Summary
Studier av neuronal morphogenesis hjelp Drosophila larve dendrittiske arborization (da) nevroner nytte av in situ visualisering av nevronale og epidermal proteiner ved immunfluorescens. Vi beskriver en prosedyre som forbedrer immunfluorescens analyse av da nevroner og omkringliggende epidermal cellene ved å fjerne muskelvev fra larve kroppen veggen.
Abstract
Drosophila larve dendrittiske arborization (da) nevroner er en populær modell for å undersøke mekanismer for nevronale morphogenesis. Da nevroner utvikle seg i kommunikasjon med epidermal cellene de innerverer og dermed deres analyse fordeler fra in situ visualisering av både neuronally og epidermally uttrykte proteiner ved immunfluorescens. Tradisjonelle metoder for å forberede larve fileter for immunofluorescence eksperimenter forlater intakt muskel vev som dekker det meste av kroppen veggen, presentere flere utfordringer til bildebehandling nevronale og epidermal proteiner. Her beskriver vi en fremgangsmåte for fjerning av muskelvev fra Drosophila larve filet. Denne protokollen muliggjør avbildning av proteiner som ellers er skjult av muskelvev, forbedrer signal-til-støy-forhold, og muliggjør anvendelsen av super-oppløsning mikroskopi for å studere da neuron utvikling.
Introduction
Drosophila larve dendrittiske arborization (da) nevronene gir en verdifull modell for å studere nerve utvikling på grunn av deres amenability til genetisk manipulasjon og den enkle som de kan avbildes. Disse sensoriske nevroner har vært medvirkende i identifisering av mange veier som styrer dendritt morphogenesis 1-3.
Fire klasser av da nevroner (klasse I - IV) innerverer larvehuden. Disse neuroner ligge mellom basalmembran og epidermis, med sine dendritter som danner stort sett todimensjonale matriser 4,5. Av de fire klasser, klasse IV da neuroner har de mest sterkt forgrenede og arbors, som sensoriske neuroner av andre dyr, utarbeidelsen av disse arbors krever vesentlige faktorer, så vel som signaler fra nærliggende vev, spesielt epidermis, til deres utvikling 6-9 .
Studier for å bestemme hvordan en slik neuronal og ekstra nevronale faktumORS kontrollere Dendritt morphogenesis nytte av muligheten til å oppdage protein uttrykk in situ ved immunfluorescens. Den ytre skjellaget av larven er ugjennomtrengelig for antistoffer, men denne hindringen er lett overvinnes ved utarbeidelse av larver filet gjennom veletablerte disseksjon metoder 10,11. Men kroppsveggen muskelvev som ligger like interiør til basalmembran presenterer flere utfordringer mot visualisering av da nevroner og epidermal cellene. Først, muskelvev, hvilke linjer fleste av kroppsveggen, i stor grad skjuler fluorescente signalene som kommer fra neuronal eller epidermale vev. Dette reduserer vesentlig den signal til støyforhold i prøven. For det andre kan mange relevante proteiner uttrykkes i muskelvev, så vel som i neuronene eller epidermis. Dette muskel-avledede fluorescens-signalet er egnet til å ytterligere utydeliggjøre deteksjon av en fluorescens-signal fra neuron eller epidermis. Til slutt, fremskritt innen mikroskopi teknologier now tillatelse avbildning av prøver på sub-diffraksjon oppløsning og kan være spesielt nyttig i kresne lokalisering av proteiner som er uttrykt i nerveceller og omkringliggende epidermal cellene 12,13. Men bildebehandling via super-oppløsning mikros fordeler fra et sterkt signal til støyforhold og nærhet av prøven til dekkglass. I tillegg til å redusere signal til støyforhold, larve legeme veggmuskel avstander da neuroner fra dekkglass, og begrenser derved den forbedrede bildeoppløsning som kan oppnås med super-oppløsning mikroskopi metoder. Foruten utfordringer for immunfluorescens analyse, presenterer muskelvev en barriere for elektrofysiologisk opptak fra sensoriske nerveceller i larvekroppen veggen. Fjerning fordeler derfor nevrofysiologiske manipulering av sensoriske nevroner 14.
