Summary
Studier av neuronala morfogenes med hjälp av Drosophila larver dendritiska arborization (da) neuroner dra nytta av in situ visualisering av neuronala och epidermala proteiner genom immunofluorescens. Vi beskriver ett förfarande som förbättrar immunofluorescensanalys av da nervceller och omgivande epidermala celler genom att ta bort muskelvävnad från larvkroppen väggen.
Abstract
Drosophila larver dendritiska arborization (da) nervceller är en populär modell för att undersöka mekanismer för neuronal morfogenes. DA-neuroner utvecklas i kommunikation med de epidermala cellerna de innerverar och därmed sina analys förmåner från in situ-visualisering av både neuronalt och epidermally uttryckta proteiner genom immunofluorescens. Traditionella metoder för att framställa larver filéer för immunofluorescens experiment lämnar intakt muskelvävnaden som täcker större delen av kroppen väggen, presenterar flera utmaningar att avbilda neuronala och epidermala proteiner. Här beskriver vi en metod för att avlägsna muskelvävnad från Drosophila larver filéer. Detta protokoll möjliggör avbildning av proteiner som annars skyms av muskelvävnad, förbättrar signal-brusförhållandet, och underlättar användningen av super-upplösning mikroskopi för att studera da neuron utveckling.
Introduction
Drosophila larver dendritiska arborization (da) neuroner ger en värdefull modell för att studera neuronal utveckling på grund av deras mottaglighet för genetisk manipulation och den lätthet med vilken de kan avbildas. Dessa sensoriska neuroner har varit avgörande för identifieringen av många vägar som styr dendrit morfogenes 1-3.
Fyra klasser av DA-neuroner (klass I - IV) innerverar larver överhuden. Dessa nervceller ligger mellan basalmembranet och epidermis, med sina dendriter bildar i stort sett tvådimensionella arrayer 4,5. Av de fyra klasser, klass IV da nervceller har de höggradigt grenade hållare och, som sensoriska neuroner av andra djur, utarbetandet av dessa hållare kräver inneboende faktorer samt signaler från angränsande vävnader, särskilt epidermis, för deras utveckling 6-9 .
Studier för att avgöra hur en sådan neuronal och extra-neuronal faktumorer styra dendrit morfogenes dra nytta av möjligheten att detektera proteinuttryck in situ genom immunofluorescens. Den yttre nagelband av larven är ogenomtränglig till antikroppar, men detta hinder är lätt övervinnas genom framställning av larver filéer genom väletablerade dissekering metoder 10,11. Men kroppen väggen muskler som ligger bara inre till basalmembranet presenterar flera utmaningar mot visualisering av da nervceller och hudceller. Först muskelvävnaden, vilka linjer de flesta av kroppen väggen, skymmer kraftigt fluorescerande signalerna från neuronal eller epidermal vävnad. Detta reducerar väsentligen den signal-brusförhållandet i provet. För det andra kan många relevanta proteiner uttryckas i muskelvävnaden såväl som i de neuroner eller epidermis. Denna muskel härrörande fluorescenssignal är sannolikt att ytterligare dunkla detektering av en fluorescenssignal från neuron eller epidermis. Slutligen framsteg inom mikroskopi tekniker intew tillstånd avbildning av prover på under diffraktion upplösning och kan vara särskilt användbart i kräsna lokalisering av proteiner som uttrycks i neuroner och omgivande epidermala celler 12,13. Men avbildning via super-upplösning mikroskopi nytta av en stark signal till brusförhållande och närhet av provet täck. Förutom att minska signalbrusförhållandet, larvkroppen väggmuskel avstånd DA-neuroner från täckglas, vilket därigenom begränsar den förbättrade bildupplösning som kan uppnås med superupplösning mikroskopimetoder. Förutom utmaningar för immunofluorescensanalys, presenterar muskelvävnad en barriär mot elektrofysiologiska inspelning från sensoriska neuroner i larvkroppen väggen. Dess avlägsnande gynnar därför neurofysiologisk manipulation av sensoriska neuroner 14.
