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Biology

Dissection und Flach Montage des Dreistachliger Stichling Branchiogene Skeleton

Published: May 7, 2016 doi: 10.3791/54056

Introduction

Eine unglaubliche Menge an Vielfalt existiert im Kopf Skelett unter den Wirbeltieren, vor allem unter den Fischen. In vielen Fällen erleichtert diese Vielfalt verschiedene Fütterungsstrategien 1. - 4. und größere Änderungen an externen und internen craniofacial Strukturierung beinhalten können. Die Kiemen Skelett wird intern in der Kehle eines Fisches angeordnet und umgibt den größten Teil der Mundhöhle. Die Kiemen Skelett besteht aus 5 seriell homologe Segmente, die vordere, von denen vier die Kiemen unterstützen. Zusammen wirken diese fünf Segmente als Schnittstelle zwischen Fisch und ihre Nahrung 5. Variation in einer Vielzahl von Merkmalen, einschließlich Kiemenreusen, Schlundzähne und Kiemen Knochen tragen zur effizienten Nahrungssuche auf verschiedenen Arten von Lebensmitteln.

Stichlinge haben eine adaptive Radiation nach Vorfahren ozeanischen Formen kolonisiert Süßwasserseen und Bäche in der gesamten nördlichen Hemisphäre erlebt. Die Verschiebung in der Ernährungvon kleinen Zooplankton im Ozean in Süßwasser auf größere Beute hat 6 in dramatischen trophic Variation in mehreren craniofacial Züge geführt. Während viele Studien über externe craniofacial Unterschiede in Stichlinge konzentriert haben 7-13, entwickeln wichtige craniofacial Änderungen wiederholt im internen Kiemen Skelett. Die Fähigkeit, zu schaffen fruchtbaren Hybriden zwischen morphologisch unterschiedlichen stickleback Populationen bietet eine hervorragende Gelegenheit, die genetische Grundlage entwickelte sich Änderungen an der Kiemen Skelett abzubilden.

Ein trophic Merkmal ökologischer Bedeutung ist die Strukturierung von Kiemenreusen, regelmäßige Hautknochen, die die vorderen und hinteren Flächen der Kiemen Knochen Linie und werden verwendet, um Beutetiere zu filtern. Fische , die normalerweise ernähren sich von kleinen Beutetieren sind in der Regel mehr zu haben und dichter Abstand Kiemenreusen im Vergleich zu Fischen , die 14,15 auf größere Beutetiere ernähren. Variation in Kiemenreusen wurde berichtet, beide within und zwischen den Arten 14-19 und Aspekte der Kiemenreuse Muster tragen zu trophischen Nischen und Fitness - 16. Jahrzehnte der Forschung haben ausführlich Kiemenreuse Nummer und Längenänderung in threespine Stichlinge 17 dokumentiert - 21; Allerdings konzentrieren sich diese Studien typischerweise in der ersten Reihe von Kiemenreusen. Neuere Arbeiten über die Kiemen Skelett 22,23 und über eine einzelne Zeile in Kiemenreuse 23 Abstand Modularität in der genetischen Kontrolle Kiemenreuse Nummer angezeigt und Länge 24 Hervorhebung der Bedeutung mehr zu studieren , als Zeile ein oder eine einzelne Kiemenreuse zu verstehen , die Entwicklungs genetische Basis der Kiemenreuse Reduktion.