Her en metode for manuell fjerning av Drosophila larve muskelvev, er beskrevet. Vi viser at vår protokoll permits immunfluorescens avbildning av proteiner som ellers er skjult av muskelvev, forbedrer signal-til-støy-forholdet for visualisering av klasse IV da neuroner, og muliggjør bruk av super-oppløsning mikroskopi for å bedre diskriminere romlige forhold mellom proteiner og cellulære strukturer i da nevroner og epidermis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Merk: Fremgangsmåten for muskel fjerning (figur 1) er en modifikasjon av tidligere beskrevne metoder for å forberede larve fileter. Trinnene som forut for og følge muskel fjerning skisseres kort og leseren blir referert til tidligere arbeid 10, 11 for mer detaljerte beskrivelser.
1. dissekere Larva i Cold Saline
- Forbered en arbeidsgruppe utvanning av kald HL3.1 saltvann 15 eller kald Ca 2+ -fri HL3.1 saltvann 11 (tabell 1). Plasser larve i en silikonelastomer tallerken med akkurat nok kaldt saltvann for å dekke bunnen av fatet.
MERK: Se diskusjon om valg av saltvann.
| 1x HL3.1 saltløsning (pH 7,2) |
| 5 mM HEPES |
| 70 mM NaCl |
| 1,5 mM CaCl2 (utelate for Ca 2+ -fri saltvann) |
| 4 mM MgCl2 |
| 10 mM NaHCO3 |
| 5 mM trehalose |
| 115 mM sukrose |
| Filter sterilisere og oppbevar ved 4 ° C |
| Merk: Sammensetning ligner insekt hemolymph |
Tabell 1. Sammensetning av Cold Saline.
- Plasser larve med ventral siden opp. Den ventrale overflate av larven kan identifiseres ved abdominal dentical belter og den dorsale side av primærlarve trakealtubers går fra fremre til bakre. Strekk larven i anterior-posterior retning og pin hodet og halen til ensilikonelastomer dissekere fatet bruker insekt nålene. Bruk tynne disseksjonssaksen å skjære langs den ventrale midtlinjen, som begynner ved en ende og fremover mot den andre.
MERK: Denne orienteringen bevarer ofte studert rygg klynge av da nerveceller. - Etter larven er kuttet åpen, pin de fire hjørnene til dissekere fatet som om å åpne en bok. Bruk pinsett til å ta tak i og fjerne indre organer, inkludert CNS, gut, og luftrøret. Juster insekt pinner slik at fileten er stram, men ikke maksimalt strukket.
MERK: Musklene er forankret til kroppen veggen på segmentgrensene. Selv om muskler dekker det meste av kroppsveggen, de er fraværende i et smalt område nær dorsal midtlinjen.
2. Muskel Fjerning
- Finn rygglinjen av larve, der muskelvev er fraværende. Plasser en enkelt tang spiss slik at den kan føres inn under den muskelvev i den flat mulig orientering.
- Starter pådorsal midtlinjen, nær fremre grensen av segmentet, skyv den pinsett spiss mellom muskler og hud, ta vare å minimere kontakt mellom tang og epidermis.
- Trekk pinsett oppover for å bryte bindingen av muskelen til kroppsveggen ved en forankringspunkt. Gjenta denne fremgangsmåten for den gjenværende hemi-segment (er) av interesse.
MERK: Denne protokollen optimaliserer bevaring av bakre av hver da neuron dendrite feltet. For å bevare den fremre delen av dendrite feltet, er det best å sette inn tang spiss på bakre enden av hvert segment. - Etterjustere insekt pinner slik at larve fileten er maksimalt strukket i alle retninger.
- Fix fileten mens den fortsatt er festet til dissekere fatet ved hjelp av kald, nylaget 4% formaldehyd i PBS i 25 min.
- Skyll 5 ganger i PBS.
- Bruk pinsett til å forsiktig trekke bort muskelvev fra de gjenværende ankerpunktene, ta vare å minimere Contact med epidermis.
