Summary
이 프로토콜은 나노 동적 프로세스의 관찰을 위해 사용 된 물 AuNPs의 투과 전자 현미경을 스캔하기위한 액체 유동 시편 홀더의 동작을 설명한다.
Abstract
완전히 액체에 포함 된 샘플은 투과 전자 현미경 (TEM) 및 STEM에 대한 시편 홀더에 조립 된 미세 유체 챔버를 사용하여 주사 투과 전자 현미경 (STEM)와 나노 크기의 공간 해상도에서 공부 할 수 있습니다. 미세 유체 시스템은 얇은 실리콘 질화물 (SIN) 막 창을 지원하는 두 개의 실리콘 마이크로 칩으로 구성되어 있습니다. 이 문서에서는 샘플로드 및 데이터 수집의 기본 단계를 설명합니다. 무엇보다 중요한 액체 구획이 제대로 따라서 얇은 액체 층과 진공 밀봉을 제공 조립되어 있는지 확인하는 것입니다. 이 프로토콜은 또한 정확한 조립을 보장하기 위해 샘플 로딩 동안 수행하는데 필요한 테스트들을 포함한다. 샘플이 전자 현미경에 장착되면, 액정 두께를 측정 할 필요가있다. 너무 얇은 액체는 기포가 형성되면 액상의 부재를 나타낼 수있는 반면 잘못된 조립이 너무 두꺼운 액체 초래할 수있다. 마지막으로, 프로토콜공부하는 방법을 이미지를 촬영하는 방법과 동적 프로세스에 대해 설명합니다. AuNPs를 함유하는 샘플은 순수한 물과 식염수 모두 이미징된다.
Introduction
기존의 주사 투과 전자 현미경 (STEM)의 분석에 적합한 표본, 높은 진공 배치에 적합한 구체적으로 건조하고 고체 시료의 범위에 의해 제한된다. 그러나, 많은 과학 기술의 질문은 나노 물질 및 액체 환경에서 프로세스를 우려. 완전히 액체에 포함 된 샘플은 현재 투과 전자 현미경 (TEM) 및 STEM 1 시편 홀더에 조립 된 미세 유체 챔버를 포함하는 개념을 사용하여 STEM으로 공부하실 수 있습니다. 그것이 성장 용해하고, 나노 입자, 2, 3, 4, 5의 응집 공정, (6)을 포함하는 다양한 연구 분야의 중요한 과정으로 새로운 통찰력을 제공하기 때문에 새롭게 개발 된 기술은 점점 더 인기를 끌고있다. 뿐만 아니라 금속, 또한 biominerals 7 및 생물학적 시스템은 8, 9, 10, 11을 연구 할 수있다. 액상 STEM 대한 샘플 로딩 및 화상 획득 건조 시료 STEM보다 다른 전용 훈련을 필요로하는 프로토콜을 포함한다.
마이크로 유체 시스템 (도 1A 참조) 실리콘 질화물 (12)의 에너지가 200 keV로의 전자 빔에 대한 투명한 (SIN) 막 윈도우를 지원하는 두 개의 실리콘 마이크로 구성된다. 치수 이러한 마이크로 칩의 처리의 상세는, (13)이 다른 12에서 찾을 수있다. 샘플은 일반적으로 나노 개체가 포함되어 있습니다. 이 논문에서 우리는 금 나노 입자 (AuNPs)를 관찰했다. AuNPs은 (a 하향 이동하는 전자 빔에 대해) 상부 윈도우에서 고정 또는 액체 비누에 떠있다신분증. STEM 나노 스케일의 공간 해상도는 AuNPs 위에 전자빔을 주사하고 상기 환형 다크 필드 (ADF) 검출기 (9)를 이용하여 송신 산란 전자를 수집함으로써 얻어진다. 두 마이크로 칩은 액체 흐름 TEM 홀더 (1) (홀더 모두 STEM 위해 동작하고 TEM하지만 TEM 홀더라고한다)의 선단부에 소 슬롯에 배치된다. 액체 실이 마이크로 칩 사이에 형성되도록, 마이크로 칩의 하나의 스페이서를 포함한다. 두 마이크로 칩의 양측에 O 링은 액체 실 (13) (도 1b 참조)의 진공 밀봉을 제공한다.
이 문서의 목적은 관심이있는 사용자가이 신흥 새로운 기술에 쉽게 액세스를 찾을 수 있도록 샘플로드 및 데이터 수집의 기본 단계를 설명하는 것입니다. 특정 회사로부터 입수 가능한 시스템이 사용되지만,이 프로토콜은 또한 다른 회사의 시스템에 유효하다. 이 기술은액체 유지 장치 (13)와 협력 할 때, 종래의 TEM과 STEM, 실용적인 측면의 개수보다 더 복잡한 고려되어야한다. 무엇보다 중요한 액체 구획이 제대로 따라서 얇은 액체 층과 진공 밀봉을 제공 조립되어 있는지 확인하는 것입니다. 따라서, 정상적으로 작동하도록 액체 유동 TEM 홀더의 제조 및 조립시에 분진의 형성을 방지하는 것이 매우 중요하다. 특히, O 링과 두 개의 실리콘 마이크로 칩은 각종 오염 물질이 없어야합니다. 마이크로 칩의 하나에 먼지도 작은 입자가 심각 유용한 공간 해상도의 달성을 방지 할 수 있습니다 조립 셀의 두께를 증가시킬 수있다. 더 오염이나 손상이 실험 후 전자 현미경에 남아되지 않도록 진공 밀봉 중요하다. 이 프로토콜은 로딩 절차와 몇 가지 필요한 시험에 대해 설명합니다. 전자 현미경의 동작이 간단하고, BU그것은 고체 시료의 현미경에 비해 몇 가지 추가 단계가 필요 t를. 액체의 두께가 증가함에 따라, 더 많은 전자가 흡수 액체에 의해 산란; 액체 두께의 측정이 필수적이다. 마지막으로, 프로토콜은 연구 될 수 있는지의 이미지를 촬영하는 방법과 동적 프로세스 설명한다.
