Summary
Исследования нейронов формообразования с использованием дрозофилы личиночной разветвление дендритов (DA) нейроны выгоду от визуализации на месте нейрональных и эпидермальных белков в иммунофлюоресценции. Мы опишем процедуру, которая улучшает иммунофлуоресцентного анализ нейронов да и окружающих клеток эпидермиса путем удаления мышечной ткани от личиночной стенки тела.
Abstract
Дрозофилы личиночной дендритных разветвление (да) нейроны являются популярной моделью для исследования механизмов морфогенеза нейронов. Da нейроны развиваются в связи с эпидермальных клеток , которые они возбуждают и , следовательно , их анализ выгод от in - situ визуализации обоих neuronally и epidermally выраженных белков с помощью иммунофлюоресценции. Традиционные способы приготовления личиночной филе для иммунофлюоресценции экспериментов оставить нетронутыми мышечной ткани, которая покрывает большую часть стенки тела, представляя несколько проблем для визуализации нейронов и эпидермальные белки. Здесь мы опишем метод удаления мышечной ткани от дрозофилы личиночной филе. Этот протокол позволяет визуализации белков, которые в противном случае затемняется мышечной ткани, улучшает отношение сигнал-шум и облегчает использование сверхвысокого разрешения микроскопии для изучения развития да нейрон.
Introduction
Дрозофилы личиночной дендритных разветвление (да) нейроны обеспечивают ценную модель для изучения развития нейронов из - за их аменабельности генетической манипуляции и легкость , с которой они могут быть изображаемого. Эти сенсорные нейроны играют важную роль в выявлении многочисленных путей , которые контролируют дендритов морфогенеза 1-3.
Четыре класса нейронов да (класс I - IV) иннервируют личиночной эпидермис. Эти нейроны лежат между базальной мембраной и эпидермиса, с их дендриты образуя в основном двумерные массивы 4,5. Из четырех классов, класс IV - да нейроны имеют наиболее сильно разветвленные беседок и, как сенсорные нейроны других животных, разработка этих беседок требует внутренних факторов, а также сигналы от соседних тканей, в частности , эпидермис, для их развития 6-9 ,
Исследования с целью определения того, как такое нейронные и экстра-нейронную фактПРС управления дендритов преимущество морфогенез от способности обнаружить экспрессию белка на месте с помощью иммунофлуоресценции. Наружная кожица личинки непроницаема для антител, но это препятствие легко преодолевается подготовки личиночной филе с помощью хорошо известных методов рассечение 10,11. Тем не менее, стенки тела мышечной ткани, которая лежит только интерьер к базальной мембране представляет несколько проблем по отношению к визуализации нейронов да и эпидермальных клеток. Во-первых, мышечной ткани, что линии большинство стенки тела, сильно затемняет флуоресцентные сигналы, исходящие от нервных клеток или эпидермальной ткани. Это в значительной степени уменьшает отношение сигнала к шуму в образце. Во-вторых, многие соответствующие белки могут быть выражены в мышечной ткани, а также в нейронах или эпидермиса. Эта мышца полученный сигнал флуоресценции, вероятно, еще неясного обнаружения сигнала флуоресценции от нейроном или эпидермиса. И, наконец, достижения в области микроскопии технологий нетж разрешение изображения образцов при разрешении суб-дифракционного и может быть особенно полезно в плане определения локализации белков, которые экспрессируются в нейронах и окружающих клеток эпидермиса 12,13. Тем не менее, визуализация с помощью супер-разрешения преимуществ микроскопии от сильного сигнала к шуму и непосредственной близости от образца к покровным. В дополнение к уменьшению сигнала к шуму, личиночные стенки тела мышечные расстояния да нейронов от покровного, ограничивая тем самым улучшенное разрешение изображения, которое может быть достигнуто с помощью методов микроскопии сверхвысокого разрешения. Кроме проблем для иммунофлуоресцентного анализа, мышечной ткани представляет собой барьер для электрофизиологические записи от сенсорных нейронов в личиночной стенки тела. Поэтому его удаление преимущества нейрофизиологическую манипуляции сенсорных нейронов 14.