- Løsne og fjerne fileten fra dissekere parabolen til et 1,5 ml mikrosentrifugerør. Utfør alle påfølgende vasking, blokkering, og immunfluorescens farging trinn, som tidligere beskrevet 11.
3. Monter Larve Fillet
- Først fjerne hodet og halen hjelp av gode dissecting saks for å gjøre utvalget så flat som mulig. Monter fileten på et dekkglass i antifade mountant med den indre overflate av fileten som vender mot dekkglass.
- Plasser et objektglass på dekkglass og trykk forsiktig for å spre monteringsmedium. Vend objektglass over og forsegle dekkglass på lysbildet bruker neglelakk. Presentasjoner kan oppbevares ved -20 ° C i minst en måned.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi demonstrerer nytten av muskelen fulgt anvisningene for å bedre signal til støyforhold i immunfluorescens forsøk å co-visualisere septate krysset proteiner Coracle (Cora) og plater-store (Dlg) sammen med klasse IV da nerveceller merket med membranen markør CD4 tdTomato.
Cora har tidligere blitt brukt til å identifisere traktene der da nervecellen dendritter er omsluttet av epidermale celler og er en av mange identifiserte epidermal faktorer som har blitt studert i forbindelse med morphogenesis og funksjon da neuron dendritter 4,6-9,16. Farging med anti-DsRed å oppdage nevroner (rød) og anti-Cora antistoff (grønn) ble utført på larve fileter med muskel fjernet (muskel-off) og med muskel intakt (muskel-on). For hver tilstand, ble den bakre dendritt-feltet av klasse IV da neuron avbildes ved hjelp av et laser scanning konfokalt mikroskop. Bilder ble oppnådd ved anvendelse identical bildeparametere for begge forhold. Vi i tillegg fotografert muskel-på filetene ved hjelp av økt laser makt for å kompensere for forstyrrelser fra muskelvev.
I muskel-off prøver, kan Cora klart påvises ved epidermal cellegrensene, i intermitterende traktene langs klasse IV da nervecellen dendritter, og skisserte klasse IV da neuron soma (figur 2C). I kontrast, var dens lokalisering til disse domenene i stor grad skjult i muskel-på prøver, selv når laser makt ble økt (figur 2A-2B). I muskel-on prøver, Cora var primært visualisert i muskel, luftrøret, og ved den nevromuskulære krysset (NMJ), som blir adskilt fra legemet veggen som et resultat av muskelen fjerningsprosedyren. Fluorescens-signalet som kommer fra disse vevene utydeliggjøres det meste av Cora som lokaliserer til epidermal cellegrensene og til dendritt veiene, bortsett fra i den smale stripen av legemet wall nær rygglinjen, hvor muskelen er fraværende. Cora som skisserer klasse IV da neuron soma ble ikke visualisert i muskel-på prøver (figur 2A-2B). Visualisering av epidermally uttrykte proteiner som også har høy muskel uttrykk, for eksempel Dlg, er spesielt problematisk. I muskel-på prøver, ble fordelingen av Dlg i epidermis nesten helt skjult av fluorescens fra muskel og NMJ (figur 2D). Etter muskel fjerning, er Dlg lett oppdages ved epidermal cellegrensene, i intermitterende traktater sammen da nervecellen dendritter, og skisserte klasse IV da neuron soma (figur 2E). Dermed gjør muskel fjerning visualisering av epidermally og neuronally uttrykte proteiner ellers på grunn av reflekser muskler og tilhørende vev.
I tillegg ble det observert at fluorescens intensiteten av klasse IV da neuron markør dukket redusert i muskel-on filetersammenlignet med muskel-off fileter Ved avbildning parametere ble holdt konstant mellom de to prøvepreparater (figur 2A, 2C). Med økt lasereffekt, kan den tilsynelatende fluorescens-intensiteten av klasse IV da neuron da være tilpasset til muskel-off eksempler, men bakgrunnsstøy ble øket (figur 2B, 2C). Derfor forbedrer muskel fjerning av signal til støyforhold i våre prøver.
