Uppfödning och dubbelsträngade RNA-medierad Gene Knockdown i Hide Beetle,<em> Rävänger</em
Summary
Här presenterar vi protokoll för uppfödning en medel bakterie skalbagge, rävänger (D. maculatus) i labbet. Vi delar också protokoll för embryonal och föräldra RNAi och metoder för att analysera embryonala fenotyper för att studera geners funktion i denna art.
Abstract
Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.
Introduction
1998, Fire och Mello rapporterade att dubbelsträngat RNA (dsRNA) kan inducera hämning av geners funktion i Caenorhabditis elegans 1. Detta utlöses av dsRNA utsågs RNA-interferens (RNAi), och sådana RNAi-medierad geners uttryck rapporterades bevaras i djur, växter och svampar 2-7. I växter och vissa djur, RNAi fungerar systemiskt, vilket innebär att effekten kan spridas till andra celler / vävnader där dsRNA inte är direkt införs (granskade i 8-10). Forskarna har använt sig av detta endogena cellulära RNAi svar genom att utforma dsRNAs att rikta gener av intresse, och därmed slog ner geners funktion utan direkt manipulering av genomet (ses över 11-14).
RNAi är ett kraftfullt verktyg för funktionella studier på grund av följande fördelar. Först, även med minimal gensekvens information en gen kan riktas med hjälp av RNAi. Detta är särskilt viktigt för studies icke-modellorganismer som saknar iska eller transcriptomic data. För det andra, i organismer där RNAi svaret är robust systemisk, RNAi-medierad gen knockdown kan utföras på nästan alla utvecklingsstadiet. Denna funktion är mycket användbar för att studera funktionen av pleiotropa gener. För det tredje, i vissa fall, RNAi effekter spridit sig till könskörtlarna och avkomma, så att fenotyper observerades hos avkomman 15,16. Detta fenomen, som kallas föräldra RNAi (pRNAi), är speciellt fördelaktig för gener som påverkar embryonal utveckling, lika många avkommor som produceras av en enda injiceras förälder kan undersökas utan direkt manipulering av ägg. Av dessa skäl är pRNAi metoden för val. Men om pRNAi är ineffektiv, exempelvis för gener som krävs för oogenes, då embryonala RNAi (eRNAi) måste användas. För det fjärde kan RNAi användas för att generera motsvarande en allelisk serie i att mängden av dsRNA levereras kan varieras över ett område för att producera svaga till starka defekter. En sådan gradering av fenotyper kan vara till hjälp för att förstå genfunktion när genen är involverad i en komplex process och / eller fullständig förlust av funktion är livsfarlig. Femte, är leverans av dsRNA i allmänhet lätt och genomförbart, i synnerhet i djur som visar robusta system RNAi svar. dsRNA kan införas genom mikroinjektion 1,5, utfodring / förtäring 17,18, blötläggning, 19,20 och virus / bakterie-medierad leverans 21,22. Sjätte, till skillnad från vissa genmålsökning / redigering metoder, finns det ingen anledning att screena för organismer som bär mutationen eller att utföra genetiska korsningar för att generera homozygoter vid användning av RNAi. Därför, jämfört med många andra tekniker för att studera geners funktion, är RNAi snabb, billig, och kan användas för storskaliga skärmar 23-25.
Den breda användbarheten av RNAi ger medel för att utföra funktionella studier i ett brett spektrum av organismer, öka antalet arter som finns för studier beyond traditionella modellsystem för vilka genetiska verktyg har utvecklats. Till exempel studier med icke-modellsystem som krävs för att ge insikter i utvecklingen av gener och genprodukter nätverk genom att jämföra funktioner ortologer från arter som representerar olika utvecklingslägen eller uppvisar tydliga morfologiska funktioner 26-29. Dessa typer av undersökningar kommer att ge en bättre förståelse för den biologiska mångfalden, med konsekvenser för både tillämpad forskning och grundforskning.