그림 1 : 주사 투과 전자 현미경 (STEM)에 대한 액체 흐름 셀. (A) 조립 된 액체 셀의 도식입니다. 실리콘 질화물 (SIN) 막 창 두 개의 실리콘 마이크로 칩 두 개의 O 링 사이에 위치한다. 액체는 죄 막 사이에 밀폐되고, 따라서 전자 현미경의 진공으로부터 분리된다. 샘플 위에 초점을 맞춘 전자빔 검색합니다. 대비 산란 전자에서 얻을 수있다. 금 나노 입자 (AuNPs는) 죄 막에서 액체 내에서 고정화뿐만 아니라 이동할 수액체. O 링 두 마이크로 칩 적층 체 (B) 측면도 단면. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Protocol
그림 2 :시 마이크로 칩의 청소 절차. (A) 두 개의 비커 아세톤과 에탄올을 각각 40 ~ 60 mL로 가득합니다. (나) 실리콘 마이크로 칩은 아세톤으로 가득 비커에 배치됩니다. 죄 막으로면이 위쪽으로 향해야합니다. 두 개의 실리콘 마이크로 칩의 반사 명확하게 두 개의 마이크로 칩의 뒷면의 홈을 보여줍니다. (C) 2 분 후, 실리콘 마이크로 칩은 에탄올로 채워진 두 번째 비커에 전송됩니다. 추가 2 분 후에, 실리콘 마이크로 칩은 건조 용 크린룸 조직으로 전송된다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3 : 액체 흐름 투과 전자 마이크roscopy (TEM) 홀더 장비. (A) 플라스틱 배관 및 액체 흐름 주사기와 액체 흐름 TEM 홀더. (B) 상기 홀더 축으로부터 제거 된 액체 흐름 TEM 홀더의 팁 액체 셀 실, O 링 및 2 개의 실리콘 마이크로 뚜껑. 튜브의 팁의 왼쪽으로부터 돌출되어있다. (C) 한 O 링, 마이크로 칩 배치를위한 슬롯을 표시하는 액정 셀 함. (D) 먼지가없는 표면 (알루미늄 호일)에 다른 핀셋. (E) 두 개의 O 링과 액체 전지 실의 뚜껑. (F)의 SiN 막 창에 두 개의 실리콘 마이크로 칩. 왼쪽 : 스페이서없이 샘플 마이크로 칩; 오른쪽 : 200 μm의 스페이서와 커버 마이크로 칩. (G)를 미세 유체 펌프 시스템. 이 figu의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오레.
마이크로 칩의 1. 준비
마이크로 칩의 1. 청소
- 먼지 입자 필터와 층류 후드에서 낮은 먼지 수준의 작업 공간을 준비합니다.
- 배치 및 마이크로 칩의 전송을위한 섬유없는 조직과 순수 에탄올과 광학 현미경 유리 슬라이드를 청소합니다. 페트리 접시에서 클린 룸 조직에 유리 슬라이드를 놓습니다.
참고 : 항상 기술적 인 에탄올을 사용하지 마십시오. - 샘플 배치 (스페이서)없이 5 기본 마이크로 칩, 200 nm 두께의 스페이서 5 마이크로 칩을 선택합니다.
참고 : 창 크기는 20 × 400 μm의 2이며, 죄의 두께는 50 ㎚이다. 치수에 약간의 오차가 존재하기 때문에, 광학 현미경을 이용하여 측정을 확인할 것을 권장한다. - 수납 박스의 마이크로 칩을 제거하고 유리 슬라이드에 배치 탄소 코팅 핀셋을 사용한다. 자신의 보라에 단단히주의 깊게 마이크로 칩을 잡아NG 측면. 죄 막 측이 항상 위쪽으로 향하도록 마이크로 칩을 처리합니다.
참고 : 위쪽에 취약한의 SiN 막을 만지지 마십시오. 또한 마이크로 칩에 이상 누출에 존재하는 실리콘 입자로 인해 문제가 발생할 수 있습니다 그들의 날카로운 모서리, 균열 방지하기 위해 마이크로 칩 취급에주의하십시오.
참고 : 끈적 끈적한 표면에서 마이크로 칩을 제거하는 절차에 대한 교육은 (싼) 더미 마이크로 칩에서 수행 할 수 있습니다. - 페트리 접시에서 클린 룸 조직에 마이크로 칩을 놓습니다. 접시를 닫고 흄 후드로 전송합니다.
참고 : 아세톤을 포함하는 단계는 화학 물질 안전에 대한 흄 후드에서 수행됩니다. - 이 120 mL 유리 비커를 가져 가라. 하나 아세톤 비커하고 청소 에탄올과 다른 씻어. 아세톤 40 ~ 60 mL를 첫 번째 에탄올 40 ~ 60 mL를 다른를 입력합니다.
참고 :이 프로토콜의이 단계 또한 HPLC 급 액체를 사용하는 것이 중요합니다. - 이전보호를 제거하기 위해 아세톤과 함께 비이커에 마이크로 레지스트 층. 부드럽게 효과적으로 마이크로 칩을 씻어 손으로 비커를 이동하지만, 거꾸로 마이크로 칩을 설정하지 않도록주의 - 그림 2를 참조하십시오.
- 2 분 후, 마이크로 칩을 제거하고 신속 에탄올 비이커로 옮긴다. 조심스럽게 레지스트 층의 잔류 물을 제거하기 위해 2 분 동안 에탄올로 손으로 비커를 이동합니다. 알루미늄 호일로 비커를 덮고 층류 공기 흐름 워크 벤치로 전송할 수 있습니다.
주 : 마이크로 칩은 이물질의 침착을 방지하기 위해 전송 중에 건조하게하지 마십시오. - 비커에서 마이크로 칩을 제거하고 새 클린 룸 조직에 배치합니다. 몇 분 동안 그들을 건조하자 페트리 접시에서 광학 현미경 유리 슬라이드에 마이크로 칩을 전송합니다.
참고 : 젖은 마이크로 칩 쉽게 거꾸로 돌려, 주위 플립, 또는 해제 될 때 핀셋에 충실 할 수 있습니다. 이것은 대가 피할 수있다필터 종이에 부드럽게 마이크로 칩을 노래하고 수평 방향으로 멀리 핀셋을 당겨. - 페트리 접시를 닫고 플라즈마 클리너에 마이크로 칩을 전송합니다.
- 플라즈마 클리너로 마이크로 칩으로 유리 슬라이드를 놓습니다. 질화 실리콘 막, 친수성 표면을 렌더링하기 위해 5 분 세정 프로그램을 실행 및 탄화수소를 제거 하였다.
참고 : 우리의 플라즈마 청소기에 적용 적합한 설정은 다음과 같습니다 70 mTorr로, O 2 11.5 SCCM과 ar을위한 35.0 SCCM, 50 W 앞으로 무선 주파수 (RF) 대상, 5 W의 RF 범위의 가스 흐름 및 최대가 RF를 반영합니다. 표면 전하를 유도 할 수있는 임의의 플라즈마가 바람직하다. - , 페트리 접시에 다시 마이크로 칩과 유리 슬라이드를 넣고 뚜껑을 닫은 후 광학 현미경으로 전송합니다.
