Summary

Oppdrett og Double-stranded RNA-mediert Gene knockdown i Hide Beetle,<em> Dermestes maculatus</em

Published: December 28, 2016
doi:

Summary

Her presenterer vi protokoller for oppdrett en mellom-bakterie bille, Dermestes maculatus (D. maculatus) i laboratoriet. Vi deler også protokoller for foster og foreldre RNAi og metoder for å analysere embryonale fenotyper å studere gen-funksjon hos denne arten.

Abstract

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

Introduction

I 1998, Brann og Mello rapportert at dobbel-strandet RNA (dsRNA) kan indusere hemming av gen-funksjon i Caenorhabditis elegans 1. Dette svaret utløst av dsRNA ble kalt RNA interferens (RNAi), og slik RNAi-mediert genet Slå ble rapportert å være konservert i dyr, planter og sopp 2-7. I planter og noen dyr, RNAi funksjoner systemisk, noe som betyr at effekten kan spre seg til andre celler / vev hvor dsRNA ikke er direkte innført (oversikt i 8-10). Forskere har gjort bruk av denne endogen cellulær RNAi respons ved å designe dsRNAs å målrette gener av interesse, og dermed slå ned gen-funksjon uten direkte å manipulere genomet (anmeldt i 11-14).

RNAi er et kraftig verktøy for funksjonelle studier på grunn av følgende fordeler. Første, selv med minimal gensekvens informasjon, et gen som kan målrettes ved å bruke RNAi. Dette er spesielt viktig for studies av ikke-modellorganismer som mangler genomisk eller transcriptomic data. For det andre, i organismer der RNAi svaret er robust systemisk, RNAi-mediert genet knockdown kan utføres på nesten alle utviklingsstadiet. Denne funksjonen er svært nyttig for å studere funksjonen av pleiotrope gener. For det tredje, i noen tilfeller, RNAi effekter spre seg til gonadene og avkom, slik at fenotyper er observert i avkom 15,16. Dette fenomenet, kjent som foreldre RNAi (pRNAi), er spesielt fordelaktig for gener påvirker embryoutvikling, som mange avkom som produseres av en enkelt injisert forelder kan undersøkes uten direkte manipulasjon av egg. Av disse grunner, er pRNAi metoden for valg. Men hvis pRNAi er ineffektiv, for eksempel for gener som kreves for oogenesen, deretter embryo RNAi (eRNAi) må benyttes. For det fjerde kan RNAi brukes til å generere tilsvarende en allelisk serie ved at mengden av dsRNA levert kan varieres over et område for å frembringe svake til sterke defekter. En slik gradering av fenotypene kan være nyttig for forståelsen av genfunksjon når genet er involvert i en kompleks prosess og / eller fullstendig tap av funksjon er dødelig. Femte, er levering av dsRNA generelt enkelt og gjennomførbart, spesielt i dyr som viser robuste systemiske RNAi svar. dsRNA kan innføres ved mikroinjeksjon 1,5, fôring / inntak 17,18, soaking, 19,20 og virus / bakterier-mediert levering 21,22. Sjette, i motsetning til enkelte gene targeting / redigering metoder, er det ikke nødvendig å screene for organismer som bærer mutasjonen eller til å utføre genetiske kors å generere homozygote når du bruker RNAi. Derfor, sammenlignet med mange andre teknikker for å studere gen-funksjon, er RNAi rask, billig, og kan brukes for store skjermer 23-25.

Den brede nytten av RNAi tilveiebringer midler for å utføre funksjonelle studier i et bredt spekter av organismer, utvide utvalget av arten tilgjengelig for studier beyond de tradisjonelle modellsystemer som genetiske verktøy har blitt utviklet. For eksempel er undersøkelser ved bruk av ikke-modellsystemer er nødvendig for å gi innsikt i utviklingen av gener og gen-nettverk ved å sammenligne funksjonene til ortologer fra arter som representerer forskjellige utviklings modi eller oppviser forskjellige morfologiske egenskaper 26-29. Disse typer studier vil gi en bedre forståelse av biologisk mangfold, med konsekvenser for både anvendt og grunnleggende forskning.

