Summary
Aqui apresentamos um método para medir os níveis de gordura organismais no terceiro estádio (L3) fase larval de Drosophila melanogaster. Este método explora a relativamente baixa densidade de tecido adiposo para diferenciar entre as larvas com reservas de gordura alterados. A análise à base de empuxo é uma valiosa ferramenta para a triagem rápida, reprodutível e econômico.
Introduction
Drosophila melanogaster tem sido usado por mais de um século no estudo da genética e outras questões biológicas básicas. Nas últimas décadas, tem-se tornado claro que a Drosophila é uma ferramenta poderosa para o estudo de muitas doenças humanas. Como 70 - 80% de genes associados a doenças humanas têm uma mosca ortólogo identificado 1-4, um sistema de Drosophila fornece ainda traduzível simplificado em que para estudar doenças complexas. Metabolismo, em particular, beneficiou de tal estudo. Não só são os genética do metabolismo bem conservadas entre moscas e seres humanos, mas os órgãos e tipos de células relevantes são também muito semelhantes 2,5. Por exemplo, o corpo de gordura das lojas da mosca ambos triacilglicerídeos (TAG) e de glicogênio, funções análogas às realizadas no fígado de mamíferos e adiposo branco tecido 6. Usando Drosophila como modelo para a obesidade humana melhorou muito a nossa compreensão dos lípidosmetabolismo e a genética da obesidade 7. A fase larval de desenvolvimento é particularmente útil para o estudo da segregação de nutrientes para o armazenamento ou utilização, uma vez que é dedicado a alimentação e o armazenamento de energia para ser usado durante pupariation.
Atualmente, existem muitos métodos quantitativos diferentes de determinar os níveis de armazenamento de gordura em Drosophila. O método mais amplamente utilizado é o ensaio colorimétrico acoplado (CCA) 8,9. CCA foi desenvolvido para determinar os níveis no soro humano TAG e opera-se na premissa de que o glicerol libertado a partir da espinha dorsal de triglicéridos vai passar por várias reacções, resultando numa reacção de acoplamento de redox gerar um produto colorido. Absorbância de comprimentos de onda específicos da luz é então medido para determinar a quantidade inicial de glicerol presente. No entanto, o glicerol pode também ser libertada da mono e diacilglic�idos além de TAG e, portanto, pode não ser uma medida precisa da stored gordura corporal 9. Além disso, o pigmento do olho de moscas adultas esmagadas podem interferir com algumas leituras de absorbância e complicar resultados 9,10. Portanto, a CCA deve ser acompanhado e validado por cromatografia em camada fina (TLC), que permite a separação da maior parte das famílias de lípidos que podem ser quantificados por densitometria 10,11. Contudo, algumas classes de lípidos como os esteróis não podem ser analisadas e deve ser quantificado de forma diferente 12. Espectrometria de massa (MS) é uma maneira precisa para quantificar todas as classes principais de lípidos celulares 12,13. No entanto, os processos de extracção de lípidos necessários para analisar por MS são tanto demorado (mais levando quase completo de um dia) e dispendioso. Aqui apresentamos um método alternativo para determinar rápida e barata níveis do organismo de gordura nas larvas L3 de Drosophila melanogaster.
O método apresentado a seguir explora a diferença de densidade entre o tecido gordo e de tecido magro. fa MammalianT tecido tem uma densidade de aproximadamente 0,9 g / mL, enquanto 14 músculo esquelético como uma densidade de 1,06 g / mL de 15. Esta diferença significa que os animais com lojas mais elevados de gordura terá densidade mais baixa do que os animais com lojas mais baixos de gordura, o que permitirá que eles flutuem melhor numa solução de densidade fixa. Esta propriedade permite a triagem extremamente rápido de um grande número de animais, enquanto sendo tanto barato e não-invasiva. Análise à base de flutuabilidade foi usado tanto para confirmar os fenótipos de alterar reguladores conhecidos de níveis de gordura, bem como para identificar novos reguladores genéticos neurológicos e da obesidade 16,17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. recolher os ovos das moscas com genótipos de interesse
NOTA: cruzes Ideal consistem de 150 moscas virgens e, pelo menos, 75 do sexo masculino. colecções de material deve ser composto de pelo menos 200 moscas.
- Prepare placas de uva.
- Adicionar 37,5 g de agar a 1,5 L de água destilada num balão de 4 L.