Вот способ ручного удаления дрозофилы личиночной мышечной ткани описана. Показано, что наш протокол рermits иммунофлюоресценции визуализации белков, которые в противном случае затемняется мышечной ткани, улучшает соотношение сигнал-шум для визуализации IV класса нейронов да, и дает возможность использовать сверхвысокого разрешения микроскопии, чтобы лучше различать пространственные соотношения белков и клеточных структур в нейронов да и эпидермис.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Примечание: Процедура удаления мышц (рисунок 1) представляет собой модификацию ранее описанных способов получения личиночных галтелей. Шаги , которые предшествуют и следуют за удаление мышц изложены кратко и читатель отсылается к предыдущей работе 10, 11 для более подробного описания.
1. Рассеките Личинка в холодной солевой раствор
- Подготовить рабочее разведение холодного HL3.1 солевого раствора 15 или холодного Ca 2+ -бесплатно HL3.1 солевой раствор 11 (таблица 1). Поместите личинку в силиконового эластомера блюдо только с достаточным количеством холодного физиологического раствора, чтобы покрыть дно тарелки.
ПРИМЕЧАНИЕ: См Обсуждение относительно выбора физиологического раствора.
| 1x HL3.1 физиологический раствор (рН 7,2) |
| 5 мМ HEPES |
| 70 мМ NaCl |
| 1,5 мМ CaCl 2 (опустим для Ca 2+ -бесплатно физиологический раствор) |
| 4 мМ MgCl 2 |
| 10 мМ NaHCO 3 |
| 5 мМ трегалоза |
| 115 мМ сахарозы |
| Фильтр стерилизовать и хранить при температуре 4 ° C |
| Примечание: Состав имитируют насекомых гемолимфы |
Таблица 1. Состав холодной солевой раствор.
- Поместите личинку с вентральной стороной вверх. Вентральной личинки могут быть идентифицированы с помощью брюшных dentical поясов и спинной стороне первичным личиночных трахей трубок, идущих от передней к задней. Stretch личинку в передне-заднем направлении и пин-код голова и хвост ксиликонового эластомера рассекает блюдо с использованием насекомых булавками. Используйте тонкие анатомические ножницы, чтобы разрезать вдоль вентральной средней линии, начиная с одного конца и продвигается по направлению к другому.
Примечание: Эта ориентация сохраняет широко изученный спинным скопление нейронов да. - После того, как личинка разрезают, придавить четыре угла к рассекает блюдо, как будто открывая книгу. Используйте пинцет, чтобы захватить и удалить внутренние органы, включая ЦНС, кишечника и трахеи. Отрегулируйте насекомых булавками так, чтобы филе тугой, но не максимально растянуты.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мышцы прикреплены к стенке тела на сегментных границах. Хотя мышцы покрывают большую часть стенки тела, они отсутствуют в узкой области вблизи средней линии спины.
2. Мышцы Удаление
- Найдите средней линии спины личинки, где мышечная ткань отсутствует. Поместите единственный щипцов штырек таким образом, что он может быть вставлен под мышечной ткани в плоской возможной ориентации.
- Начинается ссредней линии спины, вблизи передней границы сегмента, аккуратно вставьте щипцами зубец между мышцами и эпидермисом, следя за тем, чтобы свести к минимуму контакт между щипцами и эпидермиса.
- Потяните вверх щипцами, чтобы сломать крепление мышцы к стенке тела в одной точке крепления. Повторите этот процесс для оставшихся геми-сегмента (ов), представляющие интерес.
Примечание: Этот протокол оптимизирует сохранение задней части каждого поля дендритов да нейрон. Чтобы сохранить переднюю часть дендритов поля, то лучше вставить щипцов зубец на заднем конце каждого сегмента. - Заново отрегулировать насекомых булавками таким образом, что личиночной филе максимально растянуто во всех направлениях.
- Закрепить филе в то время как он все еще прижат к рассекает блюдо с использованием холодного, свежеприготовленный 4% формальдегида в PBS в течение 25 мин.
- Промыть 5 раз в PBS.