- 수 막 파열 또는 남아있는 먼지 입자의 광학 현미경에서 마이크로 칩을 검사합니다. 윈도우 영역에 특별한주의를 기울여야과 ar을 나타내는 작은 반점을 확인멤브레인의 upture. 손상된 막에 마이크로 칩을 해제.
- 페트리 접시를 닫고 층류 워크 벤치에 보관하십시오.
마이크로 칩의 샘플 2. 준비
- M. ~ 3의 농도로 30 nm의 직경 시트르산 안정화 AuNPs을 함유하는 스톡 용액을 소량 혼합하여 수성 AuNP 용액 (시트르산 안정화)를 준비
- 방울 응용 프로그램 / 샘플 증착을위한 전송 상자에 깨끗하고 끈적 끈적한 표면에 마이크로 칩을 놓습니다.
- 갓 플라즈마 세정 마이크로 칩의 죄 막 측의 시료 용액의 방울 (1-2 μL)를 배치 (스페이서없이 마이크로 칩을 사용)과 층류 워크 벤치에서 솔루션 건조를 할 수 있습니다.
주 :이 절차는 죄 멤브레인 AuNPs의 농도를 증가시키기 위해 반복 될 수있다. - 염 및 / 또는 계면 활성제를 제거하기위한 마이크로 칩에 탈 이온수 1 μL를 적용한다. 30 초 후, 신중하게여과지로 물 방울을 제거합니다. 마이크로 칩은 층류 워크 벤치에 공기를 건조 할 수 있습니다.
참고 : AuNPs의 충분히 많은 수의 마이크로 칩에 부착 된 것 더 이상 멀리 물에 세척되지 않습니다. - 죄가 시간이 지남에 따라 그 친수성 표면 특성을 잃게로 액체가 실험 기간 동안 다르게 동작시킬 수있는, 4 시간 내에 준비된 샘플 마이크로 칩을 사용합니다. 참고 : 자세한 내용은 토론 섹션을 참조하십시오.
- 스토리지 및 마이크로 칩의 전송을 위해 폐쇄 된 운송 상자를 사용합니다.
액체 흐름 TEM 홀더 2. 준비
- 액체 흐름 TEM 홀더 청소
- 초음파 욕에서 아세톤 및 에탄올을 사용하는 진공 부품에 접촉하고 작업대 배치 새로운 알루미늄 호일의 일부에 의해 제공되는 먼지가없는면에 배치되는 모든 도구 (핀셋 스크류 드라이버)를 청소한다. 장갑 작업액체 흐름 TEM 홀더의 오염을 방지한다.
참고 : 하나가 진공 부품 작업 깨끗한 지 확인하십시오 경우, 도구를 광범위하게 세척 할 필요가 없습니다. 하나의 진공 부품을 건드리지 않고 운반 할 경우 장갑을 회피 할 수있다. - 액체 수용 실, 홀더의 선단이 관찰 될 수있는 방식으로 광 쌍안 현미경 하에서 액체 흐름 TEM 홀더를 배치했다. 그림 3을 참조하십시오.
- 홀더 끝의 뚜껑을 제거하고 먼지가없는 표면에 놓습니다.
주 : 티타늄 뚜껑이 족집게처럼 열심히 재료에 의한 상처에 민감합니다. 민감한 재료 폴리머 코팅 된 핀셋을 사용하는 것이 좋습니다. - 순수한 물의 적어도 1-2 ㎖ (HPLC 등급)을 준비합니다.
참고 한 HPLC 등급의 액체를 사용하지 않는 경우가 확인하는 것을 추천 가능한 유동 시스템의 막힘을 초래할 수있는 미세 입자를 포함하지 않은 액체를 사용하는; FILTER 액체는 미세 기공 필터를 사용하여 필요에 따라. - 순수한 물 0.5 mL로 전체 흐름 시스템을 플러시 유리 주사기 (1 mL로)를 사용합니다. 마이크로 유체 주사기 펌프 시스템을 사용하도록 권장한다. 액체 셀 구획에서 배출되는 액체를 제거하기 위해 피펫 및 / 또는 필터 종이를 사용합니다. 액체 흐름에 대한 모든 튜브를 테스트합니다. 여과지 및 / 또는 피펫을 사용하여 나중에 홀더 팁을 건조시킵니다.
- 홀더의 끝이 깨끗하고 건조 된 상태인지 확인하기 위해 광학 현미경을 사용합니다. 필요하다면, 건조 된 용액에 의해 남겨진되었을 수있는 고체 잔류 물을 제거하기 위해 물 또는 에탄올로 상기 홀더의 팁을 씻는다. 먼지 조각이나 섬유의 나머지뿐만 아니라를 제거합니다. 조심스럽게 핀셋으로이 조각을 제거하여 티타늄 표면에 긁힘 방지. 또한, O 링 홈 안쪽에 확인하고 클린 룸 조직의 작은 조각으로 액체의 나머지를 제거합니다.
참고 : 소유자가이 절차를 청결하게하지 않으면, 그것은 권장홀더에서 팁을 제거하고 초음파 목욕을 사용하여 2 분 동안 다른 2 분 동안 에탄올에 아세톤을 청소합니다. - 광학 현미경 아래에서 모든 추가 팁의 부품 (O 링, 덮개, 나사를) 검사 등 먼지, 섬유를 제거 ...
참고 : 때때로, 나사 또는 실리콘 마이크로 칩에서 발생하는 작은 조각뿐만 아니라 제거해야합니다. 필요한 경우 간단히 HPLC 등급의 에탄올을 진공 부품을 세척. 팁에 대한 설명으로 뚜껑과 나사, 초음파를 이용하여 세척 할 수 있습니다. 그것은 그들의 진공 압박감을 감소, 시간이 지남에 O 링이 취약 할 수 있으므로, 에탄올에 자주 O 링을 배치하지 마십시오. 이 시스템은 진공 그리스없이 동작하지만, 밀봉 문제가 발생하면, 진공 그리스가 사용될 수있다. - 홀더의 각 홈에 O 링을 다시 삽입하고 맞는와 홈의 모든 측면에 돌출되지 않는 것을 확인합니다.
- 샘플 로딩 될 때까지 먼지에서 무료로 액체 흐름 TEM 홀더를 유지합니다 (예 :.) 알루미늄 호일로 덮어서.
- 초음파 욕에서 아세톤 및 에탄올을 사용하는 진공 부품에 접촉하고 작업대 배치 새로운 알루미늄 호일의 일부에 의해 제공되는 먼지가없는면에 배치되는 모든 도구 (핀셋 스크류 드라이버)를 청소한다. 장갑 작업액체 흐름 TEM 홀더의 오염을 방지한다.