- Autoclave mistura agar / água durante 50 minutos a 121 ° C (250 ° F).
- Enquanto a água / mistura de ágar é autoclave, adicionar 50 g de sacarose e 500 ml de sumo de uva e agita-se com uma barra de agitação numa placa de agitação aquecida até que a sucrose é dissolvido.
- Desligue o fogo e continue mexendo para esfriar a mistura de suco de uva / sacarose para abaixo de 70 ºC. Teste a temperatura interna com um termómetro de álcool.
- Adicionar 3 g de Drosophila agente anti-fúngicos (por exemplo, Tegosept) para aquecer o sumo de uva mistura / sacarose e agitar para dissolver.
- Quando a água / mistura de ágar está fora da autoclave, permitir que o balão arrefecer ao toque agitando ocasionalmente.
- Usar uma pipeta serológica para adicionar 8 - 10 ml da mistura de uva para a tampa de uma pequena placa de petri (estilo 35 x 10 mm). Permitir que a mistura para coroar maior do que a altura das paredes da tampa para formar uma forma convexa.
- Permitir placas de uva arrefecer durante 2 horas à temperatura ambiente e, em seguida, armazenar em um recipiente hermético a 4 ºC.
- Prepare pasta de levedura.
- Adicionar 6 ml de solução tampão de fosfato (PBS) a 4 g de fermento seco activo vivo em um tubo de 50 ml e misturar com uma espátula até ficar liso.
- levedura loja colar a 4 ºC.
- Adicionar uma pequena dose (cerca de 1/8 colher de chá) de pasta de levedura para o meio de uma placa de uva. Alisar quaisquer arestas com uma espátula.
- Coloque placas de uva em uma incubadora até que tenham atingido a temperatura ambiente.
- Transferir moscas de interesse em uma placa da câmara de coleta de ovos e local de uva wpasta de levedura om virada para dentro na parte superior. Tape placa de uva para a câmara de coleta de ovos para evitar que a placa cair. Certifique-se de escrever informações importantes sobre o genótipo e data na parte inferior da placa de uva.
- Derrubar a câmara de coleta de ovos para permitir que as moscas colocar ovos na placa de uva.
- Coloque uma caixa ou cobertura sobre as câmaras de coleta de ovos e colocá-los em uma incubadora a 25 ºC.
- Permitir moscas colocar ovos para 4-6 hr.
- Terminar a recolha, tendo a placa de uva para fora da câmara de coleta de ovos e transferir as moscas de volta para a sua garrafa de alimentos. Use uma espátula para limpar qualquer pasta levedura excesso da placa de uva. Loja placa de uva em um prato maior petri em uma incubadora umidificada a 25 ºC durante ~ 24 h.
2. Transferência de larvas para Experimental Food
- Preparar alimentos experimental.
NOTA: Esta receita de alimentos baseia-se no estoque Bloomington receita center 18. mudanças importantesincluem a quantidade de levedura para optimizar o valor nutritivo dos alimentos aumentou como avaliado pela temporização de vagar fase (entre 112-120 horas após a recolha de ovos a 25 ° C). Embora tenhamos encontrado esta receita ideal para a saúde e desenvolvimento da nossa larvas experimental, qualquer receita comida é dada calibração aceitável com controlos positivos e negativos, cujos exemplos estão listados na etapa 3.10.- Meça 1.600 ml de água destilada.
- Misturar 134 g de farinha de milho, 10,6 g de Drosophila Agar de Tipo II, e uma parte da água (~ 500 ml) numa proveta de 1 L. Misturar durante 2 minutos com um misturador da mão motorizado.
- Misturar 70 g vivo de levedura activa seca, 18,4 g de farinha de soja, 84,8 g de extracto de malte, e uma parte da água (~ 500 ml) em 1 L de outra proveta. Misturar durante 2 minutos com um misturador da mão motorizado.
- Redemoinho cada copo e despeje em um frasco de 4 L. Use água restante para lavar os copos e adicione para o balão.
- Medir 140 ml de xarope de milho claro e adicionar ao frasco, misture agitando. </ Li>
- Autoclave durante 50 min a 121 ° C (250 ° F) no ambiente líquido.
- Após autoclavagem, despeje comida em um 4 L copo e deixe esfriar. Ajudar o processo de resfriamento através de mistura com um misturador da mão motorizado.