Å være den største dyregruppen på planeten, insekter gir en flott mulighet til å utforske de mekanismene bak mangfold. I tillegg insekter er generelt små, har korte livssykluser, høy fruktbarhet, og er lett å bak i laboratoriet. I de siste to tiårene, har RNAi blitt brukt i insekter spenner bestillinger, inkludert Diptera (sanne fluer) 5, Lepidoptera (sommerfugler) 30, Coleoptera (biller) 16,31, Hymenoptera (sawfløgner, veps, maur og bier) 32, nebbmunner (teger), Isoptera (termitter) 34, Blattodea (kakerlakker) 35, Orthoptera (sirisser, gresshopper, gresshopper og katydids) 36 og Phthiraptera (lus) 37. Vellykket anvendelse av RNAi har gitt funksjonelle data for studier av mønster i tidlig embryogenese (anterior-posterior aksen 32, dorsal-ventral aksen 28, segmentering 26,38), kjønnsbestemmelse 39,40, kitin / cuticle biosyntese 41, -ekdyson signale 42, sosial atferd 43, og mer. RNAi metoder som er utviklet for forskjellige insektarter kan være av en ekstra fordel ved at de sannsynligvis vil være nyttig for skadedyrbekjempelse (oversikt i 44-46). RNAi effekter vil være genspesifikke, så vel som art-spesifikke, så lenge det ikke-konserverte regioner er valgt for målretting. For gunstige insektarter som honningbier og silkeormer, målretting gener viktige for overlevelsen avvirus eller parasitter for å kontrollere infeksjon kan gi en ny strategi for å beskytte disse artene 47,48.

Dermestes maculatus (D. maculatus), felles navn skjul bille, er distribuert over hele verden bortsett fra Antarktis. Som et holometabolous insekt, inkluderer D. maculatus livssyklus embryonale, larve, pupal, og adulte stadier (figur 1). Fordi det strømmer på kjøtt, er D. maculatus brukes i museer å skeletonize døde dyr og rettsmedisinske entomologists kan bruke den til å anslå dødstidspunkt 49,50. D. maculatus strømmer på animalske produkter, inkludert skrotter, tørket kjøtt, ost og puppe / kokonger av andre insekter og dermed forårsaker skade husholdninger, lagret mat, og silke, ost og kjøtt bransjer 51,52. Bruk av RNAi i denne billen kunne gi en effektiv og miljøvennlig måte å minimere sin økonomiske konsekvenser. Vårt laboratorium har brukt D. maculatus som en ny mOdel insekt å studere segmentering 53. I tillegg til å være mottagelig for lab oppdragelse, er D. maculatus av interesse for grunnforskning som det er en middels-bakterie utvikler, noe som gjør det en nyttig art å studere overgangen mellom kort og lang bakterie utvikling.

Figur 1
Figur 1: Life Cycle of D. maculatus. Fotografier av D. maculatus på ulike livsstadier, som angitt. Livssyklusen fra egg til voksen tar tre uker ved 30 ° C, men lenger ved lavere temperaturer. (A, F) fersk lagt embryoer er hvite til lys gul og oval, ca 1,5 mm i lengde. Embryogenese tar ~ 55 timer ved 30 ° C. (B, C og G) Larvene har mørke pigmenterte striper og er dekket med børster. Larvene går gjennom flere instars avhengig av miljø og sin lengde kan strekke seg opp til over 1 cm. (D, H) </strong> Young puppe er lys gul. Pupation tar ~ 5 – 7 dager ved 30 ° C. (E, I) Kort tid etter eklosjonshormon, synes mørk pigmentering over voksen bille kroppen. Voksne kan leve opp til flere måneder, og en hunn kan legge hundrevis av embryoer i løpet av sin levetid. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Tidligere viste vi at RNAi er effektiv i å slå ned gen-funksjon hos D. maculatus 53. Her vår erfaring oppdragelse D. maculatus kolonier i laboratoriet er delt sammen med trinn-for-trinn-protokoller for både foster og foreldre RNAi oppsett, injeksjon, etter injeksjon omsorg, og fenotypeanalyser. De dsRNA-mediert genet knockdown og analysemetoder introdusert her ikke bare gi detaljert informasjon for å ta opp spørsmål i D. maculatus, men også ha potensial betydning for søker RNAi i andre ikke-modellen bille / insektarter.

