Summary
Этот протокол описывает использование инерциальной микрофлюидики на основе стратегии буфер обмена для очистки микро / наночастиц сконструированные клетки с эффективным истощению несвязанных частиц.
Abstract
Инженерные клетки с активным ингредиентом загруженным микро / наночастиц (NPS) становится все более популярным методом для повышения нативные терапевтические свойства, позволяют био визуализации и контроля клеточного фенотипа. Критическим еще недостаточно поставленный вопрос, является значительное количество частиц, которые остаются несвязанными после мечения клеток, которые не могут быть легко удалены с помощью обычного центрифугирования. Это приводит к увеличению био фонового изображения шума и могут придавать трансформирующие эффекты на соседние не-клеток-мишеней. В этом протоколе, мы представляем инерциальную микрофлюидики стратегию на основе буфера обмена называется, как Дин Flow фракционирования (DFF) эффективно отделить меченые клетки от свободных NPs в высокой пропускной способности способом. Разработанная спираль Микроприбор облегчает непрерывный сбор (> 90% восстановления клеток) очищенных клеток (THP-1 и МСК), взвешенных в новом буферном растворе, при достижении> 95% истощение несвязанного флуоресцентного красителя или красителя загружены NPs (SilВСА или PLGA). Этот одноступенчатый, размер на основе стратегии очистки кювет позволяет использовать пропускную способность обработки высокой клетки (10 6 клеток / мин) и является весьма полезным для очистки клеток большого объема микро / наночастиц инженерии клеток для достижения без помех клинического применения.
Introduction
Инженерной клетки агентом загруженным микро / наночастиц (NPS) представляет собой простой, геномная интеграция свободной и универсальный метод для повышения способности биоимиджинга и увеличить / дополнить свои собственные лечебные свойства в регенеративной медицине. 1-3 Клеточные модификации достигается путем маркировки плазменной мембраны или цитоплазмы с избыточной концентрацией агента загружены NPs насытить сайты связывания. Тем не менее, основным недостатком этого метода является значительное количество несвязанных частиц , оставшихся в растворе после процессов маркировки клеток, которые потенциально могут посрамить точной идентификации частиц инженерии клеток или усложняют результаты лечения. 4,5 Кроме того, воздействие NPs содержащих преобразующей агенты (факторы роста, кортикостероиды и т.д.) , при слишком высокой концентрации может привести к цитотоксичности и неверно направленное воздействие может вызвать непредсказуемые последствия на нецелевые клетки. Даже частицы носители, содержащие OF "биосовместимые" материалы [например, поли (молочной и гликолевой кислоты), ПЛГА] может подстрекать сильнодействующие реакцию иммунных клеток при определенных условиях, а. 6 Это особенно рискованными у лиц с ослабленным иммунитетом (например, ревматоидный артрит) , которые потенциально задержки системный наночастицами зазор. 7 Таким образом, эффективное удаление свободных частиц до введения частиц инженерии клеток имеет большое значение , чтобы минимизировать профиль токсичности и уменьшить неверно направленное воздействие частиц агента загруженным в естественных условиях.