- 액체 흐름 TEM 홀더 조립
참고 : 다음 절차는 STEM에 대한 최적의 방향으로 시편 홀더에 마이크로 칩의 로딩 절차를 설명합니다. 이 구성에서는, 시료와 기지 마이크로 칩 회 현미경으로 이송 된 상부 마이크로 칩 것이다. 그림 4를 참조하십시오. TEM 들어, 높은 공간 해상도가 하향 이동 전자 빔에 대해 상기 액체 셀의 하단에서 수득된다. 따라서, 마이크로 칩 주위 다른 방향으로 장착된다.- 긴 쪽의 샘플 마이크로 칩을 잡고 액체 흐름 TEM 홀더의 끝에서 슬롯 (포켓) 내부에 배치하는 곡선 핀셋을 사용합니다. 위쪽으로 향하게 죄 측을 유지합니다. 쌍안경 광학 현미경을 사용하여 슬롯에 마이크로 칩의 정확한 위치를 확인하십시오.
주 : 마이크로 칩 아래의 O 링이 제대로 삽입되지 않은 경우, 마이크로 칩 F 돌출 수도슬롯 ROM. - 마이크로 피펫을 사용하여 샘플 마이크로 칩의 실험 여과 액 0.3 μL의 방울을 놓는다. 필요한 경우, 액체 방울의 모세관 힘이 주머니에서 마이크로 칩을 당길 수 있으므로 핀셋과 장소에 마이크로 칩을 수정합니다.
- 두 번째 마이크로 칩 (스페이서 층과의 하나)를 취할 거꾸로 곡선 핀셋을 사용합니다. 조심스럽게 거꾸로 마이크로 칩을 켭니다. 슬롯에 기본 마이크로 칩에 스페이서 마이크로 칩을 놓습니다.
참고 :이 절차는 샘플 마이크로 칩의 액체 방울의 건조를 방지하기 위해 충분히 신속하게 수행해야합니다. - 시편 홀더의 팁 아래에 광 반사 물질의 일부를 이동시키면서 양안 광 현미경을 이용하여 정확한 위치를 검사한다. 모두 마이크로 칩은 죄 윈도우의 최선의 중복을 달성하기 위해 평행 정확하게 정렬되어야합니다.
참고 : Windows가 겹치지 않는 경우에는, 마이크로 칩은의 선단 일측에 밀어 재배치 될 수있다죄 멤브레인이 쉽게 손상 될 수 핀셋,하지만, 너무 많이 마이크로 칩을 이동하지 마십시오. 일부 마이크로 칩 (하나의 마이크로 칩의 윈도우가 다른 윈도우에 마이크로 칩과 직교) 교차 된 구성을 갖추고; 이 구성은 두 개의 마이크로 칩의 배향을 용이하면서도 또한 전자 현미경의 시야를 감소시킨다. - 핀셋으로 시료 챔버 덮개의 앞면을 타고 거꾸로 그것을 켜십시오. 마이크로 칩을 건드리지 않고, 끝에 뚜껑의 뒷면을 배치합니다. 천천히 뚜껑을 전적으로 핀셋의 낮은 나뭇 가지에 달려있는 방법으로 핀셋을 엽니 다. 이 두 개의 마이크로 칩에 닿을 때까지 조심스럽게 뚜껑을 낮 춥니 다. 핀셋을 제거합니다.
- 모두 마이크로 칩의 창문의 정렬을 다시 확인. 필요한 경우, 뚜껑을 제거하는 마이크로 칩의 위치를 조정하고, 다시 리드를 배치.
- 나사를 놓고 그들의 보통 장소를 수정합니다. 두 개의 창 정렬을 확인합니다. 나는F 필요한, 다시 나사를 제거하고 마이크로 칩을 조정합니다.
참고 :이 손상 될 수 있으므로 너무 세게 나사를 고정하지 마십시오. 진공 밀봉은 나사 만 조여 때 달성된다. - 4 μL / 분의 유속을 사용하여 시스템을 통해 액체의 흐름을 개시함으로써 밀봉을 확인한다. 어떤 누출이 팁의 양쪽에 관찰되지 않는 경우,이 진공 기밀의 좋은 지표이다.
- 진공 펌프 스테이션에 홀더를 전송하고 진공 압박감을 확인합니다. 진공도는 펌핑 5 분 이내에 적어도 10-5 밀리바 도달한다.
참고 : 사용하기 전에 더미 홀더 펌프 스테이션을 테스트하는 것이 좋습니다. - 먼지를 수집하는 것을 방지하기 위해 인클로저에 전자 현미경에 홀더를 전송합니다.
주 : 각 상업 홀더는 케이스와 함께 제공됩니다.
- 긴 쪽의 샘플 마이크로 칩을 잡고 액체 흐름 TEM 홀더의 끝에서 슬롯 (포켓) 내부에 배치하는 곡선 핀셋을 사용합니다. 위쪽으로 향하게 죄 측을 유지합니다. 쌍안경 광학 현미경을 사용하여 슬롯에 마이크로 칩의 정확한 위치를 확인하십시오.
액체 내에서 시료 3 STEM
- STEM에 대한 전자 현미경을 조정 주 :이 프로토콜에 기재된 전자 현미경의 동작을 사용자 매뉴얼에서 발견 될 수있는 표준 절차에 기초한다. 이 프로토콜은 액체 시료에 대한 데이터 수집을위한 표준 절차 이후에 필요한 세부 사항을 설명합니다.
- 정렬 STEM 모드 현미경을 시작합니다. 시편 홀더, AuNPs 얇은 탄소막으로 이루어지는 시료를 삽입한다. 다음과 같은 STEM 현미경의 설정을 조정 : 0.18 nA의 프로브 전류 (c)의 스폿 크기 30 ㎛, 대물 조리개를 선택하여 20 MRAD에 전자빔의 수렴 반각을 설정한다. 8 센티미터 카메라 길이를 선택합니다.
- ADF를 검출기가 삽입 된 상태에서 형광 화면에서 측정 표시된 전류 밀도를 기록합니다. 시편 홀더를 제거합니다.
주 :이 값은 현재 액체의 두께를 추정하도록 이후에 필요하다. - 순수 액체 흐름을 시작합니다. (2)의 유량을 초과하지 않도록μL / 분.