Eine zweite trophische Merkmal sowohl ökologische und biomedizinische Bedeutung ist die Strukturierung von Schlundzähne. Zähne in Fischen kann sowohl in der Mundkiefer und im Kiemen Skelett, bekannt als Schlundzähne befinden. Oral Zähne sind in erster Linie für p verwendetrey erfassen , während Schlundzähne für Kauens und Beute Manipulation 25 verwendet werden - 27. Beide Sätze bilden über gemeinsame Entwicklungsmechanismen und sind entwicklungs homolog 28 betrachtet. Interessante Modularität tritt wobei einige Arten, wie Zebrabärbling, mangelnde Mund und Rückenschlundzähne 29 , während andere Spezies , die mehrere Zahn ceratobranchials haben, pharyngobranchials und manchmal basihyal verzahnten und hypobranchials 30. In Stichlinge sind Schlundzähne ventral am fünften ceratobranchial und dorsal auf den vorderen und hinteren pharyngobranchials 31 gefunden. Kinematics auf stickleback Fütterung zeigen die orale Kiefer ist in erster Linie für den Beutefang eingesetzt und erleichtert Saug Zuführung 9 Kauens zur Pharyngealia verlassen. In Cichliden, niedrigere Pharyngealia Morphologie variiert 32,33 dramatisch und wurde mit trophischen Nischen 34 adaptive und korreliert zu sein gezeigt. Multiweise Süßwasser stickleback Populationen dramatischen Anstieg der ventralen Schlundzähnezahl 23,35,36 entwickelt. Neuere Arbeiten haben gezeigt , dass die Entwicklung der genetischen Grundlage dieser entwickelte Zahn Verstärkung in zwei unabhängig voneinander abgeleitet Populationen von Süßwasser Stichlinge 36 weitgehend verschieden ist. Im Gegensatz zu Säugerzähne, regenerieren Fisch ihre Zähne kontinuierlich während des Erwachsenenlebens 37. Beide zuvor beschriebenen hohen Zahnsüßwasserpopulationen haben eine beschleunigte Zahnersatzrate entwickelt, ein seltenes wirbel System bietet die genetische Basis der Regeneration zu untersuchen 36.

Eine dritte trophische Eigenschaft , die immer wieder in Süßwasser Stichlinge entwickelt hat , ist länger epibranchial und ceratobranchial Knochen, die Kiemenbogen segmentale Homologe des Ober- und Unterkiefer bzw. 38. Längere Kiemen Knochen verleihen einen größeren Mundhöhle und sind wahrscheinlich adaptive für so dass größere Beute c zu seinonsumed. Darüber hinaus in andere Fische sind epibranchial Knochen wichtig für die Vertiefung der Rückenschlundzahnplatten 25. Wie Kiemenreusen und Schlundzähne sind die Kiemen Knochen interne und somit schwer zu leicht zu visualisieren oder zu quantifizieren.

Hier präsentieren wir ein ausführliches Protokoll zu sezieren und Flach montieren Kiemen Skelett, was eine einfache Visualisierung und Quantifizierung einer Vielzahl von wichtigen craniofacial Züge. Während dieses Protokoll eine stickleback dissection beschrieben, arbeitet dieses gleiche Verfahren auf einer Vielzahl von anderen Fischen.

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Protocol

Alle Fische Arbeit wurde von der Institutional Animal Care und Use Committee der University of California-Berkeley (Protokollnummer R330) zugelassen. Euthanasie wurde mit dem Eintauchen in 0,025% Tricaine-S mit 0,1% Natriumbicarbonat 39 gepuffert durchgeführt. Alle Schritte werden bei Raumtemperatur durchgeführt.

1. Vorbereitung

Hinweis: Führen Sie die Schritte 1,1-1,5 in konische Röhrchen oder Szintillationsgefäße, die dicht verschließen kann und horizontal verlegt werden. durch vorsichtiges Umdrehen oder Schütteln des Rack von Rohren oder Fläschchen zu belichten alle Seiten des Fisches auf der Färbungslösung und ermöglichen Fleck eindringen das Gewebe gleichmäßig wie möglich Fische brauchen nicht ständig geschüttelt werden, sondern versuchen, so oft die Lösung zu mischen. Sie nicht einen großen Stapel von Fisch auf einem Plattformschüttler platzieren, wie das hohe Gewicht der Flüssigkeit den Shaker brechen.