Här en metod för manuellt borttagande av Drosophila larv muskelvävnad beskrivs. Vi visar att våra protokoll permits immunofluorescens avbildning av proteiner som annars är dolda av muskelvävnad, förbättrar signal-brusförhållandet för visualisering av klass IV-DA-neuroner, och möjliggör användningen av superupplösning mikroskopi för att bättre särskilja rumsliga förhållanden av proteiner och cellulära strukturer i DA-neuroner och epidermis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Obs: Proceduren för muskel bort (figur 1) är en modifiering av tidigare beskrivna metoder för framställning av larver filéer. De steg som föregår och följer muskel avlägsnande beskrivs kortfattat och läsaren hänvisas till tidigare arbete 10, 11 för mer detaljerade beskrivningar.
1. Dissekera Larva i kall saltlösning
- Bered en arbetsutspädning av kall HL3.1 saltlösning 15 eller kall Ca2 + -fri HL3.1 saltlösning 11 (tabell 1). Placera larven i en silikonelastomer skålen med bara tillräckligt kall saltlösning för att täcka botten av skålen.
OBS: Se Diskussion kring valet av saltlösning.
| 1x HL3.1 saltlösning (pH 7,2) |
| 5 mM HEPES |
| 70 mM NaCl |
| 1,5 mM CaCl2 (utelämna för Ca2 + -fri saltlösning) |
| 4 mM MgCl2 |
| 10 mM NaHCOs 3 |
| 5 mM trehalos |
| 115 mM sackaros |
| Filtersterilisera och lagra vid 4 ° C |
| Obs: Sammansättning härmar insekts hemolymph |
Tabell 1. Sammansättning av kall saltlösning.
- Placera larven med den ventrala sidan uppåt. Den ventrala ytan av larven kan identifieras genom buken dentical bälten och ryggsidan av de primära larver Trakealtuber löper från främre till bakre. Sträck larven i anterior-posterior riktning och stift huvud och svans till ensilikonelastomer dissekera skålen med hjälp av insekter stift. Använd fin dissekera sax för att klippa längs den ventrala mittlinjen, med början vid en ände och framåt mot den andra.
OBS: Denna orientering bevarar den allmänt studerade rygg kluster av da nervceller. - När larven är uppskuren, stift de fyra hörnen till dissekera skålen som om att öppna en bok. Använd pincett för att ta tag i och ta bort inre organ, inklusive CNS, tarmen och luftstrupen. Justera insekt stift så att filén är spänd men inte maximalt sträckt.
OBS: Muskler är förankrade till kroppen väggen vid segmentgränser. Även muskler täcker större delen av kroppen väggen, de är frånvarande i ett smalt område nära ryggens mittlinje.
2. Muskel Avlägsnande
- Leta ryggens mittlinje av larven, där muskelvävnad är frånvarande. Positionera en enda pincett utsprång så att den kan införas under muskelvävnaden i den planaste möjliga orientering.
- Börjar vidryggens mittlinje, nära den främre gränsen för segmentet, skjut försiktigt pincett stift mellan muskeln och epidermis, var noga med att minimera kontakten mellan pincett och överhuden.
- Dra tången uppåt för att bryta vidhäftningen av muskeln att kroppsväggen vid en ankarpunkt. Upprepa denna process för den kvarvarande hemi-segment (s) av intresse.
OBS: Detta protokoll optimerar bevarandet av den bakre delen av varje da neuron Dendrite fält. För att bevara den främre delen av Dendrite fältet, är det bäst att sätta in pincett stift vid den bakre änden av varje segment. - Och justera insekt stift, så att larv filén är maximalt sträckt i alla riktningar.
- Fäst filén medan den fortfarande fästs på dissekera skålen med kallt, nygjord 4% formaldehyd i PBS under 25 minuter.
- Skölj 5 gånger i PBS.