Обычные центрифугирование в градиенте часто используется, чтобы отделить сконструированные клетки от свободных частиц, но является трудоемким и работать в пакетном режиме. Кроме того, касательные напряжения , испытываемые клеток при высокоскоростном центрифугировании и составляющих градиента плотности среды может поставить под угрозу целостность клеток и / или повлиять на поведение клеток. 8 Микрофлюидикс является привлекательной альтернативой с SEVEral технологии разделения включая детерминированной бокового смещения (DLD) 9, dieletrophoresis 10,11 и acoustophoresis 12 , разработанная для разделения мелких частиц и буфера обмена приложений. Однако эти методы страдают от низкой пропускной способностью (1-10 мкл · мин - 1) и склонны к засорению проблем. Активные разделений, такие как диэлектрофореза на основе методов требуют также различия в собственных фенотипов dielectrophoretic клеток или дополнительных шагов маркировки клеток для достижения разделения. Более перспективный подход включает в себя инерциальную микрофлюидики - боковое перемещение частиц или клеток через упорядочивает сосредоточиться на различных позициях из - за доминирующих сил подъема (F L) при высоких числах Рейнольдса (Re) 13 Благодаря своим условиям высокого потока и превосходное разрешение размера. , она часто эксплуатировались размера на основе разделения клеток 14,15 и буферных приложений обмена. 16-18 Howeveг, обмен буфер производительность остается на низком уровне с ~10-30% загрязняющего раствора , как выделенные клетки обычно остаются близко к границе между первоначальным и новым буферных растворов. 16-18 Что еще более важно, распределение размеров клеток - мишеней должен быть похож на достижение точная инерциальная фокусировка и разделение от первоначального буферного раствора , который создает проблему , особенно при обработке гетерогенных размеров типов клеток , таких как мезенхимальных стволовых клеток (МСК). 19
Ранее мы разработали новый метод сортировки инерциальная микрофлюидики клеток называется Dean Flow фракционирования (DFF) для выделения циркулирующих опухолевых клеток (ЦОК) 20 и 21 бактерии из цельной крови с использованием 2-наливной, 2-выпускную спиральное устройство микроканальных. В этом видео-протокол, мы опишем процесс маркировки ТНР-1 (острый моноцитарный лейкоз линия клеток человека) суспензии моноцитов (~ 15 мкм) и ПКЦ (10-30 мкм) с кальцеиновой-лтины NPs, с последующим изготовлением и эксплуатацией спиральной микроустройство DFF для эффективного извлечения меченых клеток и удаления несвязанных NPs. 22 Эта одна стратегия стадия очистки обеспечивает непрерывное восстановление меченого подвески и прилипшие клетки суспендируют в свежей буферном растворе без центрифугирования. Кроме того, он может обрабатывать до 10 миллионов клеток · мл -1, плотность клеток , поддающихся для применения в регенеративной медицине.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Наночастицы (NPS) Маркировка мезенхимальных стволовых клеток и моноцитов
- Культура мезенхимальные стволовые клетки (МСК) в среде Игла в модификации Игла (DMEM) с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и антибиотиков до ≥80% сплошности до маркировки. Точно так же, культура ТНР-1 клетки (ATCC) в Институте Roswell Park Memorial (RPMI) 1640 , дополненной 10% FBS до плотности ~ 10 6 клеток / мл.
- Нагрузка кремнезема NPs (~ 500 мкм) с раствором кальцеин красителя (200 мкМ) с использованием перемешивания в течение ночи. Изготовить PLGA-кальцеина AM (CAM) с использованием протокола , описанного ранее. 22
- Растворить 250 мкг кулачком и 100 мг PLGA (50:50) в хлороформе при температуре 4 ° С.
- Генерация одиночных NPS эмульсии с использованием высокоскоростного гомогенизатора (13600 XG, 60 сек) при комнатной температуре. Упаривают хлороформа в химической вытяжкой (≥3 ч) до сбора с помощью центрифугирования (3,400 мкг в течение 5 мин), мытья (двойные Distiзаполненными водой), сублимационной сушки и хранения в -20 ° C.
- Выдержите CAM-PLGA NPS (1 мг) или Кальцеин кремнеземные NPS (150 мкг) в 0,01% поли-L-лизина (ФАПЧ) при комнатной температуре в течение 15 - 20 мин.
- Центрифуга при 3,400 мкг в течение 5 мин для удаления избытка ФАПЧ супернатант до того NPS ресуспендирования в 1 мл соответствующей культуральной среды.
- Инкубируйте NPS с клетками (ПКЦ или ТНР-1, ~ 1 - 2 × 10 6 клеток в общей сложности) в течение приблизительно 24 ч (0,1 мг · мл -1 концентрации этикетирование).
- Диссоциируют и урожай меченых прилипших MSCs с использованием 2 мл 0,25% трипсина (5 мин, 37 ° C) и гасили 6 мл DMEM. Спин вниз клетки при (1000 XG, 4 мин) и ресуспендируют до концентрации 10 5 - 10 6 клеток / мл для микрожидком обработки. Использование меченых клеток ТНР-1 (10 5 - 10 6 кл / мл) непосредственно для очистки микрофлюидики.