  1. Fix entweder frisch getöteten Fisch oder Fisch gelagert in Ethanol mit 10% neutral gepuffertem Formalin (NBF) über Nacht. Alternativ können Sie auch 4% ParaAldehyd in 1x PBS-Lösung anstelle von 10% NBF.
    Hinweis: Wenn DNA-Extraktion, befestigen einen kleinen Teil der Schwanz oder Brustflossen vor der Fixierung und lagern in Ethanol.
  2. Entsorgen Sie Fix ordnungsgemäß in einer chemischen Haube und ersetzen mit Leitungswasser (dh ~ pH 7,0) für 2 Stunden. Vermeiden Sie die Verwendung de-ionisiertes Wasser, wie es oft sauer sein können und Knochen entkalken kann.
  3. Entfernen Sie das Wasser und Flecken Fisch mit 0,008% Alizarin Red S in 1% KOH in Wasser für 24 Stunden. Für Fische weniger als 20 mm Standardlänge verwenden 0,004% Alizarin Red S. (Einen 100x (0,8%) Stammlösung von Alizarin Red S, die können dann verdünnt).
  4. Entfernen Fleck (in geeigneten Abfallbehälter in der Haube setzen) und legen Fisch in Leitungswasser für ein paar Stunden. Wechseln Sie das Wasser nach Bedarf, bis Wasserspülung meist klar.
  5. Entfernen Sie das Wasser und den Ort Fisch in 50% Glycerin, 0,25% KOH für leichte Reinigung und anschließender Trennung.
    Hinweis: Dieses Färbeprotokoll von zuvor beschriebenen Methoden modifiziert 40,41.

Hinweis: Siehe Abbildung 1 für eine Überprüfung der relevanten Kopfskelettmorphologie.

Abbildung 1
Abb . 1: Stickleback Kopf Skelettmorphologie Alizarin - Rot gefärbt Dreistachliger Stichling Kopf mit Fluoreszenz unter einem Satz Rhodamin B - Filter abgebildet wird . Nützliche Morphologie ist beschriftet: Op = Kiemendeckel, Subop = subopercle, BSR = Kiemenstrahlen, Preop = preopercle, Infraorb 1-3 = Infraorbital- 1-3 (auch genannt circumorbitals oder suborbitals), Dent = dentary, Premax = Prämaxillare, Max = Maxilla Nas, = nasal, Lat. ETHM = seitliche ethmoid, PSPH = Parasphenoid, Fron = Stirnbein. Für eine detailliertere Beschreibung der Kopfskelett stickleback siehe Anker (1974) 31. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version zu sehendiese Figur.

