Summary

Dissection ו-הרכבה שטוחה של שלד Threespine קוצן branchial

Published: May 07, 2016
doi:

Summary

The branchial skeleton, including gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones, serves as the primary site of food processing in most fish. Here we describe a protocol to dissect and flat-mount this internal skeleton in threespine sticklebacks. This method is also applicable to a variety of other fish species.

Abstract

The posterior pharyngeal segments of the vertebrate head give rise to the branchial skeleton, the primary site of food processing in fish. The morphology of the fish branchial skeleton is matched to a species’ diet. Threespine stickleback fish (Gasterosteus aculeatus) have emerged as a model system to study the genetic and developmental basis of evolved differences in a variety of traits. Marine populations of sticklebacks have repeatedly colonized countless new freshwater lakes and creeks. Adaptation to the new diet in these freshwater environments likely underlies a series of craniofacial changes that have evolved repeatedly in independently derived freshwater populations. These include three major patterning changes to the branchial skeleton: reductions in the number and length of gill raker bones, increases in pharyngeal tooth number, and increased branchial bone lengths. Here we describe a detailed protocol to dissect and flat-mount the internal branchial skeleton in threespine stickleback fish. Dissection of the entire three-dimensional branchial skeleton and mounting it flat into a largely two-dimensional prep allows for the easy visualization and quantification of branchial skeleton morphology. This dissection method is inexpensive, fast, relatively easy, and applicable to a wide variety of fish species. In sticklebacks, this efficient method allows the quantification of skeletal morphology in genetic crosses to map genomic regions controlling craniofacial patterning.

Introduction

סכום מדהים של מגוון קיים בשלד הראש בין חוליות, במיוחד בקרב דגים. במקרים רבים המגוון הזה הופך לפשוט אסטרטגיות האכלה שונות 1 4, והוא יכול לכלול שינויים משמעותיים הוא דפוסי craniofacial חיצוניים ופנימיים. שלד branchial ממוקם באופן פנימי בגרון של דג והמקיף ביותר של חלל buccal. שלד branchial מורכב 5 מקטעים הומולוגיים סדר, הקדמיים וארבעת מהם לתמוך הזימים. יחד חמישה קטעים אלה כממשק בין דגים ופירות שלהם 5. וריאצית שפע של תכונות כולל rakers זימים, שיני בלוע, ועצמות branchial לתרום ליקוט יעיל על סוגים שונים של מזון.

הקוצנים עברו קרינה אדפטיבית לאחר צורות אושיאניק האבות יישבו אגמי מים מתוקים ונחלים ברחבי חצי הכדור הצפוני. המעבר בתזונהמ זואופלנקטון קטן באוקיינוס ​​כדי טרף גדול במים מתוקים הביא וריאציה trophic דרמטית תכונות כמה craniofacial 6. בעוד מחקרים רבים התמקדו על הבדלי craniofacial חיצוניים הקוצנים 7 13, שינויי craniofacial חשובים להתפתח שוב ושוב בשלד branchial הפנימי. היכולת ליצור כלאיים פורים בין אוכלוסיות קוצן ברורות מורפולוגית מספקת הזדמנות מצוינת כדי למפות את הבסיס הגנטי של שינויים התפתחו עד שלד branchial.

תכונה אחת trophic של משמעות אקולוגית היא הדפוסים של rakers זימים, עצמות עורי תקופתיות המרפדות את פניהם הקדמיים וגם אחוריים של עצמות branchial ומשמשים לסנן פריטים טרפים. דגים כי בדרך כלל ניזונים טרף קטנים נוטים להיות יותר ויותר בצפיפות הזימים במרווחים rakers לעומת דגים הניזונים טרף גדול יותר 14,15. וריאציה rakers הזימים דווחה הן within ובין מיני 14-19, והיבטים של דפוסי מגרפות זימים לתרום נישות trophic וכושר 16. עשרות שנים של מחקר תיעדו בהרחבה מספר זיז הזים וריאציה בהרחבה הקוצנים threespine 17 21; עם זאת, מחקרים אלה מתמקדים בדרך כלל בשורה הראשונה של rakers זימים. מחקר שנערך לאחרונה הוכיח מודולריות בבקרה הגנטית של מספר מגרפות זימים פני שלד branchial 22,23 ועל פני שורה אחת מגרפות זימים ריווח 23 ואורך 24 המדגיש את החשיבות של לימוד יותר משורה אחת או מגרפות זימים אחת להבין את בסיס גנטי ההתפתחותי של הפחתת מגרפות זימים.