2. Подготовка микрожидкостных устройств
- Изготовление устройств
- Изготовить микрожидкостных спиральное устройство (500 мкм (W) × 115 мкм (Н)) с полидиметилсилоксан (PDMS) из коммерческого набора , используя стандартные мягкие шаги литографии. 23
- Смешайте 30 г базового форполимера и 3 г отвердитель тщательно в взвешенную лодочку. Де-газ смесь в эксикаторе в течение 60 мин, чтобы удалить воздушные пузырьки.
- Поток смесь PDMS на мастер-формы, кремниевой пластины с узорной конструкции спирального канала тщательно к высоте ~ 5 - 10 мм.
- Де-газ смесь в эксикаторе в вакууме в течение 60 мин еще раз, чтобы удалить пузырьки воздуха. Повторите процесс, пока все пузырьки не будут устранены.
- Вылечить смесь PDMS в качестве C духовке 80 ° С в течение 2 ч, пока PDMS не установлен. Убедитесь, что пластина не перекошена в процессе отверждения, чтобы иметь постоянную высоту устройства.
- Вырежьте спиральное устройство PDMS с помощью скальпеля и тщательно очистить плиту PDMS от мастера формы.
- Трим края устройства с помощью скальпеля, чтобы обеспечить гладкую поверхность для склеивания.
- Удар два отверстия (1,5 мм) для входных отверстий и два отверстия (1,5 мм) для выходов на устройстве PDMS с помощью перфоратора биопсии 1,5 мм.
- Промыть устройство с изопропиловым спиртом (IPA), чтобы удалить любой мусор и высушить устройство в печи 80 ° С в течение 5 мин.
- Очистите нижнюю поверхность PDMS устройства (с особенностями канала), используя клейкую ленту.
- Чистая одна сторона предметного стекла (2 "3") с помощью липкой ленты.
- Осторожно поместите и подвергать очищенные поверхностей PDMS устройства и стекло в камере пылесоса плазмы и подвергать их вакуумом в течение 60 сек. Затем включите питание плазмы максимальное и понизить давление в камере, пока камера не станет розовым цветом.
- Защиту поверхности в воздушной плазмы в течение 60 сек. Плазмы создает реактивный вид на открытых поверхностях PDMS и стекла, которое обеспечивает плотное соединение при приведении в физикоаль контакт. Выключите питание плазмы и отпустите давление со стороны очистителя плазмы для извлечения слайд устройства и стекла.
- Бонду устройство PDMS и предметное стекло вместе, нажав плазменном открытые поверхности плотно и обеспечить, чтобы не было пузырей в ловушке между двумя поверхностями.
- Нагреть присоединенную прибор используя конфорку установленный при температуре 80 ° С в течение 2 ч, чтобы усилить соединение.
- Эксплуатация устройства
- Отрежьте два куска трубы (1,52 мм ОП) ~ 15 - 20 см для впускных шприцев и прикрепить шприц наконечник (калибр 23) на одном конце каждой трубки.
- Отрежьте два куска трубы (1,52 мм ОП) ~ 5 - 10 см для розеток и прикрепить к выходным отверстиям устройства PDMS.
- До образца хода, вручную простое устройство с помощью шприца, содержащего 70% этанола до тех пор, пока не вытечет из выпускной трубки. Разрешить сидячую этанола в течение 30 сек до 1 мин для стерилизации устройства.
- Загрузите 30 мл фильтруется(0,2 мкм пор) буферная оболочка (забуференный фосфатом физиологический раствор (PBS), с 0,1% бычьим сывороточным альбумином (БСА)) в 60 мл шприц и обеспечить шприц на шприцевой насос. Установите насос на правильные настройки (размер шприца: 60 мл, Volume: 60 000 мкл).
Примечание: Добавление BSA в PBS, чтобы свести к минимуму клетка-клетка связывания и неспецифического связывания между клетками и устройством PDMS. - Нагрузка 3 мл меченых клеток в 3 мл шприца и закрепить шприц на отдельном шприцевой насос. Установите насос на правильные настройки (размер: Шприц 3 мл, Объём: 3000 мкл).