  1. Legen Sie den Fisch flach (2A) und legen Sie scharfe # 5 Uhrmacherzange in die Seite des Auges bei einer ~ 45 ° Winkel der Membran bedeckt , das Auge zu durchstechen.
  2. Ziehen Sie die Membran vom Auge weg, ähnlich wie ein Joghurt Deckel (2B) Peeling.
  3. Legen Sie offene Zange hinter dem Auge, halten den Sehnerv hinter dem Auge fassen, und entfernen Sie das Auge (Abbildung 2C). Das Auge nicht durchstechen, wie es Melanin undicht wird. Wenn punktiert, kann Melanin während weg späteren Schritten gewaschen werden.
  4. Wiederholen Sie auf der anderen Seite.
  5. Ausgehend von der hinteren, legen Sie eine kleine Sezieren Scherenblatt unter dem Kiemendeckel Klappe, ziehen Scherenblatt vom Rücken her über Kiemendeckel, dann schneiden Weichgewebe bis in die Augenhöhle (2D). Schneiden Sie dorsal der Kiemendeckel Knochen.
  6. Schneiden Sie das Stirnbein (dorsal der Augenhöhle) (Abbildung 2E).
  7. Schneiden Sie die Mittellinie Parasphenoid Knochen um ter Mitte der Augenhöhlen (2F).
  8. Wiederholen Sie Kiemendeckel Schnitt auf der gegenüberliegenden Seite.
  9. Setzen Sie Zange unter dem Kiemendeckel und ziehen Sie langsam das Gesicht weg vom Körper, jede Weichgewebe Trimmen noch angebracht (Abbildung 2G - H). Achten Sie darauf, nicht die erste Reihe der Kiemenreusen zu stören.
    1. Mit einer Pinzette lösen sich die ceratohyals auf beiden Seiten von der Mittellinie basihyal während Ablösen und Entfernen des vorderen kraniofazialen Skeletts (die gesamte Kiefer einschließlich der dentary, Prämaxillare und Oberkiefer, die gesamte hyoid Skelett einschließlich der Außenhautkiemendeckel, preopercle, subopercle und Kiemenstrahlen und die zugrunde liegenden dorsalen und ventralen endochondral Elemente, und der vordere Teil des Schädels einschließlich der nasalen, seitliche ethmoid und Infraorbital- Knochen, siehe Abbildungen 1 und 2 I).
    2. Becken- Stacheln aus dem Körper herausgeklappt werden kann und als Griff dienen zur Zange halten o greifenf, wenn vorhanden. Spines einrasten. Um die Sperre aufzuheben, ziehen Sie vorsichtig Wirbelsäule mit einer Pinzette aus Fischkörper direkt weg, dann sanft nach hinten biegen Wirbelsäule flach gegen Fisch zu drücken.
  10. Insert geschlossen Zange posterior und ventralen zur Kiemenskelett (knapp unter Darmrohr) und ziehen Zange nach vorn, um die verbleibenden Muskeln und Bänder necken auseinander an den Kiemenskelett (2J - K).
  11. Mit den Spitzen der geschlossenen Zange, kratzen die Muskeln Befestigung des dorsalen Kiemen Skelett ventralen Hirnschale in einer posterior anterior (Abbildung 2 l) entfernt.
  12. Wiederholen 2.9 und 2.10 auf der gegenüberliegenden Seite.
  13. Fassen Sie die Basis des Darmrohr und ziehen nach vorn die Kiemen Skelett und Darmrohr (Abbildung 2 M - N) zu entfernen.
  14. Trennen Sie die Darmröhre durch einen senkrechten Schnitt hinter dem Ende des fünften ceratobranchial machen (Abbildung 2O
  15. Nach dem Entfernen eines dorsalen Schnitt (Schneiden von vorne nach hinten) zwischen den bilateralen Sätze von Dorsalzahn Platten (- D 3A) alle verbleibenden Knochenfragmente aus der Hirnschale auf der Rückenseite des Kiemen Skelett, legen Schere in den Kiemenkorb zu machen. Stellen Sie sicher, Schnitt zentriert Platten eine Beschädigung der Dorsalzahn zu vermeiden.
  16. Machen Sie zwei flache seitliche Schnitte in den gummiDarmLumen am hinteren Ende des Kiemen Skelett (vordere Ende der Darmrohr) mit dem Öffnen der Kiemen Skelett (Abbildung 3E) zu unterstützen.
  17. Legen Sie Fisch und alle Gewebestücke in ein Gefäß und stellen Sie das Kiemen Skelett in einem Mikrozentrifugenröhrchen mit 50% Glycerin, 0,25% KOH auf sanfte Lichtung weiter, oder 100% Glycerin, wenn keine weiteren Clearing erforderlich ist. Label Gläser und Röhren mit einer eindeutigen Kennung, so dass sie verfolgt werden. Die erforderliche Menge des Clearing ist weitgehend abhängig von der Größe der Fische, große ausgewachsene Fische (über 40 mm in Standardlänge) benötigen in der Regel zusätzliche Clearing.

Figur 2
Abbildung 2:. Stickleback Kiemen Skelett Dissektion Alizarin Red gefärbt Dreistachliger Stichling Fisch für die Präparation bereit. Das Auge wird von umfangreichen Clearing depigmented. Blaue Pfeile zeigen die Richtung der Bewegung. (A) Seitenansicht von stickleback Kopf, ist vorne nach rechts. (B) Entfernung von Membran , die das Auge abdeckt. (C) Entfernen des Auges. (D) dorsale Schnitt über dem Kiemendeckel. (E) Frontal Knochen geschnitten. (F) Parasphenoid geschnitten. (G - I) Die Entfernung des Gesichtsschädels. (J) Entfernung von ventralen Kiemen Skelett Weichgewebe - Verbindungen. (K - L) Entfernung von dorsalen Kiemen Skelett - Verbindungen. (<strong> M - N) Die Entfernung des Kiemen Skelett. (O) Trennen Sie das Darmrohr aus dem Kiemen Skelett. Siehe Schritte 2.1 bis 2.16 für weitere Details. Maßstabsbalken = 5 mm. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