- Använd pincett för att försiktigt dra bort muskelvävnad från de återstående fästpunkter, var noga med att minimera contaCT med epidermis.
- Unpin och ta bort filén från dissekera skålen till ett 1,5 ml mikrocentrifugrör. Utför alla efterföljande tvätt, blockering, och immunofluorescensfärgning steg, såsom beskrivits tidigare 11.
3. Montera Larv filé
- Först bort huvud och svans med fina dissekera sax för att göra provet så platt som möjligt. Montera filén på ett täckglas i antifad monterings med den inre ytan av filén som vetter mot täckglas.
- Placera ett objektglas på täck och tryck försiktigt för att skingra monteringsmedium. Vänd objektglas över och försegla täck på bilden med hjälp av nagellack. Diabilder kan lagras vid -20 ° C under minst en månad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi visar användbarheten av förfarandet muskel borttagning för att förbättra signal-brusförhållandet i immunfluorescensexperiment att co-visualisera septate junction-proteinerna Coracle (Cora) och skivor-stor (Dlg) tillsammans med klass IV DA-neuroner märkta med membranmarkör CD4- tdTomato.
Cora har tidigare använts för att identifiera områden där da neuron dendriter är omges av hudceller och är en av många identifierade epidermal faktorer som har studerats i samband med morfogenes och funktion da neuron dendriter 4,6-9,16. Immunfärgning med anti DsRed att upptäcka nervceller (röd) och anti-Cora antikropp (grön) utfördes på larver filéer med muskel bort (muskel-off) och med muskler intakt (muskel på). För varje tillstånd, var den bakre dendrit fältet för klass IV da neuron avbildas med en laserskanning konfokalmikroskop. Bilder erhölls med användning av identical imaging parametrar för båda villkoren. Vi dessutom avbildas muskel på filéer med hjälp av ökad lasereffekt för att kompensera för störningar från muskelvävnaden.
I muskel off prover kunde Cora tydligt detekteras vid epidermala cellgränser, i intermittenta områden längs klass IV da neuron dendriter, och beskriver klass IV da neuron soma (figur 2C). Däremot var dess lokalisering till dessa domäner till stor del döljs i muskel på prover, även när lasereffekt ökade (Figur 2A-2B). I muskel på prover, Cora främst visualiseras i muskler, luftstrupe, och vid den neuromuskulära förbindelsen (NMJ), som blir skild från kroppen väggen till följd av förfarandet muskel bort. Fluorescenssignalen som härrör från dessa vävnader skyms de flesta av Cora som lokaliserar till epidermal cellgränser och Dendrite skrifter, utom i den smala remsan av kroppen wall nära ryggens mittlinje, där muskler är frånvarande. Cora som beskriver klass IV da neuron soma inte visualiseras i muskel på prover (Figur 2A-2B). Visualisering av epidermally uttryckta proteiner som också har hög muskel uttryck, såsom Dlg, är särskilt problematiskt. I muskel-på prover, fördelningen av Dlg i epidermis var nästan helt skymmas av fluorescens från muskel och NMJ (figur 2D). Efter muskel avlägsnande är Dlg lätt detekteras på epidermala cellgränser, i intermittenta områden längs da neuron dendriter, och beskriver klass IV da neuron soma (Figur 2E). Således möjliggör muskel avlägsna visualisering av epidermally och neuronalt uttryckta proteiner annars fördunklas av muskler och omkringliggande vävnader.
Dessutom observerades det att fluorescensintensiteten för klass IV da neuron markör verkade reduceras i muskel-on filéerjämfört med muskel off filéer vid avbildning parametrar hölls konstant mellan de två prov preparat (Figur 2A, 2C). Med ökad lasereffekt, kan den skenbara fluorescensintensiteten av klass IV da neuron markör matchas till muskel-off prover men bakgrundsljud ökades (Figur 2B, 2C). Därför förbättrar muskel avlägsnande av signalbrusförhållandet i våra prover.