- Depois do arrefecimento do balão suficiente para tocar, adicionar 8,8 ml de ácido propiônico e 16,8 ml de solução de agente / etanol Drosophila anti-fúngicos. Misture bem. (Adicione solução de agente de Drosophila anti-fúngicos, adicionando 380 g Drosophila agente anti-fúngico a 1 L 200 etanol de prova e mexendo em uma placa quente até dissolver, certificando-se a solução não exceda 70 ºC.)
- Pour alimentos em frascos até que o alimento é de aproximadamente 1 polegada de profundidade e deixa-se arrefecer à TA, durante 2-3 h. Ligue frascos e armazenar em uma incubadora a 25 ºC. Use dentro de uma semana.
- Mergulhar uma espátula várias vezes para a camada de topo do frasco de alimento a nota. Isso vai ajudar as larvas de toca e alimentar.
- 22-24 horas após a coleta de ovos temended, use um pincel pequeno para recolher 50 primeiro instar larvas (L1) do mesmo tamanho aproximado. Coloque as larvas no alimento experimental. Limpe o pincel em um laboratório de limpeza e garantir que não há nenhuma larva restante no pincel antes de continuar para outro genótipo.
- Coloque frasco de larvas numa incubadora a 25 ° C e deixa-se desenvolver.
3. Determinar os níveis de gordura em larvas
- Preparar soluções.
- Prepare 1 L de 10x estoque PBS.
- Adicionar 80 g de NaCl, 2 g de KCl, 14,4 g de Na 2 HPO 4, e 2,4 g de KH 2 PO 4 a 800 ml de água num copo de 2 L contendo uma barra de agitação. Mexa com nenhum calor até que todos os sais são incorporados. Traga o pH a 7,4. Aumenta o volume a 1 litro com água.
- Preparar 2 L de PBS 1x. Adicionar 200 ml de solução 10x estoque PBS a 1.800 ml de água.
- Utilize este estoque de 1x PBS para fazer 20% w / v de sacarose.
- Prepare 1 L de 10x estoque PBS.
- Retire o frasco de larvas doincubadora uma vez lá são 20 - 40 larvas andando até as laterais do frasco (geralmente no quinto dia após a coleções de ovos). Gravar a data e o tempo do ensaio, bem como o número de larvas errante.
- Preparar a solução experimental por adição de 11,5 ml de PBS e 9 ml de sacarose a 20% a um tubo de 50 ml.
- Adicionar 20% de sacarose para o frasco até que seja 0,5-1 polegada a partir do topo do frasco.
- Use uma espátula para mexa delicadamente até a camada superior de alimento para as larvas livres que ainda estão escavando no alimento. Todas as larvas vão subir até a superfície da solução de sacarose.
- Utilize uma pinça para gentilmente transferir as larvas para a concentração inicial de sacarose a partir do passo 3.3.
- Usar uma espátula para agitar suavemente as larvas nesta solução.
- Tapar o tubo cónico e upend várias vezes para misturar bem a solução.
- Destape o tubo cônico e agite para criar um vórtice suave.
- Permitir que as larvas de resolver, ou flutuar para o topo a solução ou SiNKing para a parte inferior. Espere 2-5 min para as larvas para resolver.
NOTA: Se ainda houver larvas que são definitivamente não quer flutuar ou afundar, escolher uma linha para usar como ponto de corte para rotular as larvas ou como um floater ou uma chumbada. Aplicar este mesmo critério a todos os genótipos. Usamos o ângulo na parte inferior do tubo cónico como a fronteira. ADP ou SIR2 17 larvas mutante pode ser utilizado como um controlo positivo e 19 LSD2 mutantes pode ser usado como um controlo negativo para a calibração do ensaio. - Grave o número de larvas flutuante e a concentração específica testada.
- Adicionar 1 ml de sacarose a 20% à solução experimental para aumentar a sua densidade.
- Repita os passos 3,7-3,10. Grave o número de larvas flutuante e esta nova concentração.
- Continuar passos 3.12 e 3.13 até, pelo menos, 95% das larvas são flutuante.
- Use uma pinça para recolher todas as larvas em um prato dissecção preenchido com PBS.
- Obslarvas Erve sob um microscópio e nota se houver qualquer pequena larva, pré-pupa, pupa, ou quaisquer outras diferenças entre genótipos.