Til slutt, testet vi om forbedringene oppnådd ved fjerning av muskelvev kan brukes til avbildning av klasse IV da nevroner ved sub-diffraksjon oppløsning. For å gjøre dette, 3D strukturert belysning mikroskopi (SIM) bildebehandling ble utført, som oppnår ca 120 nm lateral oppløsning 13. Som med confocal bildebehandling, sammenlignet vi muskel-on og muskel-off fileter immunostained for Cora og klasse IV da nerveceller, først under identiske bildeforhold og deretter etter å optimalisere laser makt, exposure tid, og bildebehandling for muskel-på prøver. I likhet med konfokal mikroskopi, ble det observert en vesentlig redusert signal til støyforhold i muskel-on i forhold til muskel-off fileter (figur 3A-3C). I tillegg image rekonstruksjon dukket skarpere i muskel-off prøver. Sammenlignet med muskel-på prøver, ble færre åpenbare gjenstander observert og Cora dendrite traktater ble lettere løst (figur 3B, 3C). DENDRITE membraner kunne måles på ca 114 nm i bredden i muskel-off fileter, men viste seg å være 272 nm bred i muskel-on filet (figur 3D, 3E). Dermed vår protokoll muliggjør bruk av super-oppløsning mikroskopi til visualisering av klasse IV da nerveceller.
Figur 1. Oversikt over Muscle fjerning Prosedyre. En larve er dissekert og festet til et silikonelastomer dissekere parabolen. For å fjerne muskelvev, er en tang spiss inn mellom muskel og epidermal cellelaget, fra dorsal midtlinjen i nærheten av et segment grense (2,2). Tangen trekkes oppover for å bryte festet mellom muskel og kroppsveggen (2,3). Dette gjentas for segmenter av interesse og deretter larven er fiksert i formaldehyd (2,5). Etter fiksering blir tang anvendes for å separere de gjenværende muskelvev fra kroppsveggen (2.7 til 2.8) på larve hårstråene og epidermis er avbildet i oransje, klasse IV da neuroner i grønt, og muskler i rødt. Innfellinger i (2.2) og (2.7) representerer tverrsnitt av en enkelt larve hemi-segmentet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2. Muskel RemovalForbedrer Confocal Imaging av da Nerveceller og Immunofluorescensanalyse av Cora huden. (Grønn, AC) eller Dlg (grønn, DE) ble påvist med muskelvev (A, B, D) og uten muskelvev (C, E). Klasse IV da nevronene ble merket med GAL4 '477 driver å uttrykke UAS-CD4: tdTomato og oppdaget med en anti-DsRed antistoff (rød). Muskel-on og muskel-off prøver merket for Cora ble først avbildes med et konfokalt mikroskop under identiske betingelser (A, C) og deretter med økt lasereffekt for å kompensere for muskelforstyrrelser (B). Muskel-on og muskel-off prøver merket for Dlg ble fotografert i henhold til individuelt optimaliserte forhold. Alle bilder er confocal Z-anslag. Den midterste (grønn) og bunn (rød) panelene viser individuelle kanaler; de beste panelene er de fusjonerte kanaler. Grensen av muskelvev (stiplede linjer), i klasse IVda neuron soma (cyan piler), Cora og Dlg DENDRITE traktater (hvite piler), epidermal cellegrensene (magenta piler), NMJ (gule piler), og luftrøret (oransje piler) er indikert. Scale bar = 20 mikrometer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. Muskel Fjerning Aktiverer Super-oppløsning på Imaging av da nevroner og epidermal cellene. Immunofluorescensanalyse påvisning av Cora (grønn) i klasse IV da nerveceller med muskel intakt (A, B) og etter muskel fjerning (C). Klasse IV da neuroner ble merket som i figur 2 Muskel-on og muskel-off prøver ble fotografert med