Protocol

1. stell av D. maculatus MERK: En kolonien av D. maculatus ble satt opp i forfatternes lab ved hjelp av voksne og larver kjøpt kommersielt. Arten identitet ble bekreftet ved hjelp av DNA-strekkoding 53. Å sette opp et nytt bur i laboratoriet, spre et tynt lag med sagflis i et mellomstort insekt bur (30,5 x 19 x 20,3 cm 3). Plasser en ~ 10 x 6 x 3 cm 3 del av isopor i buret å la larvene skjul for pupation. Tilsett 20 – 50 biller…

Representative Results

Forfatterne 'lab har brukt RNAi teknologi for å studere den funksjonelle utviklingen av gener som regulerer segmentering i insekter 53,55. Mens alle insekter er segmentert, genene regulerer denne prosessen synes å ha skilt lag under insekt stråler 26,38,56-63. Genetiske skjermer i Drosophila identifisert et sett med ni par-regelen segmentering gener som er ansvarlig for å fremme dannelsen av kroppens segmenter 64-70. Her er den ortolog av…

Discussion

Mens et fåtall avanserte modellsystemer (mus, fluer, ormer) ble utviklet i løpet av det 20. århundre, har det 21. århundre sett en bølge av nye dyre systemer blir utviklet i laboratorier over hele verden. Disse nye systemene tillate forskere å løse komparative, evolusjonære spørsmål som ikke kan probet med kun de 'standard' modellsystemer. Dette utplassering av nye modeller krever den raske utviklingen av metoder for lab dyrking, genet identifikasjon og funksjonelle tilnærminger …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).

Materials

Dermestes maculatus live beetles Our lab or Carolina Biological Supply #144168 Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out
Wet cat food Fancy Feast Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores
Dry dog food Purina Puppy Chow Can buy at most pet food and grocery stores
Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm) Exo Terra PT2260 For colony maintenance. Can use larger cage if needed
Insect cage (size mini, 17.8×10.2×12.7 cm) Exo Terra PT2250 For embryo collection
Petri dish VWR 89038-968
Cotton ball Fisher 22-456-883
Megascript T7 transcription kit Fisher AM1334 For 40 reactions
Pneumatic pump WPI PV830
Capillary holder WPI
Micromanipulator NARISHIGE MN-151
Black filter paper (90 mm) VWR 28342-010
Food coloring (green) McCormick
Borosilicate glass capillary Hilgenberg 1406119
Needle puller (micropipette puller) Sutter Instrument Co. P-97
Microscope glass slide WorldWide Life Sciences Division 41351157
Sealing film (Parafilm M) Fisher 13-374-12
Model 801 Syringe (10 µl ) Hamilton 7642-01
Needle (32-gauge)  Hamilton 7762-05
Fixation Solution (Pampel's) BioQuip Products, Inc. 1184C Toxic, needs to be handled in fume hood
Forcep (DUMONT #5) Fine Science Tools 11252-30
Cover slip (24X50 mm, No. 1.5) Globe Scientific 1415-15
Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip Fisher E5242956003
Dissecting microscopy for embryo injection Leica M420
Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization Zeiss SteREO Discover. V12
DIC microscopy Zeiss AXIO Imager. M1

