Introduction
adhérences abdominales sont une forme de tissu cicatriciel qui se forment dans l'abdomen en réponse à l'inflammation, généralement après une intervention chirurgicale ou une infection intra-abdominale. Les adhérences sont une cause majeure de douleurs abdominales chroniques et l' infertilité, et sont la cause la plus fréquente de l' intestin grêle obstruction 1. La présence d'adhérences rend la réalisation d' une seconde opération abdominale plus difficile et augmente le risque de complications 2.
Malgré des années de recherche, les mécanismes sous-jacents de la formation d'adhérences restent mal connus. Il est connu qu'une lésion initiale à la surface péritonéale provoque une exsudation de fibrine riche en fluide, qui constitue alors un caillot qui se lie à la surface des intestins et de la paroi abdominale , ainsi que 3. Plus tard, des fibroblastes et d' autres cellules migrent dans l'espace de l' adhésif et du tissu conjonctif sécrètent 4. Au cours des mois à des années l'adhésion arrive à maturité en développant les vaisseaux sanguins et les nerfs Il existe plusieurs produits commerciaux qui sont conçus pour réduire la formation d'adhérences après une chirurgie abdominale (par exemple Seprafilm®). Tous ces produits agissent comme des barrières mécaniques et arrêter la formation d'adhérences en empêchant le contact physique entre les boucles de l' intestin et le 6,7 de la paroi abdominale. En dépit des preuves d'un essai contrôlé qu'une barrière d'adhérence chirurgicale réduit la formation d'adhérences 8, de nombreux chirurgiens ont été déçus anecdotique avec l'efficacité des produits de barrière mécanique. Actuellement, il n'y a pas de traitements anti-adhérence à base de médicaments, ce qui reflète le fait que les processus précis impliqués dans la formation d'adhérences sont mal comprises. Le développement d'une thérapie qui cible spécifiquement les agents cellulaires et moléculaires impliqués dans la formation d'adhérences, il faudra une meilleure compréhension des événements qui sont impliqués dans la formation de l'adhérence. Plusieurs groupess ont identifié les voies moléculaires qui peuvent être importants pour la formation d'adhérences 9-11. Des modèles animaux fournissent un environnement exceptionnel pour étudier la formation d'adhérences. De nombreuses études ont été publiées décrivant la création chirurgicale d'adhérence chez plusieurs animaux, notamment le rat et la souris 6,12-14. Compte tenu de notre expérience avec l'étude de la fibrose chez la souris et la grande disponibilité des souris transgéniques et des anticorps à base de souris, nous avons choisi la souris comme modèle pour l'étude des adhérences. Ici, nous rapportons la technique que nous avons mis au point pour créer de façon reproductible et fiable des adhérences abdominales chez la souris.
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Protocol
Le protocole suivant a été approuvé par le Institutional soin et l'utilisation des animaux Comité Université Stanford (IACUC) et respecte toutes les directives éthiques institutionnelles relatives à l'utilisation des animaux de recherche.
1. Création d'adhérences abdominales
- Commencez la souris sur l'antibiotique chow régime une semaine avant la procédure.
- Autoclave les instruments chirurgicaux et préchauffer la solution d'irrigation saline.
- Anesthetize la souris en utilisant 2% d'isoflurane inhalée.
- En utilisant une tondeuse à cheveux suivie d'une application rapide (5 à 10 sec) d'un agent épilatoire, retirer les cheveux de la majorité de la surface de l'abdomen. Retirer soigneusement l'agent dépilatoire en essuyant doucement avec de la gaze humide et, éventuellement, par tremper soigneusement la moitié inférieure de la souris dans l'eau chaude. Sécher soigneusement l'animal.
- Placez le museau de l'animal dans le cône de nez anesthésique. Pendant toute la chirurgie, suivre attentivement la rtaux espiratory de l'animal et titrer le débit anesthésique au besoin.
- Utilisez un dispositif de réchauffement, comme un coussin chauffant ou une lampe chauffante, pour prévenir l'hypothermie.
- Avant de préparer l'abdomen, sécuriser la souris avec des bandes de ruban adhésif placé au-dessus et au-dessous de l'abdomen pour empêcher la souris de se déplacer pendant la chirurgie. Désinfecter l'abdomen avec de la bétadine, puis suivre avec 70% d'éthanol. Inclure autant d'espace que possible dans la préparation, y compris les cheveux sur les bords de la zone rasée. Placez un champ stérile sur la souris. (Figure 1)
- Injecter par voie sous- cutanée 0,1 mg / kg de buprénorphine ou 3 ug pour une souris de 30 g.
