamente, sono stati somministrati l'inibitore AZD4547 FGFR per ulteriori 10 settimane e rivalutati con micro-CT (post-trattamento). topi di controllo sono stati somministrati placebo invece dell'inibitore FGFR per chiarire l'effetto reale dell'intervento terapeutico. Infine, i topi sono stati sacrificati per la valutazione istologica.
Rappresentante di micro-CT scansione di immagini provenienti da quattro diversi topi. (A, E, I, M) (B, F, J, N) scansioni dalla stessa topi dopo che erano stati indotti con doxiciclina Chow per 10 settimane.; tutti hanno mostrato noduli multipli (frecce rosse, l'ovale rossa circonda un'area che era stata completamente ombreggiato da noduli). (C, G, K) Scansioni dal medesimo topi dopo altre 10 settimane di trattamento con l'inibitore FGFR mostrando completa scomparsa o marcata riduzione delle dimensioni dei noduli. (O) Scan da un mouse di controllo per rappresentare il gruppo di controllo che è stato somministrato un placebo al posto del FGFR inibitore mostrando aumento delle dimensioni e del numero noduli tumorali. Le piccole frecce gialle indicano i punti di riferimento anatomici utilizzati per identificare la stessa posizione in diversi momenti. (D, H, L) sezioni istologiche confermato la marcata riduzione delle dimensioni del nodulo e il numero (confrontare alla figura 2 C e F). (P) mostra il Presence di molteplici noduli tumorali quando il placebo è stato somministrato. Barra di scala:. 200 micron Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il metodo di micro-CT-based qui descritto per l'identificazione in tempo reale delle anomalie polmonari e il monitoraggio dello sviluppo di noduli tumorali e la risposta al trattamento in modelli animali di cancro del polmone consentirà agli scienziati che stanno conducendo esperimenti correlati al cancro del polmone a pianificare in modo più esperimenti accurati ed efficienti, risparmiando tempo e risorse. Abbiamo usato precedentemente MRI per lo stesso scopo 6. La chiarezza della scansione e la soglia per l'individuazione di noduli polmonari con MRI sono stati inferiori a quelli con le scansioni micro-CT descritti in questo studio 6.
Studi precedenti che hanno utilizzato simili modelli di topi adenocarcinoma polmonare (con diversi background genetico e metodi di induzione del tumore), ovviamente, ha avuto diversi svantaggi che avrebbero potuto essere evitate o migliorati se avessero usato micro-CT scansione 9,10. Non avevano alcun mezzo per individuare eventuali anomalie polmonari pre-induzione o noduli, rischiando così confondendoi loro risultati per l'inserimento di animali non idonei. Hanno anche avuto modo di confermare lo sviluppo di tumori dopo l'induzione o dopo moltiplicazione delle cellule tumorali in topi wild-type (per indurre tumori secondari), così hanno dovuto aspettare per 4-8 mesi, poi eutanasia ciecamente i topi per l'identificazione istologica di tumori. Quando questi modelli sono stati utilizzati per valutare il potenziale terapeutico di un farmaco, i ricercatori hanno dovuto allocare diversi gruppi essere eutanasia in sequenza cronologica per rilevare l'effetto dei trattamenti su noduli tumorali con istologia e di essere in grado di identificare il punto di tempo di effetto massimo 11.
Una limitazione del nostro metodo, tuttavia, è la comparsa di ombre nebuloso che oscurano la rilevazione di noduli nei polmoni quando alcune sostanze estranee vengono iniettate trachea 7 (dati non mostrati). Alcuni topi sembrava di sviluppare una reazione infiammatoria prolungata alla sostanza iniettata e l'ombra di questo riattisu ed edema interstiziale accompagnamento mascherato i noduli esistenti. In tali casi, la RM può essere provato come alternativa.
Recentemente, altre modalità di imaging sono stati introdotti per valutare varie patologie nei piccoli animali; come l'imaging bioluminescenza 12 e la tomografia ad emissione di positroni (PET) 13. A nostra conoscenza, questi sistemi di imaging non sono stati ancora utilizzati per valutare i tumori del polmone in modelli di topi così il confronto di efficienza di rivelazione e la nitidezza delle immagini con la risonanza magnetica piccolo animale e immagini di micro-CT non è ancora possibile. La disponibilità e il costo di queste macchine sono un fattore limitante per il loro uso diffuso.
Abbiamo rilevato anomalie polmonari in circa il 50% dei topi alla proiezione di pre-induzione e di conseguenza questi topi sono stati esclusi dalla ulteriori esperimenti. Questa elevata incidenza di anomalie potrebbe essere il risultato di un "leaky" transgene FGF9 in alcuni animali con conseguente sviluppo di noduli tumoralis prima ancora che sono indotti 14. Infatti, circa la metà degli animali esclusi quando ha esaminato istologicamente ha evidenziato la presenza di molteplici piccoli noduli. Questi potrebbero anche essere causata da un effetto aberrant del transgene inserito sui geni vicini nel genoma del mouse 14. Lo sviluppo di questo genere di anomalie non sono affatto specifiche per il Sftpc-rtTA e Tre-FGF9-IRES-EGFP topi doppio transgenici e quindi altri modelli di cancro al polmone potrebbe essere affetti da situazioni simili. Questa elevata incidenza di anormalità evidenzia ancora-più l'importanza dello screening pre-inserimento di topo, utilizzando micro-CT. Topi wild type naive non hanno mostrato alcun ombre anomale su micro-CT (Figura 1A).
In conclusione, abbiamo descritto un metodo che sfrutta una piccola macchina micro-CT animale per il rilevamento accurato e controllo dell'evoluzione dei noduli tumorali nei polmoni di un modello adenocarcinoma mouse. Diutilizzarlo per monitorare i cambiamenti in noduli nel corso del tempo, i dati più precisi possono essere raccolti, e un costo e decorso in tempi rapidi possono essere adattati.
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Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione-in-Aid da JSPS KAKENHI per AEH (Grant numero 25.461.196) e la tubercolosi (Numeri sovvenzione 23.390.218 e 15H04833) e National Institutes of Health sovvenzione HL111190 (DMO). Gli autori vorrebbero riconoscere Miyuki Yamamoto per i suoi sforzi per aiutare con la genotipizzazione degli animali e la preparazione di sezioni istologiche. Siamo grati alle Risorse ricerca in collaborazione, Facoltà di Medicina, Università di Keio per il supporto tecnico e reagenti.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| micro-X-ray–computed tomography | Rigaku | R_mCT2 | |
| NanoZoomer RS Digital Pathology System | Hamamatsu | RS C10730 | |
| NDP.view2 Viewing software | Hamamatsu | U12388-01 | http://www.hamamatsu.com/jp/en/U12388-01.html |
| Isoflurane Vaporizer - Funnel-Fill | VETEQUIP | 911103 | |
| Induction chamber, 2 L W9.5 × D23 × H9.5 | VETEQUIP | 941444 | |
| Isoflurane | Mylan | ES2303-01 | |
| AZD 4547 | LC Labratories | A-1088 | |
| Pentobarbital | Kyoritsu | SOM02-YA1312 | |
| G24 cannula | Terumo | SP-FS2419 | |
| Paraformaldehyde | Wako | 163-20145 | |
| Microtome | Leica | RM2265 | |
| Doxycycline | SLC Japan/PMI Nutrition International | 5TP7 | |
| ImageJ software | National Institute of health | http://imagej.nih.gov/ij/ | |
| Puralube vet ointment (Occular lubricant) | Dechra | NDC 17033-211-38 |
References
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