References

  1. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
  2. Wianny, F., Zernicka-Goetz, M. Specific interference with gene function by double-stranded RNA in early mouse development. Nat Cell Biol. 2, 70-75 (2000).
  3. Svoboda, P., Stein, P., Hayashi, H., Schultz, R. M. Selective reduction of dormant maternal mRNAs in mouse oocytes by RNA interference. Development. 127, 4147-4156 (2000).
  4. Zimmermann, T. S., et al. RNAi-mediated gene silencing in non-human primates. Nature. 441, 111-114 (2006).
  5. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95, 1017-1026 (1998).
  6. Cogoni, C., et al. Transgene silencing of the al-1 gene in vegetative cells of Neurospora is mediated by a cytoplasmic effector and does not depend on DNA-DNA interactions or DNA methylation. EMBO J. 15, 3153-3163 (1996).
  7. Napoli, C., Lemieux, C., Jorgensen, R. Introduction of a Chimeric Chalcone Synthase Gene into Petunia Results in Reversible Co-Suppression of Homologous Genes in trans. Plant Cell. 2, 279-289 (1990).
  8. van Roessel, P., Brand, A. H. Spreading silence with Sid. Genome Biol. 5, 208 (2004).
  9. Grishok, A. RNAi mechanisms in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett. 579, 5932-5939 (2005).
  10. Jose, A. M., Hunter, C. P. Transport of sequence-specific RNA interference information between cells. Annu Rev Genet. 41, 305-330 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418, 244-251 (2002).
  12. Hammond, S. M., Caudy, A. A., Hannon, G. J. Post-transcriptional gene silencing by double-stranded RNA. Nat Rev Genet. 2, 110-119 (2001).
  13. Dorsett, Y., Tuschl, T. siRNAs: applications in functional genomics and potential as therapeutics. Nat Rev Drug Discov. 3, 318-329 (2004).
  14. Agrawal, N., et al. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiol Mol Biol Rev. 67, 657-685 (2003).
  15. Grishok, A., Tabara, H., Mello, C. C. Genetic requirements for inheritance of RNAi in C. elegans. Science. 287, 2494-2497 (2000).
  16. Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr Biol. 12, 85-86 (2002).
  17. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395, 854 (1998).
  18. Turner, C. T., et al. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Mol Biol. 15, 383-391 (2006).
  19. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science. 282, 430-431 (1998).
  20. Eaton, B. A., Fetter, R. D., Davis, G. W. Dynactin is necessary for synapse stabilization. Neuron. 34, 729-741 (2002).
  21. Travanty, E. A., et al. Using RNA interference to develop dengue virus resistance in genetically modified Aedes aegypti. Insect Biochem Mol Biol. 34, 607-613 (2004).
  22. Whitten, M. M., et al. Symbiont-mediated RNA interference in insects. Proc Biol Sci. 283, (2016).
  23. Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat Commun. 6, 7822 (2015).
  24. Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
  25. Ulrich, J., et al. Large scale RNAi screen in Tribolium reveals novel target genes for pest control and the proteasome as prime target. BMC Genomics. 16, 674 (2015).
  26. Choe, C. P., Miller, S. C., Brown, S. J. A pair-rule gene circuit defines segments sequentially in the short-germ insect Tribolium castaneum. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, 6560-6564 (2006).
  27. Angelini, D. R., Kaufman, T. C. Functional analyses in the hemipteran Oncopeltus fasciatus reveal conserved and derived aspects of appendage patterning in insects. Dev Biol. 271, 306-321 (2004).
  28. Lynch, J. A., Peel, A. D., Drechsler, A., Averof, M., Roth, S. EGF signaling and the origin of axial polarity among the insects. Curr Biol. 20, 1042-1047 (2010).
  29. Tenlen, J. R., McCaskill, S., Goldstein, B. RNA interference can be used to disrupt gene function in tardigrades. Dev Genes Evol. 223, 171-181 (2013).
  30. Quan, G. X., Kanda, T., Tamura, T. Induction of the white egg 3 mutant phenotype by injection of the double-stranded RNA of the silkworm white gene. Insect Mol Biol. 11, 217-222 (2002).
  31. Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol Dev. 1, 11-15 (1999).