- Faire l'incision de la peau.
- A partir de la ligne médiane abdominale inférieure, saisir la peau avec une pince et faire une coupe verticale peu profonde dans la peau en utilisant des ciseaux pointus.
- Effectuer la coupe supérieurement à la xiphoïde avec les ciseaux. Prenez soin d'entrer seulement la peau.
- Comme la musculature abdominale est un groupe now visible couvrant les viscères, saisir la ligne médiane de la musculature avec une pince et très soigneusement faire une petite incision dans l'aide de ciseaux pointus. Assurez-vous de ne pas couper accidentellement dans un organe abdominal.
- Après avoir entré l'espace péritonéal avec une petite coupure et de voir la couche musculaire tirer loin des organes abdominaux, étendre la coupe haut et en bas en insérant les ciseaux dans l'ouverture et la découpe soigneusement dans les deux sens. Prolongez l'incision de la xiphoïde supérieurement au-dessus de la vessie inférieurement. (Figure 2)
- Maintenant que les intestins sont exposés, localiser le caecum et extérioriser doucement. Éviter de saisir le caecum avec une pince à dents ou tranchants. Au lieu d'utiliser une pince atraumatique comme un Adson pince dentelées.
- Poncer le caecum avec du papier de verre.
- abraser doucement la surface entière des deux côtés de la caecum avec 100 papier de verre grain pour 30 - 60 secondes jusqu'à ce que la surface devient Appea moins brillante et pétéchiesr sur la surface. Si le chirurgien est droitier, il contribue à orienter le caecum avec la pointe tournée vers la droite et le drapé du caecum sur l'index gauche du chirurgien. (Figure 3)
- Effectuer le ponçage en douceur, comme il est facile de provoquer accidentellement une perforation de la paroi du caecum mince. Une petite quantité de granularité doit être ressentie comme le papier de verre est déplacé le long de la surface du caecum. Si le papier de verre se fait sentir à plusieurs reprises sur la capture du caecum, cela va probablement provoquer une déchirure de la paroi du caecum. Regardez attentivement pour assurer que les particules de papier de verre ne délogent et restent dans l'abdomen, car cela pourrait provoquer une réaction de corps étranger excessive.
- Si une déchirure de la paroi caecale se produit, mettre fin à la procédure et euthanasier l'animal.
- Si un vaisseau sanguin caecum est cisaillé par le papier de verre et provoque des saignements, maintenez la pression pendant deux minutes avec de la gaze. Cependant, si le saignement persiste après cette heure, placez un monofilament de suture figure-de-huit 7-0 autour de lapoint de saignement. Cela arrêtera de manière fiable le saignement dans presque tous les cas. Prenez soin de ne pas incorporer une grande quantité de paroi caecale dans la suture, car cela risque de provoquer une nécrose de la partie impliquée de la paroi.
- Blesser le flanc droit de l'abdomen.
- Utilisez une bande de papier de verre pour poncer la surface péritonéale du muscle de la paroi latérale abdominale droite. Soyez plus agressif avec le ponçage ici que sur le caecum et continuer jusqu'à ce que toute la surface de la paroi latérale abdominale droite apparaît malmené. Éviter le ponçage si dur que la peau est visible à travers des ouvertures dans la couche musculaire. (Figure 4)
- L'utilisation d'un pilote d'aiguille Castro-Viejo, placer entre deux et quatre huit figure-de-4-0 points de suture de soie dans la couche musculaire de la paroi latérale abdominale droite. Laissez les queues d'environ 5 mm de long. Prenez soin de ne pas attraper accidentellement la paroi intestinale dans la suture. (Figure 5)
- En utilisant une seringue de 10 ml remplie with chauffé une solution saline, irriguer les intestins à plusieurs reprises. Diriger le flux de solution saline dans la cavité abdominale pour irriguer l'intérieur aussi bien. Si la surface sous la souris devient trempé, déplacer la souris sur ou remplacer la surface, afin d'éviter l'hypothermie.
- Utilisez une gaze stérile placée au-dessus de l'incision pour absorber l'excès d'irrigation.
- Prenez une pincée d'amidon et saupoudrer sur la surface de la paroi latérale abdominale droite et sur les deux côtés du caecum. (Figure 6)
- Assurez-vous qu'il n'y a pas de saignement actif. S'il y a, utilisez une éponge de gaze pour appliquer une pression directement sur le point de saignement jusqu'à ce qu'il arrête. Si le saignement ne cesse pas facilement, placer une suture hémostatique tel que décrit ci-dessus.