3. Branchiogene Skeleton Re-Färbung (falls erforderlich)

  1. Um die Kiemen Skelett dunkler oder klar Gewebe mehr Fleck, entfernen Sie 50% Glycerin, 0,25% KOH-Lösung und Waschen mit 1% KOH zweimal (eine 5 Minuten waschen, gefolgt von einer zweiten 24-Stunden-Wasch während sie horizontal auf einer Plattform Schüttler Schütteln).
  2. Entfernen 1% KOH und re-Fleck mit 0,008% Alizarin Red S in 1% KOH für 24 Stunden.
  3. Entfernen Fleck und ersetzen mit 1% KOH für 24 Stunden.
  4. Entfernen KOH-Lösung und ersetzen mit 50% Glycerin, 0,25% KOH.

4. Montage Branchiogene Skeleton

  1. Entfernen Kiemenskelettvon 50% Glycerin, 0,25% KOH oder 100% Glycerin und Ort in der Nähe der Unterseite eines 22 mm x 60 mm Deckglas mit der Rückenseite nach oben (Abbildung 3F). Fügen Sie ein paar Tropfen 50% Glycerin, 0,25% KOH oder 100% Glycerin oben auf Kiemen Skelett. Wenn Übergang von 50% Glycerin, 0,25% KOH auf 100% Glycerin, ändern Lösung in einem Mikrozentrifugenröhrchen und schütteln> 5 min vor der Montage Gewebe äquilibrieren.
  2. Ausrollen zwei kleine Kugeln aus Modelliermasse und auf beiden Enden des Deckglases als Abstandshalter wirken.
  3. Platz locker ein zweites Deckglas auf der Oberseite mit genügend Druck , um den vorderen Kiemen Skelett (Abbildung 3G) zu glätten.
  4. Peel Öffnen Sie die linke Dorsallappen einschließlich Dorsalzahn Platten, glätten und Gleiten zwischen den Deckgläsern (3H).
  5. Wiederholen Technik mit rechten dorsalen Klappe und schieben gesamten Kiemen Skelett weg vom Rand des Deckglases (Abbildung 3I).
    1. Ändernnativ, halten Sie beide Klappen dorsalen offen mit einer Pinzette vorsichtig das Deckglas legen auf, die Kiemen Skelett in einer geschmeidigen Bewegung Abflachung.
    2. Alternativ montieren Sie die Kiemen Skelett Kopf nach unten auf ein Deckglas, jede Rückenseite Spreizen aus seitlich so die Schwerkraft ist nicht der Kiemen Skelett wieder nach oben zu schließen. Dann decken Sie mit dem zweiten 22 mm x 60 mm Deckglas und prep invertieren.
      Hinweis: Unterschiedliche Montagetechniken besser zu arbeiten neigen oder schlechter für jeden Einzelnen. Versuchen Sie, jeden und sehen, was am angenehmsten ist.
  6. Drücken Sie leicht auf Deck Lehmkugeln genug zu halten, die Kiemen Skelett montiert flach, aber darauf achten, nicht zu glätten um die Probe zu zerkleinern.
    1. Während des Montageprozesses kann ceratobranchials drehen und eine Reihe von rakers verschleiern. Abhilfe dies durch die Zange zwischen den Deck Gleiten und zum erneuten Ausrichten der ceratobranchials oder ganze Kiemen Skelett.
  7. Shop PREPS flach in Diamagazinen bei room Temperatur. Montiert in 100% Glycerin, kann preps zwischen überbrückten Deck für mindestens zehn Jahre gelagert werden. Saubere Pinzette und Schere mit Isopropanol oder Ethanol und Abdeckung Spitzen.