אחת מתכונותיהן trophic שניות של שניהם המשמעות האקולוגית ביו הן הדפוסים של שיניים בלועות. שיני דגים יכולות להיות ממוקמות בשני הלסת האוראלית בשלד branchial, המכונות שיני בלוע. שיני Oral משמשות בעיקר עמ 'rey ללכוד בשיניים בלוע משמשים מניפולציה לעיסה וטרף 25 27. שתי הסדרות יוצרים באמצעות מנגנונים התפתחותיים משותף ונחשבים מבחינה התפתחותית הומולוגיים 28. מודולריות מעניין מתרחש תוך שלחלק מינים, כגון דג זברה, שיני בלוע פה ועל גב חוסר 29 בעוד מינים אחרים ceratobranchials מספר שיניים, pharyngobranchials, ולפעמים שיני basihyal ו hypobranchials 30. בשנת הקוצנים, שיניים בלוע נמצאים ventrally על ceratobranchial ו dorsally החמישי על הקדמי וגם האחורי pharyngobranchials 31. קינמטיקה על האכלת קוצן להראות הלסת האוראלית משמשת בעיקר עבור לכידת טרף והקלת האכלת יניקת 9 עוזב לעיסה ללסת הבלוע. בשנת ציקלידים, מורפולוגיה הלסת בלוע התחתון משתנה באופן דרמטי 32,33 ו הוכח להיות אדפטיבית בקורלציה עם נישה trophic 34. רַבאוכלוסיות קוצן מים מתוקים ple התפתחו מגדילה דרמטית במספר שן בלוע גחון 23,35,36. מחקר שנערך לאחרונה הוכיח כי הבסיס הגנטי ההתפתחותי של רווח השן התפתח זה הנו ייחודי, בעיקר בשתי אוכלוסיות נגזרות עצמאי של הקוצנים מים מתוקים 36. בניגוד שיניים יונקים, דגים להתחדש שיניהם ברציפות לאורך החיים הבוגרים 37. שתי אוכלוסיות מים מתוקות שיניים גבוהות שתוארו לעיל אלה התפתחו בקצב החלפת שן מואץ, ובכך יוצרים מערכת החולייתנים נדירה לחקר הבסיס הגנטי של התחדשות 36.

אחת מתכונותיהן trophic שלישי התפתח שוב ושוב הקוצנים מים מתוקים ארוכה עצמות epibranchial ו ceratobranchial, את homologs קשת המגזרי branchial של הלסת העליונה והתחתונה, בהתאמה 38. עצמות branchial ארוכות להעניק חלל buccal גדול וסבירות הם אדפטיבית על שאפשרו פריטי טרף גדולים להיות גonsumed. יתר על כן, בדגים אחרים, עצמות epibranchial חשובות לדיכאון של צלחות שן בלוע הגבה 25. כמו זיז זים ושיני בלוע, עצמות branchial הן פנימיות ולכן, קשה לדמיין או לכמת בקלות.

כאן אנו מציגים פרוטוקול מפורט לנתח שטוח הר שלד branchial, המאפשרים הדמיה קלה וכימות של מגוון תכונות craniofacial חשובים. בעוד פרוטוקול זה מתאר לנתיחת קוצן, באותה שיטה זו פועלת על מגוון רחב של דגים אחרים.

Protocol

כל העבודה דגים אושרה על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש מאוניברסיטת קליפורניה-ברקלי (מספר פרוטוקול R330). המתת חסד בוצעה באמצעות טבילה 0.025% Tricaine-S שנאגרו עם 0.1% נתרן ביקרבונט 39. כל השלבים מבוצעים בטמפרטורת החדר. 1. הכנה <p style=";text-align:r…

Representative Results

תוצאות פרוטוקול זה שלד branchial רכוב גזור ושטוח (איור 4) שבו מגוון של תכונות תזונתיות חשובות ניתן לכמת. מתוך תפיסת גב, כל השורות של rakers זימים, כל צלחות השן בלועה, וכמעט כל עצמות branchial ניתן מדמיינים בקלות לכמת 22 – 24,35,36,38,42. Alizarin ?…

Discussion

The branchial skeleton is a complex set of bones in the throat of a fish that manipulates, filters, and masticates food items on their way to the esophagus. Many interesting trophic traits including the patterning of gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones vary across and within species. The majority of these traits are difficult to near impossible to accurately measure with the branchial skeleton in situ (e.g., gill raker length, branchial bone length). This flat-mounting protocol places all…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was funded in part by NIH R01 #DE021475 to CTM and an NSF Graduate Research Fellowship to NAE. Thanks to Miles Johnson for assistance with imaging and Priscilla Erickson for critical reading of the manuscript.

Materials

Sodium Hydroxide (KOH) EMD PX1480-1
Glycerol Sigma-Alderich G7893-4L
10% Neutral Buffered Formalin (NBF) Azer Scientific NBF-4-G
Alizarin Red S EMD 116-12
Microscope Cover Glasses 22x60mm VWR 16004-350
100x10mm Glass Petri Dish Kimble Chase 23064-10010 To dissect samples on
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Can be poured into glass or plastic petri dishes to make dissecting plates
Modeling Clay Sargent Art 22-4000 1lb cream
Scintillation Vials (case of 500) Wheaton 66021-668 Borosilicate Glass with Screw Cap
Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) FST 11252-20 Dumostars are an alternative
Dissecting Scissors  FST 15003-08 Alternate sizes are available depending on size of sample
Dissecting Microscope Leica S6E with KL300 LED Many other models work nicely, having a flat base helps
Microcentrifuge Tubes 1.7mL Denville C-2170
Cardboard slide tray Fisher 12-587-10

References

  1. Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
  2. Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
  3. Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
  4. Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
  5. Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
  6. Bell, M., Foster, S. . The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , (1994).
  7. Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
  8. Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
  9. McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
  10. McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
  11. Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
  12. Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
  13. Jamniczky, H. a., Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
  14. Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
  15. Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
  16. Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
  17. Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
  18. Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
  19. McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
  20. Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
  21. Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
  22. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
  23. Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  24. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
  25. Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
  26. Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
  27. Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
  28. Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
  29. Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
  30. Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
  31. Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
  32. Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
  33. Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
  34. Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
  35. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  36. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
  37. Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
  38. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
  39. Leary, S., et al. . AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , (2013).
  40. Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
  41. Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
  42. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  43. Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
  44. Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
  45. Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).

Play Video

Cite This Article
Ellis, N. A., Miller, C. T. Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton. J. Vis. Exp. (111), e54056, doi:10.3791/54056 (2016).

View Video