- Используйте пинцет, чтобы осторожно отодвинуться мышечную ткань из оставшихся точек привязки, следя за тем, чтобы свести к минимуму ContàКТ с эпидермисом.
- Открепить и снять филе с рассекает блюдо до 1,5 мл трубки микроцентрифужных. Выполните все последующие мойки, блокирование, и шаги иммунофлюоресценции окрашивания, как описано выше 11.
3. Установить личиночной филе
- Сначала удалите голову и хвост, используя тонкие анатомические ножницы для того, чтобы сделать выборку как можно более плоскими. Установите филе на покровное в antifade mountant с внутренней поверхностью филе, обращенной к покровным.
- Поместите стекло микроскопа на покровное и нажмите осторожно, чтобы разогнать монтажную среду. Флип стекло микроскопа снова и запечатать покровное на слайде с помощью лака для ногтей. Слайды можно хранить при -20 ° С в течение по крайней мере, одного месяца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Показана полезность процедуры удаления мышц для улучшения сигнала к шуму в иммунофлюоресценции экспериментов совместно визуализировать перегородками клеммные белки челнок (Cora) и диски-большой (DLG) совместно с IV класса нейронов да меченых с мембранным маркером CD4- tdTomato.
Кора ранее использовался для идентификации трактов где - да нейрон дендриты окружены клетками эпидермиса и является одним из многих факторов , определенных эпидермальных , которые были изучены в сочетании с морфогенеза и функции да нейрон дендриты 4,6-9,16. Иммуноокрашивание с анти-DsRed обнаружить нейроны (красные) и анти-Кора антител (зеленый) проводили на личиночной филе с мышц удалены (мышцы-офф) и с мышцей (мышца-на). Для каждого условия, задняя дендритов поле класса IV-да-нейрон был визуализируют с помощью лазерной сканирующей конфокальной микроскопии. Изображения были получены с использованием идентификатораentical параметры визуализации для обоих условий. Мы дополнительно отображены мышцы на скруглений с помощью увеличения мощности лазера для компенсации помех от мышечной ткани.
В мышечных-офф образцов, Кора может быть четко обнаруживается на границах эпидермальных клеток в прерывистых трактов по классу IV да нейрон дендритов, и с изложением класс IV - да - нейрон сомы (рис 2C). В отличие от этого , его локализацию в этих областях была в значительной степени затемняется в мышцах-на образцах, даже когда мощность лазера была увеличена (рис 2A-2B). В мышечной массы на образцах, Кора была в основном визуализируется в мышцах, трахею, а в нервно-мышечном соединении (НМС), который отделиться от стенки тела в результате процедуры удаления мускул. Сигнал флуоресценции, исходящий из этих тканей затемняется большую часть Cora, что локализуется в эпидермальные границы ячеек и дендритов тракты, за исключением узкой полосы тела вальл вблизи средней линии спины, где мышца отсутствует. Кора , которая очерчивает класс IV - да - нейрон сому не визуализировали в мышцах-на образцах (рис 2А-2В). Визуализация epidermally экспрессированных белков, которые также имеют высокую экспрессию мышц, таких как Dlg, особенно проблематична. В мышечно-на образцах, распределение Dlg в эпидермисе был почти полностью закрыт флуоресценции от мышцы и НМС (рис 2D). После удаления мышц, Dlg легко обнаруживается на границах эпидермальных клеток, в прерывистых трактов вдоль да нейрон дендритов, и с изложением класс IV - да - нейрон сомы (рис 2E). Таким образом, удаление мышц позволяет визуализировать epidermally и neuronally выраженных белков в противном случае затемняется мышц и связанных с ними тканей.
Кроме того, было отмечено, что интенсивность флуоресценции класса IV да нейрон маркер появился уменьшенный в мышцах-на филепо сравнению с мышечными-офф филе , когда были проведены постоянным между двумя образцами препаратов (рис 2А, 2В) параметры изображения. С увеличением мощности лазерного излучения, кажущаяся интенсивность флуоресценции класс IV - да - нейрон маркер может быть сопоставлен с образцами мышц-офф , но фоновый шум был увеличен (рис 2б, 2в). Таким образом, удаление мускул улучшает соотношение сигнал-шум в наших образцах.