en strukturert belysning mikroskop først under identiske betingelser (A, C).; muskel-på prøvei (A) ble deretter re-avbildes med økt laser makt og eksponeringstider for å kompensere for muskel forstyrrelser (B). Alle bilder er Z-anslag. Midten (grønn) og bunn (rød) paneler av AC viser individuelle kanaler. Den øvre delen av AC er en sammenslåing. Epidermal cellegrensene (magenta piler), Cora dendrite traktater (hvite piler), og et bilde rekonstruksjon gjenstand (gul pilspiss) er angitt. Innfellinger i bunnplatene av B og C svarer til D og E, respektivt. Den tilsynelatende bredde av dendritt-membranen er vist i muskel-on (D) og muskel-off (E) prøver. Skala barer = 3 mikrometer (AC) og 0,5 mikrometer (D, E). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her en protokoll er beskrevet for manuell fjerning av muskelvev fra Drosophila larve filet. Denne protokollen endrer tidligere beskrevet larve disseksjon teknikker 10,11. Etter at larven dissekeres i en silikonelastomer fatet, blir dorsal midtlinjen ligger. En enkelt tang spiss, i sin flat mulig orientering, er nøye inn mellom muskelvev og epidermis, i nærheten av dorsal midtlinjen. Pinsett er trukket forsiktig oppover til eget muskelvev fra en forankringspunkt i hver larve segment av interesse. Larve fileten blir deretter fiksert i kald formaldehyd, hvoretter tangen brukes på nytt for å trekke bort muskel fra de gjenværende ankerpunktene.
Selv om det er fristende å utføre helheten av muskel fjerning prosedyren post-fiksering, finner vi at strukket muskel, en gang fast, forblir flat og tett apposed til epidermis selv etter løsrivelse fra et ankerpunkt, rendedet er vanskelig å manipulere uten å skade det underliggende vev. I tillegg, i vår erfaring, fast muskelvev er sprø og tårer lett, hindret fullstendig fjerning fra kroppen veggen. I motsetning til dette, når muskelen er løsrevet fra en ankerposisjon forut for fiksering, vil det trekke seg sammen mot den gjenværende ankerpunktet under fiksering, og etterlater vev stubber som kan være lettere fanget av pinsett og trukket fra larvekroppsveggen.
For å best bevare eksemplene, må betydelig man sørge for å minimalisere kontakten mellom tangen og overhuden under muskelen fjerningsprosedyren. Som et resultat, kan vår protokoll legge flere minutter tidligere beskrevet disseksjon teknikker 10,11. For å unngå vev degradering, bør antall larver som blir dissekert før fiksering begrenses slik at medgått tid er ikke mer enn 25 minutter. I tillegg anbefaler vi å teste flere par av tang - tang av samme model kan variere betydelig i form og skarphet - og justere i hvilken grad filetene er strukket før muskler fjernes for å forbedre vev konservering og disseksjon hastighet.
Til slutt, anbefaler vi å eksperimentere med bruk av Ca 2+ -fri HL3.1 saltvann versus standard HL3.1 saltvann under larve disseksjon. I fravær av kalsium, er larver muskelkontraksjoner sterkt redusert. Dermed kan larve fileter være lettere å manipulere når dissekert i Ca 2+ -fri HL3.1 saltvann. Vi finner imidlertid at muskelsammentrekning skaper mellomrom mellom muskelen og huden, og dette kan lette innføringen av pinsett mellom disse vev samtidig som risikoen for å skade epidermis minimaliseres. Som et resultat, kan standard HL3.1 være å foretrekke for å bevare integriteten av epidermis og da neuroner. Vi får gode resultater med enten saltvann og valget er overlatt til brukeren.