- Убедитесь, что пузырьки воздуха не попали в шприцы, чтобы обеспечить стабильный поток. Удалите любые воздушные пузырьки, осторожно выбрасывания несколько капель жидкости из сопла.
- Соедините кончики на входе шприца и трубки к шприцам, и вставьте их в соответствующие входы устройства (оболочки и на входе пробы). Убедитесь в том, что нет никаких пузырей вдоль трубки.
- Установите устройства на перевернутогое изд фазового контраста микроскопа для визуализации в режиме реального времени во время процесса сортировки клеток.
- Безопасные небольшой химический стакан отходов и две 15 мл пробирки близко к устройству на столике микроскопа с помощью клея.
- Поместите выпускной тюбинги в стакан отходов.
- Установите соотношение потока для образца в буфер оболочки до 1:10 и начать оба шприцевые насосы, чтобы инициировать процесс сортировки (Пример: 120 мкл / мин для образца шприца и 1200 мкл / мин для шприца оболочки; скорость потока канала ~ 0,38 м / сек ).
- Запуск устройства в течение 1,5 мин для скорости потока для стабилизации. Это может быть подтверждено наличием инерционно сфокусированных клеток вблизи канала внутренней стенки под ярко-поле с фазовым контрастом с помощью камеры высокоскоростной (~ 5000 - 10000 кадров в секунду (FPS), время экспозиции: 10-50 мксек).
- Установить выпускной тюбинги в разные пробирки для сбора элюентов из розетки клеток и выхода отходов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
После мечения клетки с био визуализации агента загруженным NPs в течение ночи, меченые клетки (содержащие свободные частицы) собирают и очищают с помощью DFF спиральной микроустройство для удаления свободных NPS в одном процессе шаг (рисунок 1А). 2-впуск, 2-розетка спиральная Микроканал разработан инженерного программного обеспечения и микроизготовленном использованием SU-8 фоторезиста. Узорной кремниевой пластины затем используется в качестве шаблона для PDMS реплики формования с использованием мягких методов литографии (рис 1б). Для выполнения сортировки клеток, образец клеток перекачивается во внешнюю пневморозетки спиральной микроустройство в то время как внутренняя пневморозетка проходит свежий буферный раствор с более высокой скоростью потока (1:10), зажимая поток пробы клеток. Разделение достигается за счет инерциальная фокусировка больших меченых клеток на внутренней стенке и ловушкой Дина-индуцированной рециркуляции небольших несвязанных NPs направлению к наружной стенке (фиг.2А). Устройство было первым примее изд сортировать меченый подвески моноцитов (ТНР-1) от флуоресцентных NPs кремнезема, нагруженных кальцеина (~ 500 нм по размеру). Высокую эффективность разделения были получены как это было подтверждено высокой скорости обработки изображений (фиг.2А) и проточной цитометрии анализа (Фигура 2В). Изображения элюентов, собранных из розетки клеточного устройства также показали эффективное удаление диоксида кремния и PLGA NPs (~ 1 - 5 мкм) из клеток ТНР-1. Кроме того, флуоресцентных изображений показал , что Интернализованная NPs в меченых клеток ТНР-1 были хорошо сохранены во время очистки DFF (вкладки) (рисунок 3). Из - за размера неоднородности MSC, геометрия спиральной Микроканал впоследствии изменен путем изменения высоты канала и дизайн бифуркационную , чтобы обеспечить эффективное сбор MSCs (рисунок 4).