И, наконец, мы проверили, действительно ли улучшения, полученные путем удаления мышечной ткани может быть применена к визуализации IV класса нейронов да при разрешении к югу от дифракции. Чтобы сделать это, 3D структурированы освещения микроскопии изображений (SIM) была выполнена, которая достигает примерно 120 нм латеральное разрешение 13. Как и в случае конфокальной микроскопии, мы сравнили мышечные включения и мышцы-офф филе иммуноокрашиванию для Кора и IV класса нейронов да, сначала в одинаковых условиях формирования изображения, а затем после оптимизации мощности лазера, эксповремя Юр, и обработка изображений для мышц-на образцах. Точно так же для конфокальной микроскопии, наблюдалось значительно сниженное отношение сигнала к шуму в мышечной-он , по сравнению с мышечными-офф скруглений (фиг.3А-3С). Кроме того, реконструкция изображения появились острее в образцах мышц-офф. По сравнению с мышце-на образцах, наблюдались меньше явных артефактов и Кора дендритные тракты с большей готовностью решены (рис 3B, 3C). Дендрита мембраны могут быть измерены при температуре приблизительно 114 нм в ширину в мышечных-офф филе , но оказалось 272 нм в ширину в мышцах-на филе (рис 3D, 3Е). Таким образом, наш протокол позволяет применять сверхвысокого разрешения микроскопии для визуализации IV класса нейронов да.
Рисунок 1. Обзор процедуры удаления мышц. Личинка рассекают и прижат к силикономЭластомер рассекает блюдо. Для удаления мышечной ткани, один пинцет зубец вставляется между слоем мышц и эпидермальных клеток, начиная от средней линии спины вблизи границы сегмента (2.2). Пинцет вытягивается вверх, чтобы разорвать соединение между мышечной и тела стенки (2.3). Это повторяется для сегментов, представляющих интерес, а затем личинка фиксируется в формальдегиде (2.5). После фиксации щипцов используются для разделения оставшейся мышечной ткани от стенки тела (2,7 - 2,8) личиночной кутикулы и эпидермис показаны оранжевым цветом, класс IV да нейронов в зеленый, а мышцы в красном цвете. Вставки в (2.2) и (2.7) представляют собой виды в поперечном разрезе одного личиночной полугидрата сегмента. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2. Удаление мышцУлучшает конфокальной микроскопии из нейронов да и эпидермисом иммунофлюоресценции Кора. (Зеленый; AC) или Dlg (зеленый; DE) была обнаружена с мышечной ткани (A, B, D) и без мышечной ткани (C, E). IV класса нейронов да метили с помощью драйвера в Gal4 '477 , чтобы выразить UAS-CD4: tdTomato и детектировали с антителом анти-DsRed (красный). Мышечные-на и мышцы-офф образцы меченые для Cora впервые были визуализируют с помощью конфокальной микроскопии при одинаковых условиях (А, С) , а затем с увеличением мощности лазера для компенсации помех мышц (B). Мышечные-на и мышцы-офф образцы меченые для Dlg были обследованы в соответствии с индивидуально оптимизированных условиях. Все изображения являются конфокальной Z-проекции. Средний (зеленый) и нижний (красный) панели показывают отдельные каналы; верхние панели присоединяемых каналы. Граница мышечной ткани (пунктирные линии), класс IVда нейрон сомы (Cyan стрелки), Кора и Dlg дендритов тракты (белые стрелки), границы клеток эпидермиса (Magenta стрелки), НМС (желтые стрелки) и трахеи (оранжевые стрелки) указаны. Шкала бар = 20 мкм. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 3. Мышцы Удаление Позволяет Супер-разрешение Визуализация нейронов да и эпидермальных клеток. Обнаружение иммунофлюоресценции Кора (зеленый) в IV класса нейронов да с мышцей (A, B) и после удаления мышц (С). Класс IV нейроны да - метили как показано на рисунке 2 Мышечные включения и выключения мышц-образцы были обследованы с помощью структурированного освещения микроскопа сначала при одинаковых условиях (A, C). мышцы-на образецв (А) был затем повторно визуализируют с помощью увеличенной мощности лазера и времени воздействия для компенсации помех мышц (B). Все изображения являются Z-проекции. Средний (зеленый) и нижний (красный) панели переменного тока показывают отдельные каналы. Верхняя панель переменного тока происходит слияние. Границы эпидермальных клеток (Magenta стрелки), Кора дендритные тракты (белые стрелки), и артефакт реконструкции изображения (желтый стрелолист) указаны. Вставки на нижних панелях В и С соответствуют D и E, соответственно. Видимая ширина дендритной мембраны показана в мышечно-на (D) и (Е) образцов мышце-офф. Масштабные полоски = 3 мкм (AC) и 0,5 мкм (D, E). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Здесь протокол описан для ручного удаления мышечной ткани от дрозофилы личиночной филе. Этот протокол модифицирует ранее описанных методов личиночной рассечение 10,11. После того, как личинка рассекают в силиконового эластомера блюдо, средней линии спины расположен. Один пинцет зубец, в своей плоской возможной ориентации, аккуратно вставляется между мышечной тканью и эпидермисом, вблизи средней линии спины. Пинцет осторожно тянут вверх, чтобы отделить мышечной ткани от одной опорной точки в каждом личиночной сегменте интерес. Личиночной филе затем фиксировали в холодном формальдегидом, после чего щипцов используются снова, чтобы отодвинуться мышцы от остальных точек привязки.
Хотя заманчиво выполнить полноту удаления мышц после процедуры фиксации, мы находим, что растянутая мышца, когда-то фиксировано, остается уплощенная и тесно соединенный с эпидермисом, даже после того, как отрыв от опорной точки, что делаетэто трудно манипулировать, не повреждая основной ткани. Кроме того, в нашем опыте, определенная мышечная ткань является хрупким и легко рвет, предотвращая его полное удаление от стенки тела. В отличие от этого, когда мышца отделяется от одной точки привязки до фиксации, она будет сжиматься в направлении оставшейся точки привязки во время фиксации, оставляя окурки ткани, которые могут быть более легко захватывается пинцетом и вытягивались от личиночной стенки тела.
Для того, чтобы наилучшим образом сохранить образцы, значительный необходимо соблюдать осторожность, чтобы свести к минимуму контакт между щипцами и эпидермиса во время процедуры удаления мускул. В результате, наш протокол может добавить несколько минут ранее описанных методов рассечение 10,11. Для того, чтобы избежать деградации тканей, число личинок, которые рассекают до фиксации должна быть ограничена таким образом, что истекшее время составляет не более 25 минут. Кроме того, мы рекомендуем проверить несколько пар щипцов - щипцов одного и того же модель может значительно отличаться по форме и резкость - и регулируя степень, в которой бордюрные растянуты до удаления мышц с целью улучшения консервации тканей и скорость рассечение.
И, наконец, мы рекомендуем поэкспериментировать с использованием Ca 2+ -Free HL3.1 физиологического раствора в сравнении со стандартными HL3.1 физиологического раствора во время личиночной рассечение. При отсутствии кальция, личиночных сокращения мышц значительно снижается. Таким образом, личиночной филе может быть легче манипулировать , когда вскрывали в Ca 2+ -бесплатно HL3.1 физиологический раствор. Тем не менее, мы находим, что сокращение мышц создает пространство между мышцами и эпидермисом, и это может облегчить введение щипцов между этими тканями при сведении к минимуму риск повреждения эпидермиса. В результате, стандарт HL3.1 может быть предпочтительным для сохранения целостности эпидермиса и нейронов да. Получены хорошие результаты либо физиологическим раствором, и выбор остается за пользователем.