Mens våre protokoll økervarigheten og kompleksiteten av tidligere beskrevne teknikker disseksjon 10,11, det gir flere forbedringer som er nyttig for avbildning av larve sensoriske neuroner og epidermale celler. Først tillater det avbildning av neuronally og epidermally uttrykte proteiner som ellers skjult av muskelvev. For det andre forbedrer det fluorescens signal til støyforhold. Til slutt, gjør det bruk av super-oppløsning mikroskopi for overlegen diskriminering av protein romlige relasjoner i da nevroner og overhuden. Den forbedrede bildekvaliteten som vi observere følgende muskel fjerning er sannsynligvis et resultat av redusert fotonabsorpsjon og spredning samt redusert avstanden mellom prøven og dekkglass. Selv om det ikke er vist her, muskel fjerning sannsynligvis forbedrer også antistoff adgang til epidermis og da neuroner, å forbedre kvaliteten på immunofluorescens. Greater antistoff tilgjengelighet kan være spesielt nyttig for immunofluorescence protokoller utført i absence av en vev permeabilizing middel fire.
Forbedringene oppnådd ved bruk av denne protokollen er sannsynlig å dra studier av nevronale og epidermal faktorer som regulerer Dendritt morphogenesis i sensoriske nerveceller. Videre har muskel fjerning tidligere tilrettelagt elektrofysiologisk undersøkelse av sensoriske nevroner i larvekroppen veggen og en modifisert versjon av denne protokollen kan være nyttig for fremtidige studier som benytter nevrofysiologiske manipulering av larver sensoriske nerveceller. Endelig kan en modifisert versjon av denne protokollen være nyttig mot andre applikasjoner som for eksempel isolering av enkelt da nevroner for genuttrykk profilering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noe å avsløre.
Acknowledgments
Vi takker Gary Laevsky for nyttige diskusjoner om mikroskopi. Dette arbeidet ble finansiert av NIH tilskudd R01GM061107 og R01GM067758 til ERG
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72701-D | |
| Micro Scissors, 8 cm, straight, 5 mm blades, 0.1 mm tips | World Precision Instruments | 14003 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | for dissecting plates |
| Austerlitz insect pins, 0.1 mm | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Fostec 8375 light source | Artisan Technology Group | 62792-4 | |
| Zeiss Stemi 2000 | Carl Zeiss Microscopy | ||
| Vectashield antifade mounting medium | Vector Laboratories | H-1000 | for confocal microscopy |
| Prolong Diamond antifade mountant | Life Technologies | P36970 | for structured illumination microscopy |
| Micro cover glass, 22 x 22 mm, No. 1.5 | VWR | 48366-227 | |
| Superfrost Plus microscope slides, 25 x 75 x 1.0 mm | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Mouse anti-Coracle antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | C615.16 | supernatant, dilute 1:50 |
| Mouse anti-Discs large antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 4F3 | supernatant, dilute 1:50 |
| Rabbit anti-dsRed antibody | Clontech | 632496 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-rabbit antibody, Alexa Fluor 568 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11011 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11001 | dilute 1:500 |
References
- Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136 (7), 1049-1061 (2009).
- Parrish, J. Z., Emoto, K., Kim, M. D., Jan, Y. N. Mechanisms that regulate establishment, maintenance, and remodeling of dendritic fields. Annu Rev Neurosci. 30, 399-423 (2007).
- Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in Drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
- Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of Drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in Drosophila sensory neurons. Neuron. 63 (6), 788-802 (2009).
- Jiang, N., Soba, P., Parker, E., Kim, C. C., Parrish, J. Z. The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development. 141 (13), 2657-2668 (2014).
- Meltzer, S., et al. Epidermis-derived Semaphorin promotes dendrite self-avoidance by regulating dendrite-substrate adhesion in Drosophila sensory neurons. Neuron. 89 (4), 741-755 (2016).
- Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D.
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological analysis of Drosophila larval peripheral sensory neuron dendrites and axons using genetic mosaics. J Vis Exp. (57), e3111 (2011).
- Gustafsson, J. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. J Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
- Ashdown, G. W., Cope, A., Wiseman, P. W., Owen, D. M. Molecular flow quantified beyond the diffraction limit by spatiotemporal image correlation of structured illumination microscopy data. Biophys J. 107 (9), L21-L23 (2014).
- Zhang, W., Yan, Z., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Sound response mediated by the TRP channels NOMPC, NANCHUNG, and INACTIVE in chordotonal organs of Drosophila larvae. PNAS. 10 (33), 13612-13617 (2013).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).