- 전자 현미경의 액체 흐름 TEM 홀더를 삽입하고 대피를 시작합니다. 멸균 전 진공 챔버의 진공 표시 및 피난의 지속 시간을 모두 확인합니다. 진공 레벨은 표준 및 펌핑 과정의 지속 시간은 두 배 (약 1 분) 통상 피난 시간을 초과하지 않는 경우, 홀더를 삽입한다.
- 메인 샘플 챔버의 진공 개관을 허용하는 범위 내에있을 때 상기 빔 밸브를 연다. ADF를 버튼을 눌러 ADF 검출기를 삽입합니다.
참고 :이 프로토콜은 전자 현미경의 형광체 화면 위에 배치 된 ADF 검출기를 의미한다. - 512 X 512 픽셀 크기의 이미지 2 μS의 화소 드웰 시간, 20,000의 배율을 사용하여 연속 화상 취득 모드에서 현미경을 설정한다. x 및 y 방향으로 무대를 변환하여 죄 창을 검색합니다.
주 : 마이크로 칩이 감지으로 시료를 통과하는 모든 전자를 차단또는; 신호는 죄의 위치에서만 볼 수 있습니다. 그림 5를 참조하십시오. 때때로, 형광 화면을보고 죄 창을 쉽게 찾을 수 있습니다. - 윈도우가 발견되면, 윈도우의 에지가 표시되도록 배선 (각 손잡이를 사용하여)의 콘트라스트 및 밝기 설정을 조정한다. 시료 스테이지의 X 및 Y 변환 버튼을 눌러 뷰 필드의 중앙을 향해 가장자리를 이동. 대물 렌즈의 리셋 버튼을 누르십시오.
주 : 밝기가 크게 액체 강한 산란의 계정에 진공 샘플에 비해 감소해야합니다. - 거친 시료 스테이지의 수직 위치 (Z 번역)을 조정함으로써, 사인 윈도우의 가장자리에 날카로운 모서리를 중심으로 진행. 샘플 위치가 5 °로 무대를 회전하고 다시 돌려 eucentric 높이에 있는지 확인합니다. 샘플과 죄 윈도우의 모서리의 특징은 낮은 배율에서 이동하지 않아야합니다.
- 다시 관찰 영역의 중앙 윈도우 에지를 배치하는 데 필요한만큼의 수직 위치를 재조정한다. 소프트웨어의 저장 버튼을 사용해서 스테이지의 위치를 저장한다.
- 파편 또는 고 대비 (예를 들어, AuNPs)의 다른 개체의 작은 조각은 x 및 y 방향으로 무대를 번역하여 존재하는 위치로 이동합니다. 모든 객체는 초점이 선명 나타나도록 대물 렌즈의 초점을 조정합니다.
- 액체 홀더를 통해하고 ADF 검출기의 개구부를 통해 전송되는 전류를 나타내는 운영 소프트웨어를 통해 볼 수 형광체 화면에서 측정 된 전류 밀도의 기록합니다. 수학 식 1은 액체의 두께가 결정되어 있으며,이 3 μm를 초과하지 않는 경우에만 진행하여 액정 셀의 두께를 계산한다.
(14)를 사용하여 샘플 않고 측정 된 전류 밀도의 비에 의해 결정될 수있다
식 (1)
t와 비정질 질화 실리콘 막과 t 물 수층의 두께의 두께를 죄. 평균 자유 행로는 35 MRAD (14)의 반 각도를 개방 검출기에 대한 리터 죄 = SiN으로의 0.79 μm의 = 및 리터의 물을 물 = 3.0 μm의 양을 길이. - 조심 기포가 존재하지 않는 것을 보장하기 위해 낮은 배율에서 액체를 관찰한다. 기포는 연속 액체 유동을 이용하여 전류보다 낮은 0.5 nA의 프로브에 의해 방지 될 수있다.
- 적어도 20 AuNPs 하를 포함하는 영역까지 x 및 y 방향으로 상기 스테이지를 번역의 발견되었습니다. 024 X 024 픽셀의 화상 사이즈로 19 μS 화소 체류 시간 및 400,000 배율을 설정한다. 취득 버튼을 눌러 된 SiN 막에 부착 AuNPs의 이미지를 획득.
참고 : 이미지가있는 AuNPs 강한 콘트라스트와 날카로운 모서리 (그림 6 참조)를 볼 수 있습니다 획득 한 후, 하나의 실험이 제대로 설정되어 있는지 확인 할 수 있습니다. 예기치 않은 문제가 발생할 경우, 실험을 진행하지만 원인을 해결해야하지 않습니다.
- AuNPs의 용해의 STEM
- 현미경에서 액체 흐름 TEM 홀더를 제거하고 액체 흐름을 중지합니다.
- 유리 주사기 HPLC 등급의 물, 염화나트륨의 0.1 M 용액의 적어도 한 용액을 준비한다.
- 20 μL / 분의 속도로 유동 시스템을 조정하고 염수 용액 0.3 mL로 전체 유동 시스템 플러시. 액체를 수집하기 위해 필터 종이를 사용에서 배출되는튜브의 다른 쪽 끝. 그 후, 2 μL / 분 유량 시스템을 다시 조정합니다.
- 쌍안 광학 현미경을 사용하여 죄 윈도우의 무결성을 확인합니다. 누설이 관찰되지 않는 경우, 현미경으로 액체 흐름 TEM 홀더 삽입합니다.
- 사전 진공 챔버의 진공 표시 및 피난의 지속 시간을 확인합니다. 진공 레벨은 표준이며 경우 펌핑 과정의 지속 시간은 상기 홀더를 삽입 한 두 배 (약 1 분) 통상 피난 시간을 초과하지 않는다
- 저장 단계 위치를 사용하여 다시 이전 위치로 현미경의 무대 뒤로 이동합니다. 512 X 512 픽셀 크기의 이미지 2 μS의 화소 지속 시간 및 20,000X의 배율을 사용하여 연속 화상 취득 모드에서 현미경을 설정한다. 단계 3.1.7-3.1.9에 기술 된 바와 같이, 명암, 밝기, 초점 및 eucentric 높이를 조정합니다.
- x 및 y 방향으로 무대를 변환하여 관심의 위치를 찾을 수 있습니다. 이미지 크기를 설정1024 X 1024 픽셀로 2 μS 화소 체류 시간 및 50의 배율. 이전 이미지가 기록 된 후 수동으로 취득 버튼을 눌러 STEM 이미지들의 시리즈를 녹화.
주 : AuNPs 즉시 전자빔이 시료 위에 스캔으로 용해 시작한다. 조사 지역 외부 입자는 영향을받지 않으며 직후 관찰 할 수있다. 타임 스탬프는 화상 헤더에 저장된다. 영화로 일련의 이미지의 자동화 된 수집을 위해 소프트웨어를 사용하는 것도 가능하다.