- Utilisation de l'extrémité émoussée de la pince et un doigt, pousser doucement les intestins dans la cavité abdominale. Positionner le caecum à côté des points de suture dans la paroi latérale abdominale droite afin de maximiser la formation d'adhérences.
- Cperdre l'incision abdominale.
- En utilisant 6-0 absorbable suture tressée, placez un point en cours d'exécution dans la couche musculaire en haut de l'incision.
- Exécuter la suture vers le fond de l'incision, qui réunit la couche musculaire. Voyage d'environ 3 mm et prendre 3 piqûres mm avec chaque nouveau point. Prenez soin de ne pas prendre accidentellement un morceau d'intestin en plaçant des sutures.
- Au fond de l'incision, laisser une boucle de suture de la morsure précédente et l'utiliser pour instrument attacher la suture. Couper le fil de suture en laissant 5 mm queues.
- Répétez les trois étapes ci-dessus avec 6-0 en nylon monofilament de suture pour fermer la peau.
- Administrer un 20 ml / kg sous-cutanée saline bolus (environ 0,5 ml pour une souris de 30 g).
- L'utilisation d'une gaze sèche, bien sécher l'animal entier, comme la fourrure dorsale a tendance à se mouiller lors de l'irrigation.
- Enroulez un pansement adhésif autour de l'abdomen pour couvrir l'incision. Prenez soin de ne pas contraindre l'unles jambes nimal ou respiration mécanique avec le pansement.
- Surveiller attentivement l'animal car il se remet de l'anesthésie. Administrer buprénorphine toutes les 12 heures pendant 2-3 jours après la procédure de contrôle de la douleur.
2. La récolte Adhérence Tissue
- Attendre un minimum de sept jours après la chirurgie initiale. Encore une fois, l'autoclave instruments chirurgicaux et anesthésier la souris avec l'isoflurane.
- Stériliser l'abdomen avec de la bétadine puis 70% d'éthanol. Rasage et depilate cheveux supplémentaire du côté droit de l'abdomen de sorte que l'échantillon d'adhérence contenant la peau ne seront pas couverts dans les cheveux, ce qui rend plus difficile l'histologie.
- Utilisez une incision paramédiane gauche, puisque l'intestin est souvent collé à l'incision d'origine. À partir de l'extrémité inférieure de l'abdomen, à environ 5 mm à gauche de la partie inférieure de l'incision initiale, saisir la peau avec une petite pince à dents et couper dans la peau avec des ciseaux pointus. Etendre cette coupe supérieurely à la cage thoracique. (Figure 7)
- Avec des ciseaux, couper dans la couche musculaire et après l'entrée dans l'espace péritonéal, prolonger la coupe vers le haut et le bas de l'incision. Il y aura un tissu adhésif provoquant le caecum et l'intestin grêle à adhérer à la paroi latérale droite de l'abdomen et éventuellement aussi à l'incision initiale. (Figure 8)
- À l'aide des ciseaux et en commençant sur le bord de l'incision, au-dessus du niveau du caecum, commencer à couper dans la paroi abdominale en cercle autour de la zone où l'intestin est adhérent.
- Alternant ci-dessus et au-dessous du niveau du caecum, couper progressivement tout le chemin autour de l'adhérence et de compléter le cercle, ce qui donne une «île» de la peau et abdominale adhérente de la paroi à l'intestin. (Figure 9)
- Encore une fois en utilisant les ciseaux, couper dans l'intestin et de séparer la partie adhérente du reste de l'intestin, ce qui donne un sandwich de tissu qui se compose de la peau et la paroi abdominaled'un côté, de l'intestin de l'autre côté, et le tissu adhésif reliant les deux entre les deux. (Figure 10)
- Eventuellement, utiliser une paire de ciseaux pointus pour séparer fortement la peau du muscle de la paroi abdominale. Pour l'histologie envisager de laisser la peau attachée, mais pour la digestion et l'isolement cellulaire de la peau peut être enlevée. Si le tissu sera utilisé pour l'histologie, assurez-vous d'enlever le plus de matériel de suture que possible sans trop perturber l'interface adhésive. Pour la digestion et l'isolement de la cellule, il est acceptable de laisser les fils de suture en place aussi longtemps que le tissu de digestion est filtré.
- Après l'excision des tissus d'adhérence, euthanasier la souris à l'aide d'une méthode humaine approuvée par votre comité institutionnel de l'utilisation des animaux.