Рисунок 1. (A) Оуerall рабочий процесс для быстрого одноступенчатый микро / наночастиц (NPS) удаление из суспензии и прилипшие клетки после мечения с использованием Дин Flow фракционирования (DFF) микрожидкостных технологии. (В) Спиральный устройство DFF разработан инженерного программного обеспечения и с рисунком на кремниевой подложке с использованием микротехнологий. устройства PDMS впоследствии производится мягкими методами фотолитографии. Экспериментальная установка состоит из 2 -х шприцевые насосы , чтобы вселить меченых клеток и свежий солевой буфер при различных скоростях потока в устройство для непрерывной очистки и сбора меченых клеток. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2. Удаление Наночастицы из меченых клеток THP-1 через ДФФ. (A) ИллюстрацияПринцип разделения DFF. Большие меченые клетки испытывают сильные инерционные силы подъема (F L, красные стрелки) и Дину силы торможения (F D, желтые стрелки) и вблизи микроканальной внутренней стенки. Меньшие NPs и буферный раствор являются исключительно зависит от Dean сопротивления и рециркуляцию к наружной стене для достижения разделения. Представитель высокая скорость и флуоресцентные изображения, указывающие положения равновесия клеток ТНР-1 (красные стрелки) и кремнезем NPs, нагруженных кальцеиновой красителя в выходной области. Производительность (B) Разделение на основе анализа потока цитометрии с литниковой определяется размером (FSC-A) и зернистость (SSC-A) характеристики. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 3.
Рисунок 4. Удаление Наночастицы из мезенхимальных стволовых клеток (МСК) с помощью DFF. (А) представитель высокая скорость изображения , иллюстрирующие эффективное разделение MSCs (красные стрелки) и PLGA NPS (синие стрелки) в различных торговых точках. Желтый пунктирные линии показывают примерное положение микроканальных стен. (B) производительность Разделение MSCs из диоксида кремния и PLGA NPs.пг "целевых =" _blank "> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Технология очистки клеток ДФФ, описанные здесь обеспечивает быстрое и непрерывное разделение меченых клеток в высокой пропускной способности способом. Такой подход разделения идеально подходит для большого объема образца или высокой концентрации клеток в обработке образцов, и лучше, чем обычные мембранной фильтрации на основе который подвержен засорению после длительного использования. Точно так же, аффинность на основе магнитной сепарации требует дополнительных стадий мечения клеток, которые являются трудоемкими и дорогими. Очищенные клетки показаны сохранить свои меченые вещества и морфологии клеток также (рисунок 3) с минимальным потоком / сдвига индуцированных эффектов (напряжений сдвига т, ~ 200-250 дин / см 2) из - за короткого времени пребывания в пределах канала (< 1 сек) 20,24. Кроме того, пользователь может выбрать элюированный раствор отсортированного меченых клеток путем простой замены буфера оболочки (солевой раствор) с желаемыми сред или буферного раствора.
Крайне важно, чтобынет никакой грязи или мусора в микроканалов предыдущего использования, которые могут неблагоприятно повлиять на поведение клеток фокусировки. Это может быть достигнуто путем очистки впускных отверстий тщательно с ПНД, а также с помощью липкой лентой для очистки поверхности PDMS перед плазменной сварки. Поскольку Микроприбор работает в условиях высоких потоков (~ 1 - 1,5 мл / мин), также важно, чтобы нагреть облигационных PDMS устройств на плитке, чтобы обеспечить прочное сцепление между PDMS и предметное стекло. Во время работы устройства, если клетки не фокусировки хорошо, то это означает, что скорость потока не являются достаточными. Можно устранить путем проверки входной области устройства и кончики шприцев, чтобы гарантировать, что нет никаких утечек.