- 분해 및 실험 후 TEM 홀더를 청소
- 액상 TEM 실험 완료 홀더는 전자 현미경으로부터 후퇴 될 때, 미래의 실험에 영향을 줄 수있는 임의의 고체 입자 또는 잔류 염을 제거하기 위해 배관, 액체 챔버 및 그 구성 요소를 정리.
- 여전히 고정되도록 약간 뒤쪽 나사를 풀고그러나 슬롯에 뚜껑을 용이하게 제거 할 수있다. 전면 나사를 풀고 제거하고 먼지가없는 환경에 넣습니다.
- 뚜껑을 제거하고 저장 먼지가없는 환경에 넣습니다.
- 주머니에서 두 개의 마이크로 칩을 제거합니다. 조심스럽게 물 또는 실험의 잔여 액에 침적으로 분리. 위로의 SiN 막면 티슈 페이퍼에 마이크로 칩을 삽입하고 추가 분석을 위해 공기 그들을 건조 할 수 있습니다.
- O- 링을 제거하고 HPLC 등급의 물을 각각의 홈을 청소합니다. 먼지가없는 환경에서 O 링을 저장합니다.
- HPLC 등급 물 5 mL로 모든 튜브 (입력과 출력), 각 플러시 유리 주사기 (5 ㎖)를 사용합니다. TEM에 홀더 팁 아래에 배치 작은 비커에 액체를 수집합니다. 세척 후에, 상기 액체 실에 남아있는 액체를 제거하기 위해 피펫 및 / 또는 여과지를 사용한다.
- TEM에 홀더의 끝을 검사하고 실리콘 마이크로의 깨진 가장자리와 같은 잔류 물을 제거칩, 섬유, 먼지. 염은 여전히 보이면, 세척 과정을 반복한다. 자신의 홈에 O 링을 돌려줍니다.
- TEM에 홀더 및 먼지가없는 환경에서 구성 요소를 저장합니다.
- 3.2 절차 대안 : 금 나노 입자를 이동 STEM
주의 : 다른 조립 절차 AuNPs 액체의 이동을 연구 할 필요가있다.- 단계 1.2을 생략합니다. 즉시 단계 2.2에서 TEM 홀더에를 삽입하기 전에 실리콘 마이크로 칩에 AuNPs를 넣습니다. 죄 막에 AuNPs의 강한 부착을 방지하기 위해 항상 액체 층에 의해 커버되는 샘플 보관. 프로토콜의 다른 단계는 동일하다. STEM 이미지 일련의 단계 3.2.6에서 얻어진다.
식 (1) 
그림 4 : 액체 흐름 TEM 홀더 조립. (A) 번째의 액체 셀 실그 홈에 배치 전자 작은 O 링. 삽입 된 상단보기를 보여줍니다. (B)베이스 마이크로 칩은, 각 소켓에 배치된다. 인셋은 마이크로 칩의 광 반사 표시와 같은 각도로 측면도이다. (CD)는 용액의 액체 방울은 마이크로 칩에 첨가된다. 커버 마이크로 칩 (EG) 배치. 액체 전지 실의 뚜껑 (HI) 배치. 두 개의 나사와 덮개 (J) 고정. (K) 액체 흐름 TEM 홀더 조립. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 5 : 초기 위치 및 STEM 현미경을 사용하여 초점. 죄 창을 찾으려면 (A)는, 무대는 밝은 시그으로 이동최종. 일부 전자 창 부근을 통과하는 실리콘 마이크로 칩은 충분히 얇다. (B) 암 (이하 산란)의 SiN 막 창에 밝은 표시를 나타내는 일부 AuNPs 포커싱 된 SiN 창 가장자리. 마이크로 칩의 에지는 과도한 산란 밝다. (C)는 사인 윈도우의 모서리에서 수행 포커싱. 이미지는 초점, 초점에서-및 상황을 통해 초점을 맞춘 보여줍니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Representative Results
액체 유통 TEM 홀더는 액체의 AuNPs의 동작을 연구하기 위해 사용되었다. AuNPs 안정적 순수 죄 막에 고정화하고, 액상 STEM (도 6)를 사용하여 나노 스케일 해상도 영상화 하였다. 우수한 콘트라스트를 강하게 산란 금을 얻었다. 이 삽입 된 액체 흐름 TEM 홀더 8 PA / cm²에 달 동안 건조 시료 측정 형광면상의 전류 밀도 20 PA / cm²이었다. 200㎚의 스페이서의 두께에 기초하여 예상 된 것보다 훨씬 더 큰 식 1, t 물 = 2.4 ± 0.5 μm의 사용. 그럼에도 불구하고, 두께는 나노 미터 공간 해상도와 AuNPs의 영상에 대한 너무 큰되지 않습니다. 액체 두께 때문에 마이크로 칩의 죄 막, 비 평탄도의 팽창, 파편이 마이크로 칩에있는에 스페이서가 설정 한 200 나노 미터보다 두꺼운했다.
16시 그 형태를 유지하지만, 반응성 방사선 분해 제품 (예 - 수성, H •, H +, • OH) 전자 빔의 상호 작용으로부터 기인 물은 AuNPs (15)의 형상의 변화를 선도하는 단일 금 원자를 산화 할 수있다. 액체 유동 시스템은 제 2 실험에 염화물 이온을 도입하는 데 사용 된 경우에는, 상기 AuNPs의 안정성 변경됨. 염화물 이온은 tetrachloroaureat의 형태로 산화 금 원자를 안정화시킬 수 있으며, AuCl 4 -. 그림 7은 결과와 유사한 천천히 STEM 이미징 시간 경과 시리즈 중에 용해 된 AuNPs가 16 이전에보고 된 것을 알 수있다. 사용 된 전자 선량률 들어, 30 nm의 크기를 용해 AuNPs ~ 300의했다.
물 공급에 AuNPs의 움직임 r은 세 번째 실험 (그림 8)에서 공부했다. 실험 전에, 액체 흐름 TEM 홀더 염의 흔적을 제거하기 위하여 세척 하였다. 첫 번째 실험과는 다른, 또 다른 샘플 준비 방법은 죄 막 (14)에 AuNPs의 약한 부착을 달성하기 위해 사용되었다. 용액을 건조시키는없이 본 실험에서 AuNP 용액 실리콘 마이크로 칩 상에 배치하고, 액체 흐름 TEM 홀더에 조립. 이러한 방식으로, AuNPs 쉽게 사용 선량률에서 촬상시의 SiN 막으로부터 분리. 나머지 AuNPs이 죄 창에 근접 시야 내에서 유지하면서 AuNPs 중 일부는 멀리 대량 솔루션에 시야에서 움직였다. 이러한 AuNPs의 이동이 관찰되었고, 결국은 응집. 잠시 후,이 덩어리는 죄 막에서 분리 및 시야에서 그리고 솔루션으로 이동했다.