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Representative Results
A sept jours après la chirurgie, le caecum et éventuellement le côlon ascendant, le foie et les boucles de l'intestin grêle doit être adhérente à la paroi abdominale du côté droit. (Figure 8) de tissu excisé peut être intégré et sectionné et donnera d' excellentes lames histologiques. (Figure 11, 12)
Lorsque la procédure est exécutée correctement, 100% des souris devrait avoir des adhérences importantes à sept jours. La mortalité devrait être inférieure à 5%.
Figure 1: Préparation pour la chirurgie (a) L'animal a été fixé avec du ruban adhésif et l'abdomen préparée avec de la bétadine (b) Le bétadine a été effacé avec un tampon imbibé d'alcool et un champ stérile a été placé...om / files / ftp_upload / 54450 / 54450fig1large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2:.. Incision L'incision doit étendre à partir du niveau de la vessie à l'xiphoïde S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3:. Abrasion du caecum (a) drapage le caecum sur l'index gauche avec la pointe dirigée vers la droite permet à la base du caecum à être stabilisé par le pouce gauche (b) Un niveau approprié de ponçage quitte le. caecum avec une surface rugueuse qui est moins brillante que jamais, et avec plusieurs points pétéchies de saignement. Des précautions supplémentaires doivent être prises pendant le ponçage près du côté mésentérique, comme les vaisseaux ici va saigner le plus vivement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4:. Abrasion de la paroi abdominale Les viscères sont balayés et la surface péritonéale de la paroi musculaire est poncé jusqu'à ce qu'il apparaisse rugueux. Le vaisseau sanguin vu juste au- dessus du papier de verre dans la paroi abdominale est fréquemment rencontrée mais ne saignent sensiblement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5:.. Le placement du Suture Figure-de-huit Une soie figure-de-huit suture placé dans la paroi musculaire, avant d'être attaché S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 6:. Application de l' amidon Une couche d'amidon est saupoudré sur la paroi latérale abdominale et de l' intestin. Deux figure-de-huit sutures sont visibles dans la paroi musculaire. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 7: Incision pour la deuxième chirurgie (a) L'incision commence juste à gauche de l'incision d' origine (b) La nouvelle incision doit étendre à partir du niveau de la vessie à la cage thoracique... S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande cette figure.
Figure 8: l'adhérence. Les boucles de l' intestin grêle (SB) sont adhérentes à la paroi latérale droite et une à l'autre. L'incision initiale médiane, maintenant guéri, est vu (Inc). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 10:. Le spécimen de coupe à travers l'intestin donnera un sandwich de tissu avec l' intestin d'un côté (a) et la peau de l'autre côté (b). Les morceaux de suture visibles doivent être retirés si l'échantillon doit être utilisé pour l' histologie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 11:. Histologie A hématoxyline et l' éosine (H & E) section d'une adhésion tachée à sept jours après la chirurgie montrant la peau et la paroi abdominale (en bas) fixés par l' intermédiaire de l'interface de la colle sur le caecum ( en haut). A ce point de temps au début du caecum est probablement collée à la paroi abdominale principalement par la fibrine et d' autres molécules, et le tissu de cicatrice importante n'a pas encore formé. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 12: Imagerie immunofluorescence Une section d'adhésion à sept jours après la chirurgie immunofluorescence colorée pour α-lisse ac musculaire.étain, montrant vrai coloration des follicules pileux de la peau ( à gauche) et la paroi musculaire du caecum (au milieu), et la coloration non-spécifique de la surface luminale du caecum ( à droite). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Les étapes essentielles de cette procédure sont: abraser soigneusement le caecum sans provoquer la perforation, en plaçant des sutures dans la paroi latérale abdominale, et appliquer la bonne quantité d'amidon. Seulement appliquer du papier de verre pour le caecum, ou à une petite partie spécifique de l'intestin. Une large utilisation de papier de verre sur de grandes quantités de l'intestin grêle a tendance à provoquer un iléus significatif. Prenez soin d'abraser le caecum avec suffisamment de force que la surface devient rugueuse, mais pas tant que les larmes de mur. Trouver cet équilibre peut prendre un certain temps. Toujours manipuler l'intestin avec soin et éviter d'utiliser des pinces coupantes ou dentés pour manipuler l'intestin. Il est facile de provoquer accidentellement des saignements en saisissant le petit mésentère de l'intestin avec une pince ou en tirant sur l'intestin avec trop de force.