NOTA: O ideal é que todas as larvas devem aparecer homogênea e, ao mesmo estágio de desenvolvimento. Nós só temos observado medições de gordura consistentes nestas condições. - Registe o número total de larvas.
- Utilizando uma pinça, transferir 10 larvas para um laboratório limpe para secar. Rotular um tubo de microcentrífuga e colocar 10 larvas no tubo.
- Flash congelar as larvas em nitrogénio líquido. Armazenar o tubo à temperatura de -20 ºC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
A Figura 1 representa um exemplo de como o ensaio baseado em flutuabilidade pode detectar ambas as lojas mais elevados e mais baixos de gordura em larvas geneticamente manipuladas. A Figura 1A mostra que a excitação ou silenciamento de um certo subconjunto de neurónios (E347) no cérebro das larvas induz menor teor em gordura e maior lojas, respectivamente. O mesmo fundo genético de controlo foi utilizado em ambos os casos. A Figura 1B mostra um exemplo de como este fenótipo obtida pelo ensaio de densidade é corroborado por extracção de lípidos neutros e quantificação por GCMS.
Figura 1. função neuronal em regiões específicas do cérebro larval é necessária e suficiente para o Regulamento de gordura corporal. A atividade neuronal na linha E347-GAL4 indicado foi silenciado pela superexpressão de Shi DN, Ou activado por sobre-expressão de RN, conforme indicado nos painéis, e os efeitos na gordura corporal foram avaliados. (A) Percentagem de larvas flutuar no estado de equilíbrio de densidade em soluções diferentes. Cinquenta larvas foram examinadas por réplica biológica, n = 7 - 9 repetições biológicos por genótipo de gordura (B) do corpo por cento (total lípidos neutros incluindo fosfolípidos triacilglicéridos e divididas pelo peso corporal) tal como medido por GCMS 17,20 (n = 8).. As linhas azuis ou barras representam GAL4-only (sem UAS) animais cruzou para w 1118 para controlar os efeitos de fundo genético. Os valores de P representam resultados de testes t de duas caudas. **** P <0,0001, *** P = ,0001-,001, ** P = 0,001-0,01, * P = 0,01 a 0,05. As barras de erro mostram SEM. Esta figura foi modificado 16. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Há uma grande variedade de técnicas que têm sido desenvolvidos para medir os níveis de lípidos 8-10. No entanto, cada um destes métodos é fornecido com alguns dos principais inconvenientes que são resolvidos pelo ensaio baseado em flutuabilidade descrito acima. Em primeiro lugar, este ensaio é extremamente rápida. O teste de um gradiente de concentração total não leva mais de 30 - 60 min. Esta é uma grande melhoria sobre a maioria das técnicas correntemente em uso. Por exemplo, a quantificação de lípidos por MS leva 7-9 horas para isolar os lípidos e outras várias horas a analisá-los. Isto é um impedimento forte quando se realiza uma tela em um grande número de animais. Ao medir um fenótipo de flutuação rápida, pode-se rapidamente focar os genótipos que têm o fenótipo de interesse. Em segundo lugar, o ensaio de densidade exige apenas reagentes comuns, tais como sais (por PBS) e sacarose. Isto faz com que seja muito mais fácil e mais barato para o rastreio de um grande número de larvas ou testar rapidamente um genótipo interessante. Finalmente, este protocolo ié não-invasivo e as larvas ainda estão vivos no final. Isto permite que a experimentação posterior a ser realizada nos animais, tais como a quantificação de lípidos específicos ou transcrição ou análise de proteínas. Além disso, larvas recuperadas pode ser autorizado a continuar o crescimento até a idade adulta.
Um benefício adicional desta técnica sobre os outros é um aumento da sensibilidade a pequenas alterações nos níveis de gordura numa população. Através da realização de um gradiente de concentração inteiro em uma população de 50 larvas, pequenas mudanças nos níveis de gordura população será identificado por uma alteração nas concentrações intermédias, embora a concentração em que as larvas começam flutuante e são totalmente flutuou pode não ser diferente do que os controlos . Esta pequena mudança na população não podem sempre ser identificado por outros métodos de quantificação de gordura uma vez que exigem um grande grupo de larvas para analisar. O ensaio de densidade, por outro lado interroga indivíduos dentro da população e, consequentemente, pode identificar these pequenas alterações ou mudanças na distribuição geral da população.