Удаление несвязанных NPs из меченых клеток не является тривиальной , поскольку методами разделения общей лабораторных (например, центрифугирование) может не отдельные частицы / клетки разных размеров (например, несвязанных частиц и меченых клеток). В то время как можно утверждать, что многократные стиркии изменение культуральной среды может удалить свободные NPS из прикрепленных клеток в определенной степени, этот процесс является трудоемким и неэффективным для суспензионных клеточных культур. Микрожидкостных устройство ДФФ использует размер сортировки на основе и очень универсальна, как он может быть использован как для подвески и адгезивных клеток с большим диапазоном размеров, а также удаление NPs из различных материалов. Если клетки - мишени имеют различные размеры, устройство ДФФ могут быть оптимизированы путем изменения условий потока или геометрии канала (например, высота канала и соотношение внутреннего и наружного ширины канала) для достижения эффективного разделения. Ранее было показано , что ДФФ превосходит по сравнению с обычным центрифугированием при удалении NPS с минимальной потерей клеток. 22 Кроме того, эффективность восстановления клеток остается высоким (> 90%) при концентрации образца увеличивали до 10 7 клеток / мл. Это является ключевым улучшением по сравнению с существующими методами инерциальных микрофлюидальных разделения клеток, которые являются общимиLY ограничивается 10 5 клеток / мл емкости из - за взаимодействия между клетками и клеточной переполненности в положениях равновесия. 25
В то время как технология ДФФ достигает разделения, основанный на разнице размера, она не может быть использована для других клеток технологических процессов, таких как отделение меченых и немеченых клеток из-за незначительного изменения размера клеток. маркеры клеточной поверхности для сродства на основе сортировки и других методов разделения общих (магнитной восприимчивости и электропроводности) можно было бы рассматривать для таких потенциальных применений. Технология ДФФ также не подходит для мультиплексного сортировки клеток на основе флуоресценции. Лучшим вариантом было бы использование флуоресценции активированной сортировки клеток (FACS) для одностадийного сортировки меченых клеток с различной флуоресценции, которая работает при высокой пропускной способности, но требует дорогостоящего и громоздкого оборудования.
И, наконец, этот протокол является весьма полезным для очистки сконструированных клетках, когдаNPs , содержащие трансформирующие агенты (факторы роста, препараты, кортикостероиды и т.д.) используются для биоимиджинга и / или клеточной терапии. Это потому , что остаточные свободные NPs может оказывать вне мишени преобразующее воздействие на соседние клетки или клетки иммунной системы, которые реагируют на эти инородных частиц при введении в естественных условиях. Он также может непреднамеренно генерировать сигналы, которые могут ввести в заблуждение во время биоимиджинга. Удаление этих свободных NPs перед использованием, таким образом, снизить риск для нецелевых клеток, минимизировать компиляций в иммунной системе, и уменьшить проблемы загрязнения между этапами в процессе последовательной маркировки / инженерии клеток. Его успешная реализация значительно облегчает мечения клеток и позволяет без помех использование частиц на основе клеточной инженерии в терапии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего раскрывать.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell lines & Media | |||
| Mesenchymal Stem Cells (MSCs) | Lonza | PT-2501 | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | Lonza | 12-614F | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco | 10270-106 | |
| THP-1 monocyte cells (THP-1) | ATCC | TIB-202 | |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 media | Lonza | 12-702F | |
| Reagents & Materials | |||
| 0.01% poly-L-lysine (PLL) | Sigma-Aldrich | P8920 | |
| 3 ml Syringe | BD | 302113 | Syringe 3 ml Luer-Lock |
| 60 ml Syringe | BD | 309653 | Syringe 60 ml Luer-Lock |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Biowest | P6154-100GR | |
| Calcein, AM (CAM) | Life Technologies | C1430 | |
| Calcein | Sigma-Aldrich | C0875 | |
| Isopropanol | Fisher Chemical | #P/7507/17 | HPLC Grade 2.5 L |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Lonza | 17-516Q/12 | |
| Plain Microscope Slides | Fisher Scientific | FIS#12-550D | 75 x 25 x 1 mm3 |
| Polydimethylsiloxane (PDMS) | Dow Corning | SYLGARD® 184 | |
| Scotch tape | 3M | 21200702044 | 18 mm x 25 m |
| Silica NPs (∼200 μm) | Sigma-Aldrich | 748161 | Pore size 4 nm |
| Syringe Tip | JEC Technology | 7018302 | 23 G 0.013 x 0.25 |
| Trypsin-EDTA (0.25%) | Life Technologies | 25200-056 | |
| Tygon Tubing | Spectra-Teknik | 06419-01 | 0.02 x 0.06" 100 |
| Poly (D,L-lactide-co-glycolide) (PLGA; 50:50) | Sigma-Aldrich | P2191 | |
| Equipment | |||
| Biopsy punch | Harris Uni-Core | 69036-15 | 1.50 mm |
| Dessicator | Scienceware | 111/4 IN OD | |
| High-speed Camera | Phantom | V9.1 | |
| Inverted phase-contrast microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
| Plasma cleaner | Harrick Plasma | PDC-002 | |
| Syringe Pump | Chemyx | CX Fusion 200 |
References
- Wiraja, C., et al. Aptamer technology for tracking cells' status & function. Mol. Cell. Ther. 2, 33 (2014).