Slutligen undersökte vi om de förbättringar som gjorts genom att ta bort muskelvävnad skulle kunna tillämpas på avbildning av klass IV da nervceller vid under diffraktion upplösning. För att göra detta, 3D strukturerad belysning mikroskopi (SIM) avbildning utfördes, som uppnår ungefär 120 nm lateral upplösning 13. Som med konfokal avbildning, jämförde vi muskel på och muskel off filéer immun för Cora och klass IV da nervceller, först under identiska avbildningsbetingelser och sedan efter att optimera lasereffekt, mässorure tid, och bildbehandling för muskel på prov. På liknande sätt som konfokalmikroskopi ades en väsentligt reducerad signalbrusförhållande i muskel-on observer jämfört med muskel-off filéer (Figur 3A-3C). Dessutom verkade bildrekonstruktion skarpare i muskel-off prover. Jämfört med muskel på prover, var färre uppenbara artefakter observeras och Cora Dendrite skrifter var lättare lösas (Figur 3B, 3C). Dendrite membran kan mätas vid cirka 114 nm i bredd i muskel-off filéer men verkade vara 272 nm bred i muskel på filéer (figur 3D, 3E). Således våra protokoll möjliggör tillämpningen av super-upplösning mikroskopi för att visualisera klass IV da nervceller.
Figur 1. Översikt över Muscle Borttagningsproceduren. En larv dissekeras och fästs en silikonelast dissekera skålen. Att avlägsna muskelvävnad, är en pincett prong insatt mellan muskeln och epidermala cellskikt, med början från den dorsala mittlinjen i närheten av en segmentgräns (2,2). Tången dras uppåt för att bryta fästet mellan muskel och kroppsväggen (2,3). Detta upprepas för segment av intresse och sedan larven är fixerad i formaldehyd (2,5). Efter fixering, är pincett används för att separera kvarvarande muskelvävnad från kroppen väggen (2,7-2,8) Den larver nagelband och epidermis visas i orange, klass IV da nervceller i grönt, och muskler i rött. Inlägg i (2,2) och (2,7) representerar tvärsnittsvyer av en enda larv hemi-segment. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Muskel RemovalFörbättrar Confocal avbildning av DA-neuroner och epidermis Immunofluorescens av Cora. (Grön, AC) eller Dlg (grön, DE) påvisades med muskelvävnad (A, B, D) och utan muskelvävnad (C, E). Klass IV DA-neuroner var märkta med användning av GAL4 '477 föraren att uttrycka UAS-CD4: tdTomato och detekterades med en anti-dsRed antikropp (röd). Muskel-on och muskel off prover märkta för Cora först avbildas med en konfokalmikroskop under identiska förhållanden (A, C) och sedan med ökad lasereffekt för att kompensera för muskelstörningar (B). Muskel-on och muskel off prover märkta för Dlg avbildades i individuellt optimerade förhållanden. Alla bilder är konfokala Z-projektioner. Den mellersta (gröna) och botten (röd) paneler visar individuella kanaler; ovanpanelema är de sammanslagna kanaler. Gränsen för den muskelvävnad (streckade linjer), i klass IVda neuron soma (cyan pilar), Cora och Dlg dendrit områden (vita pilar), epidermal cellgränser (magenta pilar), NMJ (gula pilar) och luftstrupe (orange pilar) indikeras. Skala bar = 20 pm. Klicka god här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Muskel Removal Aktiverar Super-upplösning avbildning av DA-neuroner och epidermala celler. Immunofluorescens detektion av Cora (grön) i klass IV da nervceller med muskler intakt (A, B) och efter muskel borttagning (C). Klass IV da nervceller märktes som i figur 2 Muscle-on och muskel off prov avbildades med en strukturerad belysning mikroskop först under identiska förhållanden (A, C). muskel på provi (A) sattes sedan återavbildas med ökad lasereffekt och exponeringstider för att kompensera för muskelstörningar (B). Alla bilder är Z-projektioner. Den mellersta (grön) och botten (röd) paneler av AC visar enskilda kanaler. Den övre panelen i AC är en sammanslagning. Epidermal cellgränser (magenta pilar), Cora Dendrite skrifter (vita pilar), och en bildrekonstruktion artefakt (gul pilspets) indikeras. Infällningar i bottenpanelema om B och C motsvarar D och E, respektive. Den skenbara bredd dendrit membranet visas i muskel-on (D) och muskel-off (E) prover. Skalstrecken = 3 m (AC) och 0,5 pm (D, E). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här ett protokoll beskrivs för manuell borttagning av muskelvävnad från Drosophila larver filéer. Detta protokoll modifierar tidigare beskrivna larver dissekering tekniker 10,11. Efter larven dissekeras i en silikonelastomer maträtt, är den dorsala mittlinjen belägen. En enda pincett stift, i dess platt möjliga orientering, noggrant in mellan muskelvävnad och epidermis, nära ryggens mittlinje. Tången försiktigt dras uppåt för att separera muskelvävnad från en fästpunkt i varje larv segment av intresse. Larver filén fixeras därefter i kallt formaldehyd, varefter pincett används igen för att dra bort muskler från de återstående fästpunkter.
Även om det är frestande att utföra hela den muskelborttagningsproceduren efter fixering, finner vi att sträckta muskler, en gång fastställts, förblir tillplattad och noga apposed till epidermis även efter lösgörande från en fästpunkt, vilket gördet svårt att manipulera utan att skada den underliggande vävnaden. Dessutom, enligt vår erfarenhet, fast muskelvävnad är sprött och tårar lätt, förhindrar dess fullständiga avlägsnande från kroppen väggen. Däremot när muskeln är frånkopplad från en fästpunkt före fixering, kommer det att dra ihop sig i riktning mot den kvarvarande fästpunkten under fixeringen, lämnar vävnads stubbar som lättare kan gripas av pincett och dras från larvkroppen väggen.
För att på bästa sätt bevara prover, måste stor omsorg vidtas för att minimera kontakten mellan pincett och överhuden under förfarandet muskel bort. Som ett resultat kan våra protokoll lägga flera minuter till tidigare beskrivna dissekering tekniker 10,11. För att undvika nedbrytning av bindvävnad, bör antalet larver som dissekeras före fixering begränsas så att förflutna tiden är inte mer än 25 minuter. Dessutom rekommenderar vi att testa flera par av pincett - tång av samma model kan variera avsevärt i form och skärpa - och justera i vilken utsträckning filéer sträcks före muskel bort för att förbättra vävnads bevarande och dissektion hastighet.
Slutligen rekommenderar vi att experimentera med användning av Ca2 + -fri HL3.1 saltlösning kontra standard HL3.1 saltlösning under larv dissekering. I frånvaro av kalcium, är larver muskelsammandragningar kraftigt reducerad. Således kan larver filéer vara lättare att manipulera när dissekeras i Ca2 + -fri HL3.1 saltlösning. Men finner vi att muskelsammandragning skapar utrymme mellan muskeln och epidermis och detta kan underlätta införandet av pincett mellan dessa vävnader och samtidigt minimera risken för skador på överhuden. Som ett resultat, kan standard HL3.1 vara att föredra för att bevara integriteten hos epidermis och DA-neuroner. Vi uppnå goda resultat med antingen saltlösning och valet lämnas till användaren.
Medan våra protokoll ökarvaraktigheten och komplexiteten hos tidigare beskrivna dissektion tekniker 10,11, erbjuder flera förbättringar som är användbara för avbildning av larver sensoriska neuroner och epidermala celler. För det första tillåter det avbildning av neuronalt och epidermally uttryckta proteiner som annars är dolda av muskelvävnad. För det andra, det förbättrar fluorescenssignalen till brusförhållande. Slutligen gör det användningen av super-upplösning mikroskopi för överlägsen diskriminering av protein rumsliga relationer i da nervceller och epidermis. Den förbättrade bildkvalitet som vi ser efter muskel avlägsnande är sannolikt ett resultat av minskad foton absorption och spridning samt minskad avståndet mellan provet och täck. Även om det inte visats här, muskel borttagning sannolikt också förbättrar antikropps tillgång till epidermis och da nervceller, förbättra kvaliteten på immunofluorescens. Större antikropps tillgänglighet kan vara särskilt användbar för immunfluorescensprotokoll som utförs i absence av en vävnad permeabilisering medel 4.