В то время как наши увеличения протоколадлительность и сложность ранее описанных методов рассечение 10,11, он предлагает ряд усовершенствований, которые полезны для визуализации личиночной сенсорных нейронов и клеток эпидермиса. Во-первых, она позволяет визуализацию neuronally и epidermally выраженных белков, которые в противном случае затемняется мышечной ткани. Во-вторых, это улучшает флуоресцентный сигнал-шум. И наконец, она позволяет использовать супер-разрешением микроскопии для превосходной дискриминации белковых пространственных отношений в нейронов да и эпидермиса. Улучшенное качество изображения, что мы наблюдаем после удаления мышц, скорее всего, является результатом уменьшения поглощения фотона и рассеяния, а также уменьшение расстояния между образцом и покровное. Хотя это и не как здесь было показано, удаление мышечной, вероятно, также улучшает антительный доступ к эпидермисом и нейронов да, улучшение качества иммунофлюоресценции. Более широкая доступность антитела могут быть особенно полезны для протоколов иммунофлюоресценции, выполненных в Absenв.п. из ткани permeabilizing агента 4.
Усовершенствования, полученные с использованием этого протокола, скорее всего, выиграют исследования нейронных и эпидермального факторов, которые регулируют дендритов морфогенеза в сенсорных нейронов. Кроме того, удаление мышц ранее способствовало электрофизиологическое исследование сенсорных нейронов в личиночной стенкой тела и модифицированная версия этого протокола может быть полезным для будущих исследований, которые используют нейрофизиологические манипуляцию личиночной сенсорных нейронов. И, наконец, модифицированная версия этого протокола может быть полезным в отношении других приложений, таких как изоляция отдельных нейронов-да для экспрессии генов профилирования.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего раскрывать.
Acknowledgments
Мы благодарим Гари Лаевский за полезные дискуссии по микроскопии. Эта работа финансировалась NIH предоставляет R01GM061107 и R01GM067758 с ERG
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72701-D | |
| Micro Scissors, 8 cm, straight, 5 mm blades, 0.1 mm tips | World Precision Instruments | 14003 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | for dissecting plates |
| Austerlitz insect pins, 0.1 mm | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Fostec 8375 light source | Artisan Technology Group | 62792-4 | |
| Zeiss Stemi 2000 | Carl Zeiss Microscopy | ||
| Vectashield antifade mounting medium | Vector Laboratories | H-1000 | for confocal microscopy |
| Prolong Diamond antifade mountant | Life Technologies | P36970 | for structured illumination microscopy |
| Micro cover glass, 22 x 22 mm, No. 1.5 | VWR | 48366-227 | |
| Superfrost Plus microscope slides, 25 x 75 x 1.0 mm | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Mouse anti-Coracle antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | C615.16 | supernatant, dilute 1:50 |
| Mouse anti-Discs large antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 4F3 | supernatant, dilute 1:50 |
| Rabbit anti-dsRed antibody | Clontech | 632496 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-rabbit antibody, Alexa Fluor 568 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11011 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11001 | dilute 1:500 |
References
- Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136 (7), 1049-1061 (2009).
- Parrish, J. Z., Emoto, K., Kim, M. D., Jan, Y. N. Mechanisms that regulate establishment, maintenance, and remodeling of dendritic fields. Annu Rev Neurosci. 30, 399-423 (2007).
- Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in Drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
- Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of Drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in Drosophila sensory neurons. Neuron. 63 (6), 788-802 (2009).
- Jiang, N., Soba, P., Parker, E., Kim, C. C., Parrish, J. Z. The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development. 141 (13), 2657-2668 (2014).
- Meltzer, S., et al. Epidermis-derived Semaphorin promotes dendrite self-avoidance by regulating dendrite-substrate adhesion in Drosophila sensory neurons. Neuron. 89 (4), 741-755 (2016).
- Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D.
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological analysis of Drosophila larval peripheral sensory neuron dendrites and axons using genetic mosaics. J Vis Exp. (57), e3111 (2011).
- Gustafsson, J. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. J Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
- Ashdown, G. W., Cope, A., Wiseman, P. W., Owen, D. M. Molecular flow quantified beyond the diffraction limit by spatiotemporal image correlation of structured illumination microscopy data. Biophys J. 107 (9), L21-L23 (2014).
- Zhang, W., Yan, Z., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Sound response mediated by the TRP channels NOMPC, NANCHUNG, and INACTIVE in chordotonal organs of Drosophila larvae. PNAS. 10 (33), 13612-13617 (2013).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).