- Yeo, D. C., Wiraja, C., Mantalaris, A., Xu, C. Nanosensors for Regenerative Medicine. J. Biomed. Nanotech. 10, 2722-2746 (2014).
- Naumova, A. V., Modo, M., Moore, A., Murry, C. E., Frank, J. A. Clinical imaging in regenerative medicine. Nat. Biotechnol. 32, 804-818 (2014).
- Soenen, S. J., et al. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano Today. 6, 446-465 (2011).
- Donaldson, K., Poland, C. A. Nanotoxicity: challenging the myth of nano-specific toxicity. Curr. Opin. Biotechnol. 24, 724-734 (2013).
- Veiseh, O., et al. Size- and shape-dependent foreign body immune response to materials implanted in rodents and non-human primates. Nat. Mater. 14, 643-651 (2015).
- Jones, S. W., et al. Nanoparticle clearance is governed by Th1/Th2 immunity and strain background. J. Clin. Invest. 123, 3061-3073 (2013).
- Marchi, L. F., Sesti-Costa, R., Chedraoui-Silva, S., Mantovani, B. Comparison of four methods for the isolation of murine blood neutrophils with respect to the release of reactive oxygen and nitrogen species and the expression of immunological receptors. Comp. Clin. Pathol. 23, 1469-1476 (2014).
- Morton, K. J., et al. Hydrodynamic metamaterials: Microfabricated arrays to steer, refract, and focus streams of biomaterials. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 105, 7434-7438 (2008).
- Hu, X., et al. Marker-specific sorting of rare cells using dielectrophoresis. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 102, 15757-15761 (2005).
- Cummings, E. B. Streaming dielectrophoresis for continuous-flow microfluidic devices. IEEE Eng. Med. Biol. Mag. 22, 75-84 (2003).
- Augustsson, P., Persson, J., Ekstrom, S., Ohlin, M., Laurell, T. Decomplexing biofluids using microchip based acoustophoresis. Lab Chip. 9, 810-818 (2009).
- Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 104, 18892-18897 (2007).
- Hur, S. C., Henderson-MacLennan, N. K., McCabe, E. R. B., Di Carlo, D. Deformability-based cell classification and enrichment using inertial microfluidics. Lab Chip. 11, 912-920 (2011).
- Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnol. Bioengin. 107, 302-311 (2010).
- Gossett, D. R., et al. Inertial manipulation and transfer of microparticles across laminar fluid streams. Small. 8, 2757-2764 (2012).
- Amini, H., et al. Engineering fluid flow using sequenced microstructures. Nat. Commun. 4, 1826 (2013).
- Sollier, E., et al. Inertial microfluidic programming of microparticle-laden flows for solution transfer around cells and particles. Microfluid. Nanofluid. 19, 53-65 (2015).
- Lee, W. C., et al. Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 111, E4409-E4418 (2014).
- Hou, H. W., et al. Isolation and retrieval of circulating tumor cells using centrifugal forces. Sci. Rep. 3, 1259 (2013).
- Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics. Lab Chip. 15, 2297-2307 (2015).
- Yeo, D. C., et al. Interference-free Micro/nanoparticle Cell Engineering by Use of High-Throughput Microfluidic Separation. ACS Appl. Mater. Inter. 7, 20855-20864 (2015).
- Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Angew. Chem. Int. Edit. 37, 550-575 (1998).
- Lee, W. C., et al. High-throughput cell cycle synchronization using inertial forces in spiral microchannels. Lab Chip. 11, 1359-1367 (2011).
- Kuntaegowdanahalli, S. S., Bhagat, A. A., Kumar, G., Papautsky, I. Inertial microfluidics for continuous particle separation in spiral microchannels. Lab Chip. 9, 2973-2980 (2009).