  32. Lynch, J. A., Brent, A. E., Leaf, D. S., Pultz, M. A., Desplan, C. Localized maternal orthodenticle patterns anterior and posterior in the long germ wasp Nasonia. Nature. 439, 728-732 (2006).
  33. Liu, P. Z., Kaufman, T. C. hunchback is required for suppression of abdominal identity, and for proper germband growth and segmentation in the intermediate germband insect Oncopeltus fasciatus. Development. 131, 1515-1527 (2004).
  34. Zhou, X., Wheeler, M. M., Oi, F. M., Scharf, M. E. RNA interference in the termite Reticulitermes flavipes through ingestion of double-stranded RNA. Insect Biochem Mol Biol. 38, 805-815 (2008).
  35. Ciudad, L., Piulachs, M. D., Bellés, X. Systemic RNAi of the cockroach vitellogenin receptor results in a phenotype similar to that of the Drosophila yolkless mutant. FEBS J. 273, 325-335 (2006).
  36. Mito, T., et al. Non-canonical functions of hunchback in segment patterning of the intermediate germ cricket Gryllus bimaculatus. Development. 132, 2069-2079 (2005).
  37. Yoon, K. S., et al. Brief exposures of human body lice to sublethal amounts of ivermectin over-transcribes detoxification genes involved in tolerance. Insect Mol Biol. 20, 687-699 (2011).
  38. Rosenberg, M. I., Brent, A. E., Payre, F., Desplan, C. Dual mode of embryonic development is highlighted by expression and function of Nasonia pair-rule genes. Elife. 3, 01440 (2014).
  39. Hasselmann, M., et al. Evidence for the evolutionary nascence of a novel sex determination pathway in honeybees. Nature. 454, 519-522 (2008).
  40. Shukla, J. N., Palli, S. R. Sex determination in beetles: production of all male progeny by parental RNAi knockdown of transformer. Sci Rep. 2, 602 (2012).
  41. Arakane, Y., et al. The Tribolium chitin synthase genes TcCHS1 and TcCHS2 are specialized for synthesis of epidermal cuticle and midgut peritrophic matrix. Insect Mol Biol. 14, 453-463 (2005).
  42. Cruz, J., Mané-Padròs, D., Bellés, X., Martìn, D. Functions of the ecdysone receptor isoform-A in the hemimetabolous insect Blattella germanica revealed by systemic RNAi in vivo. Dev Biol. 297, 158-171 (2006).
  43. Guidugli, K. R., et al. Vitellogenin regulates hormonal dynamics in the worker caste of a eusocial insect. FEBS Lett. 579, 4961-4965 (2005).
  44. Zhang, H., Li, H. C., Miao, X. X. Feasibility, limitation and possible solutions of RNAi-based technology for insect pest control. Insect Sci. 20, 15-30 (2013).
  45. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. J Insect Physiol. 56, 227-235 (2010).
  46. Price, D. R., Gatehouse, J. A. RNAi-mediated crop protection against insects. Trends Biotechnol. 26, 393-400 (2008).
  47. Paldi, N., et al. Effective gene silencing in a microsporidian parasite associated with honeybee (Apis mellifera) colony declines. Appl Environ Microbiol. 76, 5960-5964 (2010).
  48. Kanginakudru, S., et al. Targeting ie-1 gene by RNAi induces baculoviral resistance in lepidopteran cell lines and in transgenic silkworms. Insect Mol Biol. 16, 635-644 (2007).
  49. Magni, P. A., Voss, S. C., Testi, R., Borrini, M., Dadour, I. R. A Biological and Procedural Review of Forensically Significant Dermestes Species (Coleoptera: Dermestidae). J Med Entomol. 52, 755-769 (2015).
  50. Zanetti, N. I., Visciarelli, E. C., Centeno, N. D. The Effect of Temperature and Laboratory Rearing Conditions on the Development of Dermestes maculatus (Coleoptera: Dermestidae). J Forensic Sci. , (2015).
  51. Veer, V., Negi, B. K., Rao, K. M. Dermestid beetles and some other insect pests associated with stored silkworm cocoons in India, including a world list of dermestid species found attacking this commodity. Journal of Stored Products Research. 32, 69-89 (1996).
  52. Xiang, J., Forrest, I. S., Pick, L. Dermestes maculatus: an intermediate-germ beetle model system for evo-devo. Evodevo. 6, 32 (2015).
  53. Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Oviposition of Dermestes maculatus DeGeer, the hide beetle, as affected by biological and environmental conditions. Journal of Stored Products Research. 64, 154-159 (2015).