De förbättringar som uppnås genom användning av detta protokoll kommer sannolikt att gynna studier av neuronala och epidermala faktorer som reglerar dendrit morfogenes i sensoriska neuroner. Dessutom har muskel bort tidigare underlättat elektro studie av sensoriska neuroner i larvkroppen väggen och en modifierad version av detta protokoll kan vara användbar för framtida studier som använder neurofysiologisk manipulation av larver sensoriska neuroner. Slutligen kan en modifierad version av detta protokoll vara användbar mot andra tillämpningar såsom isolering av enskilda da nervceller för genuttryck profilering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har ingenting att lämna ut.
Acknowledgments
Vi tackar Gary Laevsky för bra diskussioner om mikroskopi. Detta arbete har finansierats av NIH bidrag R01GM061107 och R01GM067758 till ERG
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72701-D | |
| Micro Scissors, 8 cm, straight, 5 mm blades, 0.1 mm tips | World Precision Instruments | 14003 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | for dissecting plates |
| Austerlitz insect pins, 0.1 mm | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Fostec 8375 light source | Artisan Technology Group | 62792-4 | |
| Zeiss Stemi 2000 | Carl Zeiss Microscopy | ||
| Vectashield antifade mounting medium | Vector Laboratories | H-1000 | for confocal microscopy |
| Prolong Diamond antifade mountant | Life Technologies | P36970 | for structured illumination microscopy |
| Micro cover glass, 22 x 22 mm, No. 1.5 | VWR | 48366-227 | |
| Superfrost Plus microscope slides, 25 x 75 x 1.0 mm | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Mouse anti-Coracle antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | C615.16 | supernatant, dilute 1:50 |
| Mouse anti-Discs large antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 4F3 | supernatant, dilute 1:50 |
| Rabbit anti-dsRed antibody | Clontech | 632496 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-rabbit antibody, Alexa Fluor 568 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11011 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11001 | dilute 1:500 |
References
- Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136 (7), 1049-1061 (2009).
- Parrish, J. Z., Emoto, K., Kim, M. D., Jan, Y. N. Mechanisms that regulate establishment, maintenance, and remodeling of dendritic fields. Annu Rev Neurosci. 30, 399-423 (2007).
- Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in Drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
- Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of Drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in Drosophila sensory neurons. Neuron. 63 (6), 788-802 (2009).
- Jiang, N., Soba, P., Parker, E., Kim, C. C., Parrish, J. Z. The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development. 141 (13), 2657-2668 (2014).
- Meltzer, S., et al. Epidermis-derived Semaphorin promotes dendrite self-avoidance by regulating dendrite-substrate adhesion in Drosophila sensory neurons. Neuron. 89 (4), 741-755 (2016).
- Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D.
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological analysis of Drosophila larval peripheral sensory neuron dendrites and axons using genetic mosaics. J Vis Exp. (57), e3111 (2011).
- Gustafsson, J. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. J Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
- Ashdown, G. W., Cope, A., Wiseman, P. W., Owen, D. M. Molecular flow quantified beyond the diffraction limit by spatiotemporal image correlation of structured illumination microscopy data. Biophys J. 107 (9), L21-L23 (2014).
- Zhang, W., Yan, Z., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Sound response mediated by the TRP channels NOMPC, NANCHUNG, and INACTIVE in chordotonal organs of Drosophila larvae. PNAS. 10 (33), 13612-13617 (2013).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).