Como esta técnica baseia-se na densidade da solução para produzir resultados fiáveis, é extremamente importante que o PBS e soluções de sacarose são feitas de forma consistente. Verificou-se que diferentes receitas PBS produzir diferenças na densidade da solução, levando a resultados variáveis. Usamos a receita descrita acima para obter resultados consistentes. Além disso, fazendo com que a sacarose a 20% a partir do mesmo lote de 1x PBS é importante, uma vez que resulta na mesma densidade da solução de fundo. Se as duas soluções foram feitas separadamente, pequenas variações na densidade PBS poderia trazer densidade variável adicional para além da adição de sacarose ao frasco cónico experimental. Por último, a evaporação pode ser um problema, porque ao longo do tempo as soluções irão tornar-se mais concentrada com a evaporação de água. Portanto, é importante para tampar as garrafas firmemente e para refazer a solução a cada semana para que o experimentalsoluções permanecem consistentes.
Entre as etapas descritas acima, existem várias etapas críticas que, se alterados, podem resultar em resultados imprecisos pelo ensaio flutuabilidade. Em primeiro lugar, é importante que as larvas transferido para o frasco de alimento experimental ser a mesma idade. Transferir larvas que variam em tamanho irá resultar em larvas em diferentes estádios de desenvolvimento no momento em que o ensaio é realizado a flutuabilidade. Este protocolo foi desenvolvido para determinar as alterações nos níveis de gordura no vagando L3 larvas e não vai funcionar com precisão para L3 cedo ou pré-pupa ou mais tarde. No início larvas de terceiro estádio têm uma tendência a flutuar de forma independente dos níveis de gordura, enquanto pré-pupas e pia pupas, mesmo em altas concentrações usadas. Por esta razão, a idade das larvas L1 transferido é crítica. Da mesma forma, o ponto no qual o frasco é levado para realizar o ensaio de flutuação é importante. Pelas mesmas razões de tempo de desenvolvimento acima referidos, os frascos devem ser tomadas apenas quando 20 -40 larvas estão vagando para garantir medições de densidade precisos. Além disso, o número de L1 transferidos podem afectar os resultados bem. As amplas frascos utilizados neste protocolo permitir que 50 larvas para comer sem competição durante o desenvolvimento. Um número muito maior de larvas transferidas do que isso irá resultar em competição por alimento e pode afetar a quantidade de gordura armazenada independente do genótipo.
Pode haver genótipos com tais níveis de gordura extremamente elevados que a maioria ou a totalidade das larvas vão flutuar na primeira concentração. Neste caso, o protocolo pode ser modificado através da diminuição da concentração da solução de partida de modo a obter um espectro completo da distribuição de densidade de população. Por outro lado, um genótipo específico pode ser tão magra que nenhuma larva flutua no sacarose inicial. Neste caso, as etapas iniciais pode ser omitida e uma concentração mais elevada de partida utilizado. Este ensaio é muito flexível e pode ser modificada para se ajustar melhor uma ampla gama de níveis de gordura.Aconselhamos o uso de controles, como os animais adequados de tipo selvagem (controladas para o fundo genético), controlos positivos (mutantes de gordura estabelecida, tais como ADP ou Sir2 17) e controlos negativos (publicado mutantes magras, como LSD2 19). uso adequado deste protocolo permitirá o rastreio futuro de coleções para determinar novos reguladores do metabolismo e predisposição a obesidade. Além disso, este protocolo fornece uma maneira fácil para os pesquisadores em qualquer campo para testar se a sua manipulação genética de interesse provoca uma alteração nos níveis de gordura, sem a necessidade de protocolos complexos ou equipamentos caros. Este protocolo vai ajudar a elucidar a complexa relação entre genética e obesidade.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bacto Agar | VWR | 214030 | |
| Welch's Original 100% Grape Juice | |||
| Sucrose | Fisher | S512 | |
| Tegosept | Genesee Scientific | 20-259 | |
| Ethanol | 200 proof | ||
| Baker's yeast | Fleichmann's | ||
| Yellow Corn Meal | Quaker | Enriched degerminated | |
| Drosophila Agar Type II | Apex | 66-104 | |
| Soy Flour | ADM Specialty Ingredients | 062-100 | |
| Malt Extract | Breiss | 5748 | |
| Light Corn Syrup | Karo | ||
| Propionic Acid | VWR | U330-09 | |
| Sodium chloride | Fisher | 50147491 | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma | P5655-100G | |
| Sodium phosphate anhydrous | Fisher | S3933 | |
| Potassium chloride | Fisher | P330-500 | |
| 35 x 10 mm petri plate | Fisher | 08-757-100A | |
| 50 ml Conical | Fisher | 50-869-569 |
References
- Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
- Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila development and disease Using Drosophila System to Study Lipid Metabolism Lipids Function in Drosophila Early Development. Acta Biochim Biophys Sin. 45 (1), 44-50 (2013).