Si une déchirure se produit dans la paroi du caecum, la procédure doit être interrompue et l'animal euthanasié. Dans notre expérience, les résultats du caecum de larmes dans la mort de l'animal après quelques jours, même si la déchirure est répIRED bien. En outre, la déchirure de la paroi caecale provoquera le déversement de selles qui aura une incidence sur la réponse inflammatoire de façon imprévisible.
Hémostatique doit être terminée à la fin de la procédure. Certains navires de saignement rouvriront et commencer à saigner après un semblant d'avoir cessé. En cas de doute, placez un fil résorbable monofilament figure-de-huit autour du point de saignement. Ce type de fil de suture est préférable de soie ou résorbable tressée, car il peut être tiré si le tissu avec une résistance minimale. Cependant, nous avons découvert que la soie ou résorbable tressée est plus efficace dans la paroi latérale abdominale pour induire des adhérences, comme mono-filament est moins inflammatoire.
Application de l'amidon à la fin de la procédure contribue à augmenter la formation d'adhérences, mais nous avons découvert qu'une quantité excessive d'amidon provoque une réaction inflammatoire qui provoque la mort. L'amidon doit être saupoudré sur lightly. Il ne devrait pas être tellement qu'il forme une couche solide.
Lors de l'apprentissage d'abord cette procédure, il est courant de perdre plusieurs souris. Dans notre expérience, les causes les plus fréquentes de décès sont la déshydratation due à l'iléus causée par l'abrasion trop forte de l'intestin, et la septicémie due à une perforation intestinale. Décès dus à une hémorragie peut se produire si une hémostase complète n'a pas été obtenue à la fin de l'intervention chirurgicale.
Si la formation d'adhérences est insuffisante, envisager d'utiliser l'abrasion plus agressif du caecum et la paroi latérale droite, laissant plus d'amidon, ou de placer plus de sutures sur la paroi latérale abdominale. Dans notre expérience, en attendant moins d'une semaine avant de rouvrir les résultats de l'abdomen en moins que la formation d'une adhérence adéquate. D'autre part, si le taux de mortalité des souris après la chirurgie est élevée, envisager d'utiliser l'abrasion moins agressif du caecum, inspecter de plus près pour l'hémostase, et en appliquant moins d'amidon. Il est également important de surveiller attentivementla fréquence respiratoire de la souris au cours de l'intervention chirurgicale. Une fois l'expérience des gains de chirurgien avec cette procédure, la mortalité devrait être inférieur à 10%.
Cette technique est conçue pour former principalement des adhérences entre le caecum et la paroi latérale abdominale droite. Adhérences feront également souvent entre l'intestin grêle, du foie et l'incision de la ligne médiane. En utilisant cette technique ne sera généralement pas causer des adhérences sur le côté gauche de l'abdomen. Une limitation de cette technique est que l'adhérence entre l'intestin et la paroi abdominale sont plus susceptibles de se former que des adhérences entre les anses intestinales. En outre, il est peu probable d'aboutir à un abdomen totalement congelé pleine de tissu adhésif, qui est souvent observée chez l'homme qui ont eu de multiples interventions chirurgicales.
Comme il est indiqué dans l'introduction, de nombreuses techniques pour la production d' adhérences abdominales chez la souris et d' autres espèces, en particulier le rat, ont été décrits dans la littérature 6,12-14. Il y a beaucoup moins protoco publiés ls pour la création d'adhérences chez la souris. Nous pensons que parce que la création d'adhérences chez la souris est plus difficile que chez les rats, la plupart des chercheurs ont choisi de développer leur technique chez le rat. Toutefois, en raison de la plus grande disponibilité des souris transgéniques et des anticorps anti-souris, nous pensons qu'il est utile de disposer d'un modèle solide pour la création d'une adhérence chez la souris, en dépit de la plus grande difficulté technique. Nous avons développé ce protocole après avoir essayé un grand nombre de protocoles de rat publiés. Nous avons constaté que des méthodes pour créer des adhérences chez le rat, comme l'utilisation de l'électrocoagulation sur le caecum, provoquent souvent des souris meurent. Nous ne sommes pas satisfaits de la densité des adhérences produites par des techniques qui utilisent une seule intervention, par exemple en plaçant des boutons flancs ischémiques seul, ou seulement abraser le caecum. La technique que nous présentons ici représente une combinaison d'interventions que nous avons trouvé, par essais et erreurs, pour produire des adhérences constamment tout en minimisant la mortalité.