Figur 3
Abbildung 3:. Flache Montage des Kiemen Skelett Manipulation und Montage des Kiemen Skelett dargestellt. Blaue Pfeile zeigen die Richtung der Bewegung. (A) Branchiogene Skelett Rückenseite nach oben. (B - D) Rotation und Einschnitt zwischen den Dorsalzahn Platten. (E) Lateral Schnitt in weichem Gewebe weiter zu öffnen Sie die Basis des Darmrohr. (F) Branchiogene Skelett am unteren Rand des Deckglases gelegt bereit für die Montage. (G) der zweiten Deckglas auf der vorderen Hälfte des Kiemen Skelett gelegt (über Dorsalzahn Platten). (H - I)Flache Montage des Kiemengerüst durch Öffnen Dorsalzahn Plattenklappen und Gleiten zwischen zwei Deckgläsern. Siehe Schritte 4.1 bis 4.6 für weitere Details. Maßstabsbalken = 5 mm. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Representative Results

Dieses Protokoll führt zu einer seziert und flach montiert Kiemenskelett (Abbildung 4) , wo eine Vielzahl von wichtigen trophischen Merkmale quantifiziert werden können. Aus einer Rückenansicht werden alle Zeilen von Kiemenreusen, alle Zahnschlundplatten und fast alle Kiemen Knochen leicht sichtbar gemacht und quantifiziert 22 werden kann - 24,35,36,38,42. Alizarin Red S fluoresziert auch auf einem Rhodamin oder einem ähnlichen Rotfilter ermöglicht Doppelmarkierung mit anderen Markern (zB transgene GFP 42) und einem alternativen Verfahren zur Visualisierung. Die Fluoreszenz schnell verblasst im Licht, so speichern PREPS im Dunkeln, wenn Fluoreszenz-Bildgebung oder Phänotypisierung geplant. Aus einer ventralen Ansicht können die Kiemen sichtbar gemacht und ihre Pigmentierung 43 quantifiziert werden. Preps können in 100% Glycerin für Jahre gelagert werden.

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Abbildung 4:. Repräsentative stickleback Kiemen Skelett Zwei Beispiele von gefärbten und gelöscht Kiemen Skelette gezeigt. (A) Hellfeldbild zeigt Knochen rot markiert. (B) Fluoreszenzbild unter einem Rhodamin B - Filtersatz. Beispiele für Reusen, Zähne und Knochen sind beschriftet mit Carets, Pfeilspitzen und Sternchen sind. Maßstabsbalken = 2 mm. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Potassium Hydroxide (KOH) EMD PX1480-1
Glycerol Sigma-Aldrich G7893-4L
10% Neutral Buffered Formalin (NBF) Azer Scientific NBF-4-G
Alizarin Red S EMD AX0485-3
Microscope Cover Glasses 22 mm x 60 mm VWR 16004-350
100 mm x 10 mm Glass Petri Dish Kimble Chase 23064-10010 To dissect samples on
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Can be poured into glass or plastic Petri dishes to make dissecting plates
Modeling Clay Sargent Art 22-4000 1 lb cream
Scintillation Vials (case of 500) Wheaton 986586 Borosilicate Glass with Screw Cap
Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) FST 11252-20 Dumostars are an alternative
Dissecting Scissors  FST 15003-08 Alternate sizes are available depending on size of sample
Dissecting Microscope Leica S6E with KL300 LED Many other models work nicely, having a flat base helps
Microcentrifuge Tubes 1.7 ml Denville C2170
Cardboard slide tray Fisher 12-587-10

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References

  1. Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
  2. Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
  3. Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
  4. Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
  5. Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
  6. Bell, M., Foster, S. The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , Oxford University Press. New York. (1994).
  7. Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
  8. Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
  9. McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
  10. McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
  11. Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
  12. Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
  13. Jamniczky, H. a, Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
  14. Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
  15. Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
  16. Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
  17. Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
  18. Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
  19. McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
  20. Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
  21. Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
  22. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
  23. Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  24. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
  25. Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
  26. Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
  27. Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
  28. Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
  29. Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
  30. Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
  31. Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
  32. Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
  33. Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
  34. Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
  35. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  36. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
  37. Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
  38. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
  39. Leary, S., et al. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , American Veterinary Medical Association. Schaumburg, IL. (2013).
  40. Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
  41. Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
  42. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  43. Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
  44. Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
  45. Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).

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