- Ruden, D. M., Lu, X. Evolutionary conservation of metabolism explains howDrosophila nutrigenomics can help us understand human nutrigenomics. Genes Nutr. 1 (2), 75-84 (2006).
- Wolf, M. J., Rockman, H. A. Drosophila, genetic screens, and cardiac function. Circ. Res. 109, 794-806 (2011).
- Trinh, I., Boulianne, G. L. Modeling obesity and its associated disorders in Drosophila. Physiology (Bethesda). 28 (2), 117-124 (2013).
- Azeez, O. I., Meintjes, R., Chamunorwa, J. P. Fat body, fat pad and adipose tissues in invertebrates and vertebrates: the nexus. Lipids Health Dis. 13, 71 (2014).
- Dourlen, P., Sujkowski, A., Wessells, R., Mollereau, B. Fatty acid transport proteins in disease: New insights from invertebrate models. Prog. Lipid Res. 60, 30-40 (2015).
- Hildebrandt, A., Bickmeyer, I., Kühnlein, R. P. Reliable Drosophila body fat quantification by a coupled colorimetric assay. PLoS One. 6 (9), e23796 (2011).
- Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, 105-115 (2014).
- Al-Anzi, B., Zinn, K. Colorimetric measurement of triglycerides cannot provide an accurate measure of stored fat content in Drosophila. PLoS One. 5 (8), e12353 (2010).
- Thanh, N. T. K., Stevenson, G., Obatoml, D., Bach, P. Determination of Lipids in Animal Tissues by High-Performance Thin-Layer Chromatography with Densitometry. J. Planar Chromatogr. 13, 375-381 (2000).
- Borrull, A., Lopez-Martinez, G., Poblet, M., Cordero-Otero, R., Rozes, N. A simple method for the separation and quantification of neutral lipid species using GC-MS. Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, 274-280 (2015).
- Shui, G., et al. Toward one step analysis of cellular lipidomes using liquid chromatography coupled with mass spectrometry: application to Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe lipidomics. Mol. Biosyst. 6, 1008-1017 (2010).
- Farvid, M. S., Ng, T. W. K., Chan, D. C., Barrett, P. H. R., Watts, G. F. Association of adiponectin and resistin with adipose tissue compartments, insulin resistance and dyslipidaemia. Diabetes. Obes. Metab. 7 (4), 406-413 (2005).
- Urbanchek, M. G., Picken, E. B., Kalliainen, L. K., Kuzon, W. M. Specific force deficit in skeletal muscles of old rats is partially explained by the existence of denervated muscle fibers. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 56A (5), B191-B197 (2001).
- Mosher, J., et al. Coordination between Drosophila Arc1 and a specific population of brain neurons regulates organismal fat. Dev. Biol. 405 (2), 280-290 (2015).
- Reis, T., van Gilst, M. R., Hariharan, I. K. A buoyancy-based screen of drosophila larvae for fat- storage mutants reveals a role for Sir2 in coupling fat Storage to Nutrient Availability. PLoS Genet. 6 (11), e1001206 (2010).
- Current Bloomington Recipe for Drosophila Medium. , Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University. Available from: http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/bloomfood.htm (2014).
- Teixeira, L., Rabouille, C., Rørth, P., Ephrussi, A., Vanzo, N. F. Drosophila Perilipin/ADRP homologue Lsd2 regulates lipid metabolism. Mech. Dev. 120 (9), 1071-1081 (2003).
- Perez, C. L., Van Gilst, M. R. A 13C Isotope Labeling Strategy Reveals the Influence of Insulin Signaling on Lipogenesis in C. elegans. Cell Metab. 8, 266-274 (2008).