content "> Parce que cette technique provoque toujours un tissu adhésif pour former entre le caecum et la paroi latérale, nous croyons qu'il est idéal pour tester des interventions visant à réduire la formation d'adhérences. De plus, cette technique peut être utilisée pour explorer les voies moléculaires et les types de cellules qui sont impliqués dans la formation d'adhérences. Le tissu d'adhérence peut facilement être excisée et préparé pour l' histologie, et des rendements excellents images histologiques (figures 11, 12).Certains chercheurs peuvent désirer un modèle dans lequel les adhérences se forment moins de 100% du temps. Omettre l'application de l'amidon permettra de réduire le taux d'adhésion à environ 80%. Réduire le nombre de sutures de soie placées dans la paroi latérale abdominale droite permettra de réduire davantage le taux d'adhésion.
Dans notre expérience, sept jours après la chirurgie est le premier point de temps où l'intestin est toujours adhérent à la paroi abdominale. Cependant, d'autres points de temps peuvent être plus pertinentes en fonctionsur la mise au point du projet. Par exemple, les chercheurs intéressés par la migration des neutrophiles et les macrophages dans l'espace d'adhérence peuvent vouloir récolter des tissus dans les cinq premiers jours après la chirurgie. D'autre part, le dépôt de collagène par les fibroblastes a lieu pendant des semaines après la lésion initiale, et pour cela, il sera plus approprié pour examiner le tissu à des moments espacés pendant plusieurs semaines après la chirurgie.
loupes chirurgicales sont très utiles pour l'agrandissement du champ opératoire pendant cette procédure. Un microscope opératoire peut également être utilisé, mais limite la capacité du chirurgien à inspecter le champ opératoire à partir d'angles différents. La procédure peut également être effectuée sans grossissement du tout.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
MDP a été soutenue par l'American College of Surgeons (ACS) de bourses d'études de recherche des résidents. MSH a été soutenu par le California Institute for Regenerative Medicine (CIRM) Fellow clinique subvention de formation TG2-01159. MSH, HPL et MTL ont été pris en charge par la Société américaine des chirurgiens maxillo (ASMS) / maxillo chirurgiens Foundation (MSF) Attribution de subventions de recherche. HPL a été soutenu par le NIH subvention R01 GM087609 et un don de Ingrid Lai et Bill Shu en l'honneur d'Anthony Shu. HPL et MTL ont été pris en charge par le laboratoire Hagey for Pediatric médecine régénérative et la Fondation Oak. MTL a été soutenue par le / Fonds Olivier Gunn.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fisherbrand Absorbent Underpads, 20" x 24" | Fisher Scientific | 14-206-62 | |
| Polylined Sterile Field, 18" x 24" | Busse Hospital Disposables | 696 | Cut a rectangular hole of the appropriate size |
| Isothesia isoflurane | Henry Schein | 050033 | |
| Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4" x 4" | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
| Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube | Dechra Veterinary Products | NDC 17033-211-38 | |
| Nair depilatory cream | Church & Dwight Co. | 22339-05 | |
| Buprenex buprenorphine 0.3 mg/ml | Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc. | NDC 12496-0757-5 | |
| 1 cc insulin syringe, 27 G | Becton Dickinson | 329412 | |
| Povidone Iodine Prep Solution | Medline | MDS093944H | |
| Webcol alcohol prep swabs | Covidien | 6818 | |
| General-Purpose Labarotory Labeling tape | VWR | 89097-912 | |
| BioGel PI surgical gloves | Mölnlycke Health Care | ALA42675Z | |
| Micro Forceps with teeth | Roboz | RS-5150 | |
| Fine scissors- sharp | Fine Science Tools | 14060-09 | |
| Straight serrated forceps | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Castro-Viejo needle driver | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| 100 grit 1/4 sheet sandpaper | ACE Hardware | 1010446 | Cut into strips |
| 4-0 silk suture, 30", SH needle | Ethicon | K831 | |
| 7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30", BV-1 needle | Ethicon | Z135 | Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures. |
| Rice starch | MP Biomedicals | 102955 | |
| 0.9% Sodium Chloride Irrigation | Baxter | BHL2F7121 | Warm to 37 °C prior to use |
| 10 ml syringe | Becton Dickinson | 309604 | |
| 6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18", RB-1 taper needle | Ethicon | J212H | |
| 6-0 Ethilon nylon monofilament suture, 18", P-3 needle, | Ethicon | 1698G | |
| Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm | 3M | 1624W | Cut in half lengthwise |
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