  54. Heffer, A., Grubbs, N., Mahaffey, J., Pick, L. The evolving role of the orphan nuclear receptor ftz-f1, a pair-rule segmentation gene. Evol Dev. 15, 406-417 (2013).
  55. Heffer, A., Shultz, J. W., Pick, L. Surprising flexibility in a conserved Hox transcription factor over 550 million years of evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 18040-18045 (2010).
  56. Wilson, M. J., Dearden, P. K. Pair-rule gene orthologues have unexpected maternal roles in the honeybee (Apis mellifera). PLoS One. 7, 46490 (2012).
  57. Dawes, R., Dawson, I., Falciani, F., Tear, G., Akam, M. Dax, a locust Hox gene related to fushi-tarazu but showing no pair-rule expression. Development. 120, 1561-1572 (1994).
  58. Erezyilmaz, D. F., Kelstrup, H. C., Riddiford, L. M. The nuclear receptor E75A has a novel pair-rule-like function in patterning the milkweed bug, Oncopeltus fasciatus. Dev Biol. 334, 300-310 (2009).
  59. Stuart, J. J., Brown, S. J., Beeman, R. W., Denell, R. E. A deficiency of the homeotic complex of the beetle Tribolium. Nature. 350, 72-74 (1991).
  60. Aranda, M., Marques-Souza, H., Bayer, T., Tautz, D. The role of the segmentation gene hairy in Tribolium. Dev Genes Evol. 218, 465-477 (2008).
  61. Mito, T., et al. even-skipped has gap-like, pair-rule-like, and segmental functions in the cricket Gryllus bimaculatus, a basal, intermediate germ insect (Orthoptera). Dev Biol. 303, 202-213 (2007).
  62. Patel, N. H., Ball, E. E., Goodman, C. S. Changing role of even-skipped during the evolution of insect pattern formation. Nature. 357, 339-342 (1992).
  63. Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E. Mutations affecting segment number and polarity in Drosophila. Nature. 287, 795-801 (1980).
  64. Jürgens, G., Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. II. Zygotic loci on the third chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 283-295 (1984).
  65. Wakimoto, B. T., Kaufman, T. C. Analysis of larval segmentation in lethal genotypes associated with the Aantennapedia gene complex in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 81, 51-64 (1981).
  66. Yu, Y., et al. The nuclear hormone receptor Ftz-F1 is a cofactor for the Drosophila homeodomain protein Ftz. Nature. 385, 552-555 (1997).
  67. Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. I.Zygotic loci on the second chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 267-282 (1984).
  68. Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Jürgens, G. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. III.Zygotic loci on the X-chromosome and fourth chromosome. ‘Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 296-307 (1984).
  69. Guichet, A., et al. The nuclear receptor homologue Ftz-F1 and the homeodomain protein Ftz are mutually dependent cofactors. Nature. 385, 548-552 (1997).
  70. Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Effect of diet and refugia on development of Dermestes maculatus DeGeer reared in a laboratory. J Pest Sci. 88, 113-119 (2014).
  71. Yang, Y., et al. Biodegradation and Mineralization of Polystyrene by Plastic-Eating Mealworms: Part 1. Chemical and Physical Characterization and Isotopic Tests. Environ Sci Technol. 49, 12080-12086 (2015).
  72. Kitzmann, P., Schwirz, J., Schmitt-Engel, C., Bucher, G. RNAi phenotypes are influenced by the genetic background of the injected strain. BMC Genomics. 14, 5 (2013).
  73. Chandler, C. H., Chari, S., Tack, D., Dworkin, I. Causes and consequences of genetic background effects illuminated by integrative genomic analysis. Genetics. 196, 1321-1336 (2014).
  74. Montagutelli, X. Effect of the genetic background on the phenotype of mouse mutations. J Am Soc Nephrol. 11, 101-105 (2000).
  75. Doetschman, T. Influence of genetic background on genetically engineered mouse phenotypes. Methods Mol Biol. 530, 423-433 (2009).

Play Video

Cite This Article
Xiang, J., Reding, K., Pick, L. Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus. J. Vis. Exp. (118), e54976, doi:10.3791/54976 (2016).

View Video