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그림 6 : 순수 계층의 상단에 지름에 AuNPs 30 나노 미터의 스캐닝 투과 전자 현미경 (STEM) 현미경 사진. 도시 된 이미지는 원본 이미지의 선택된 영역이다. 이미지 크기가 화소의 지속 시간은 19 μS이었고, 1024 X 024 픽셀이고, 화소 사이즈는 0.73 nm 인이었고, 배율 400,000X이었다. 전자 선량 따라서 7.1 × 104이었다 E - / nm². 상기 액체는 2.4 μm의 두께에 상당하는 계산하도록 형광면에서 측정 된 전류 밀도, 8 PA / cm 2이었다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 7 : 시간 경과 시리즈식염수에 AuNPs의 STEM 현미경 사진의. (AD) 이미지는 30 초 간격으로 STEM 이미지의 시간 경과 시리즈에서 추출 하였다. AuNPs 서서히 염화 이온의 존재의 결과로서 액체에 용해. 화소의 지속 시간이 2 μs의 시간 경과 일련의 프레임 시간시켰다 1.75 S이고, 화소 사이즈는 0.44 nm 인이었고, 배율 500,000X이었다. 이미지 당 전자 용량은 1.2 × 10 (4) 전자이었다 - / nm². 액체 두께는 2.4 μm의이었다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 8 : 순수한 물에 이동 AuNPs의 현미경 사진 STEM. 여러 가지가 화살표로 선택되어있는 AuNPs와 (A)의 SiN 막. (B) 모션 트랙선택한 AuNPs의 (A 참조). 일부 AuNPs은 영상의 시간 동안 시야에서 멀리 이동합니다. 나머지 AuNPs은 죄 막 따라 옆으로 이동하고 응집 시작합니다. 프레임 시간은 0.52 S이고, 1 μS이었다 중요한 클러스터 크기에 도달하면, 그것들은 막으로부터 파견 view.The 화소 체류 시간의 분야에서 벗어나, 화소 크기가 1.8 나노 미터이고, 배율 120,000X이었다. 이미지 당 전자 용량은 3.5 × 10 (2) 전자이었다 - / nm² 액체 두께는 2.4 μm의이었다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
기술 된 프로토콜은 동적 프로세스의 관찰을 포함한 액체에 AuNPs의 STEM 수 있습니다. 홀더의 조립이 쉬운-배울 기술이다. 액체 흐름 TEM 홀더 작동 그러나, 여러 측면이 고려되어야한다. 예를 들어, O 링에 실리콘 마이크로 칩 또는 큰 입자의 깨진 가장자리는 액체 셀의 누설의 원인이 될 수 있습니다. 한편, 큰 입자 (> 200 nm의, 예를 들면은, 먼지 또는 Si 파편) 죄 막에가, 액체 전지의 두께를 증가시키는 결과 낮은 공간 해상도가 낮은 영상 대비 또는 선도 월에도 원인이있다 SiN으로 창은 휴식입니다. 중요한 것은, 염 또는 다른 화학 물질의 잔류 물은 바람직하지 않은 방식으로 실험의 결과에 영향을 미칠 수있다. 따라서, 샘플 준비 및 홀더 조립체의 다양한 단계는 신중하고 깨끗하고 먼지없는 환경에서 수행되는 것이 중요하다.
액체 가전의 두께LL은 달성 가능한 해상도뿐만 아니라, 수득 이미지 (17)의 콘트라스트를 결정한다. 이 두께는 두 개의 실리콘 마이크로 칩 중 하나에있는 스페이서를 통해 조정될 수있다. 샘플의 크기에 따라, 액정 셀의 다른 두께를 실현할 수있다. 전체 진핵 세포가 5 ㎛, 더 큰 스페이서를 필요로하는 동안 AuNPs 연구의 경우, 작은 스페이서 (200-500 나노 미터)를 사용하는 것이 가능하다. 액체 셀의 두께는 상기 액정 셀과 주변의 진공 사이의 압력 차이로부터 기인 된 SiN 막 윈도우의 팽윤에 의해 영향을 받는다. 이 효과는 더 큰의 SiN 막 창문이 더 두드러집니다. 따라서, 액정 셀의 두께를 최소화하기 위하여, 소형의 SiN 막 윈도우를 사용하도록 권장한다. 케이스에 두 개의 작은 창 사이의 중첩, 그들은 다른 기본 마이크로 칩을 이용하여 교차 구성으로 조립 될 수 찾기 어렵다. 대체 구성의 larg의엘리는 팽창 방지 및 샘플 로딩에 관한 기둥 (19)에 의해지지 된 모 놀리 식 마이크로 칩 18 막 창, 그러나 그 전시 단점으로 구성되어 있습니다. 현재 기술의 가장 어려운 측면 중 하나는 액체의 두께를 정확하게 제어의 부족이다. 종종 액체는 여기에 도시 된 바와 같이, 사용되는 스페이서 치수로부터 예상되는 것보다 훨씬 두껍다. 몇몇 그룹이 폐쇄 액체 챔버 (4), 20, 21, 22에 사용; 액체 두께 액체 내에서 버블을 유도함으로써 감소 될 수 있으므로이 시스템은, 공간적 해상도에 관한 몇 가지 장점이있다. 또한, 죄의 창은 얇은 액체 층에 선도 붕괴 강제 할 수 있습니다. 또한 매우 얇은 액체 결과 셋째, 다른 얇은 윈도우 인클로저의 존재 (예, 그라) 23이 프로토콜에서 설명하는 시스템과 함께 가능한 것보다. 그러나, 이러한 시스템에 액체를 흐르게 할 수 없다.
임의의 고해상도 현미경 기법에 관해서는, 실험 많은 측면이 고려되어야한다. 가장 중요한 태양은 액체 또는 샘플과 전자 빔의 상호 작용이다. 많은 고체 시료 24 달성 공간 해상도를 제한 방사선 손상,뿐만 아니라, 액체 샘플은 전자 빔 방사선 분해 생성 된 제품 (15) (25)에 의해 영향을 받는다. 이 제품은 실험에 영향을 미칠 수 있기 때문에주의 데이터 해석 및 실험 설계 26 필수적이다. 현미경 설정은 특정 연구의 목적에 따라 선택해야합니다. ADF STEM는 WHI 액체 셀의 더 큰 두께에서 높은 원자 번호 (Z)의 촬상 나노 입자 더 강력제작 TEM 낮은 Z 재료에 더 좋은 대조를 제공하고 일반적으로 빠르지 만 얇은 액체 층 (3)을 필요로한다. 대신 ADF 검출기를 사용 BF의 STEM 두꺼운 층 (27)에 둘러 Z 재료를 이미징하는 것이 유리하기 때문에, 밝은 필드 (BF) 검출기는 가끔 이미지 액체 셀을 사용한다. 액체 셀의 두께가 증가함에 따라, 더 많은 전류가 필요하다. 그러나, 이것은 또한 방사선 분해 생성물의 농도를 증가시키고, 방사선 손상을 증가시킨다. 또한 명암의 반전이 매우 두꺼운 액체 (물> 10 μm의)에 대한 ADF 검출기에서 관찰되는 것을 주목해야한다.
액체 상태는 현미경 홀더를 제거하고 시료와 액체를 모두 교환하여 실험 사이에서 변경 하였다. 염 농도의 변화에 더하여, 그것은 예를 들면, 하나의 월 (다른 액체가 흐르는 액체의 다른 성질을 용이하게 변경할 수있다특정 pH를 16으로 설정하기 위해 완충 용액을 사용하여 유기 용액 또는 다른 첨가제)을 초래할 수있다. 이 홀더 여전히 마이크로 유체 시스템을 통하여 액체를 흐르게함으로써 현미경에 삽입되는 동안 액체를 변경하는 것도 가능하다. 그러나,이 경우, 이때 샘플 변화에서 액체를 가리 알려지지 않았다. 이 전극에지지 된 마이크로 칩을 사용할 수 있으므로 나노 전기 화학 실험 28를 실시 할 수 있음도 주목할 만하다.
연구의 목적은 물에 AuNPs에 한정되지 않고, 시료의 다양한 실리카, 티타늄 산화물 및 중합체를 포함하여 전술 한 프로토콜을 이용하여 연구 할 수있다. 물체의 움직임을 포착 내의 이미지 캡처 너무 빠른 경우, 점도는 50 % 글리세롤 및 50 % 물의 혼합물을 사용하여 크기 순서로 감소 될 수있다.
상기 점에서,다수의 장점은, 가능성, 또한 단점이 명백해진다. 1) 모든 실험은 시료 전체 (관찰중인 객체, 액체와의 SiN 막)으로 전자빔의 동적 상호 작용에 의해 영향을 받는다; 액상 STEM 작업 할 때 고려해야 할 가장 중요한 단점은 있습니다 2) 샘플의 처리는 지루한이며, 샘플 또는 마이크로 칩의 일부 마이크로 미터 크기의 입자를 포함하기 때문에 얇은 액체 층을 달성하는 것이 곤란하다; 3) 액체의 두께는 통상 스페이서에 의해 설정된 예정 두께는 크게 상이하다; 4) 공간 해상도 및 콘트라스트를 강하게 액체 두께 관찰 액체 하에서 물체의 밀도 변화의 차이에 의존한다.
현재, 충분한 방법이 나노 미터 공간 해상도와 액체에서 객체의 현미경 존재한다. 비정질 얼음 전자 현미경은 강력한 기술이다 (29)그러나 관련 실험 절차는 모든 실험은 얼음에서 샘플의 제조를 허용하고, 시간 - 분해 실험은 불가능 섬세하다. X 선 현미경 (30) (31)는 원칙적으로 사용될 수 있지만, 한정된 공간 해상도를 갖는 실험실에서 널리 사용할 수있다. 액체의 원자력 현미경 확립되지만 표면 기법 32, 33, 34, 35 있음. 광학 현미경은 충분한 공간 해상도가 발생하지 않습니다. 현재에, 액체 내에서의 전자 현미경은 나노 액체 내의 객체 및 프로세스를 직접 현미경 가장 강력한 기술을 보인다.
액상 TEM 및 STEM은 아직 일상적인 분석 기법은 아니지만 여전히 개발하고있다. 고려해야하는 파라미터의 수는 상당한이며 ofte이고n은 어려운 실험 결과를 재현합니다. 또한, 정량적 인 데이터는 조사중인 효과 전자빔의 결과로 발생하는 프로세스와 얽혀 있기 때문에 얻기 어렵다. 여기에 설명 된 프로토콜함으로써 실험의 모든 관련 기본 측면에 대한 회계, 실험 프로토콜을 표준화하는 것을 목표로하고있다. 우리는이 프로토콜이 신흥 분야에서 실험적인 작품의 더 나은 재현성으로 이어질 수 있기를 바랍니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Binocular light microscope | Leica | M60 CMO | |
| Scanning transmission electron mircoscope with spherical aberration corrector | JEOL | ARM200F | |
| Liquid flow TEM specimen holder | DENS Solutions | Ocean | |
| Microfluidic syringe pump | Harvard Scientific | PicoPlus | |
| Plasma cleaner | Gatan | Solarus950 | |
| Chemicals | |||
| Acetone, Rotisolv Plus for HPLC | Sigma-Aldrich | 7328.2 | |
| Water, chromasolv Plus for HPLC | Sigma-Aldrich | 34877-2.5L | |
| Ethanol, Rotisolv HPLC grade | Carl Roth | P076.2 | |
| Gold colloid citrate stabilized, diameter 30 nm | British-Biocell | EM.GC20 | |
| Materials | |||
| Base silicon microchips with silicon nitride membranes of 50 nm thickness and dimensions of 20 µm x 0.40 mm | DENS Solutions | for Ocean system | |
| Spacer silicon microchips with silicon nitride membranes of 50 nm thickness, dimensions of 20 µm x 0.40 mm, and spacer thickness of 200 nm | DENS Solutions | for Ocean system | |
| Microfluidic peek tubing | Upchurch Scientific | 1570 | |
| Plastic Replaceable tips Tweezers | |||
| (Anti-Magnetic Anti-Acid Stainless Steel body with ESD PVDF (SV) tips) | ideal-tek | 2ASVR.SA | |
| Teflon coated bent steel tweezers (EMS SA with "PTFE" Coating) | Electron Microscopy Sciences | 78322-7Te | |
| Teflon coated broad beak steel tweezers (EMS 2A "PTFE" Coating) | Electron Microscopy Sciences | 78322-2ATe | |
| Hamilton syringe, 1 mL, gastight (Model 1001 TLLX SYR) | Hamilton | 81323 | |
| Clean room tissue Sontara Micropure AP (224 x 224mm) | DuPont | Sontara MicroPure |
References
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