Är den största djurgrupp på planeten, insekter ger en stor möjlighet att utforska mekanismerna bakom mångfalden. Dessutom, insekter är i allmänhet små, har korta livscykler, hög fruktsamhet, och är lätta att bak i labbet. Under de senaste två decennierna har RNAi med framgång använts i insekter spänner över order, inklusive Diptera (sanna flugor) 5, Lepidoptera (fjärilar och mal) 30, Coleoptera (skalbaggar) 16,31, Hymenoptera (sawflögner, getingar, myror och bin) 32, Hemiptera (skinnbaggar), Isoptera (termiter) 34, Blattodea (kackerlackor) 35, Orthoptera (syrsor, gräshoppor, gräshoppor och katydids) 36 och Phthiraptera (löss) 37. Framgångsrik tillämpning av RNAi har gett funktionella data för studier av mönstring i början av embryogenes (främre-bakre axeln 32, dorsal-ventral axel 28, segmente 26,38), könsbestämning 39,40, kitin / nagelband biosyntesen 41, ekdyson signalering 42, socialt beteende 43, och mer. RNAi metoder som utvecklats för olika insektsarter kan vara av ytterligare fördel i att de sannolikt kommer att vara till nytta för skadedjursbekämpning (översikt i 44-46). RNAi effekterna blir genspecifika liksom artspecifika, så länge som icke-konserverade regioner väljs för inriktning. För nyttiga insektsarter som honungsbin och silkesmaskar, riktar gener avgörande för överlevnaden avvirus eller parasiter för att kontrollera infektion kan ge en ny strategi för att skydda dessa arter 47,48.
Rävänger (D. maculatus), allmänt namn dölja skalbagge, distribueras över hela världen utom Antarktis. Som en holometabolous insekt, innefattar D. maculatus livscykel embryonala, larver, pupal, och vuxenstadier (Figur 1). Eftersom det livnär sig på kött, är D. maculatus används i museer att skeletonize döda djur och rättsmedicinska entomologer kan använda den för att uppskatta tidpunkten för dödsfallet 49,50. D. maculatus livnär sig på djur, inklusive kadaver, torkat kött, ost och puppor / kokonger av andra insekter och orsakar därmed skada hushåll, lagras mat och silke, ost och kött industrin 51,52. Tillämpa RNAi i detta skalbagge kan ge ett effektivt och miljövänligt sätt att minimera dess ekonomiska effekter. Vårt laboratorium har använt D. maculatus som en ny mOdel insekt att studera segmente 53. Förutom att vara mottagliga för lab uppfödning, är D. maculatus av intresse för grundforskning, eftersom det är en medel bakterie utvecklare, vilket gör det till ett användbart art att studera övergången mellan kort och lång groddar utveckling.
Figur 1: Life Cycle D. maculatus. Fotografier av D. maculatus vid olika livsstadier, såsom anges. Livscykeln från ägg till vuxen tar tre veckor vid 30 ° C men längre vid lägre temperaturer. (A, F) nylagda embryon är vita till ljusgula och ovala, ca 1,5 mm i längd. Embryogenes sker ~ 55 h vid 30 ° C. (B, C och G) Larver har mörka pigmenterade ränder och är täckta med hårkanten. Larver gå igenom flera instars beroende på miljön och deras längd kan sträcka sig upp till över 1 cm. (D, H) </strong> Young puppor är ljusgula. Förpuppning tar ~ 5 – 7 dagar vid 30 ° C. (E, I) Strax efter eclosion verkar mörk pigmentering över den vuxna skalbaggen kroppen. Vuxna kan leva upp till flera månader och en hona kan lägga hundratals embryon över hennes livstid. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Tidigare visade vi att RNAi är effektiv i att knacka ner geners funktion i D. maculatus 53. Här vår erfarenhet uppfödning D. maculatus kolonier i laboratoriet delas tillsammans med steg-för-steg-protokoll för både embryonala och föräldra RNAi set-up, injektion, efter injektion vård och fenotypisk analys. DsRNA-förmedlade gen knockdown och analysmetoder som införts här inte bara ge detaljerad information för att ta itu med frågor i D. maculatus, men också ha potentiell betydelse for tillämpa RNAi i andra icke-modell skalbagge / insektsarter.
Protocol
Representative Results
Discussion
Medan ett litet antal avancerade modellsystem (möss, flugor, maskar) utvecklades under 20-talet, har 21-talet sett en våg av nya djursystem utvecklas i laboratorier över hela världen. Dessa nya system kan forskare att ta itu med jämförande, evolutionära frågor som inte kan sonde endast med hjälp av de "vanliga" modellsystem. Denna utbyggnad av nya modeller kräver den snabba utvecklingen av metoder för labb odling gen identifiering och funktionella metoder i nya arter. Här har …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).
Materials
| Dermestes maculatus live beetles | Our lab or Carolina Biological Supply | #144168 | Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out |
| Wet cat food | Fancy Feast | Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores | |
| Dry dog food | Purina Puppy Chow | Can buy at most pet food and grocery stores | |
| Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm) | Exo Terra | PT2260 | For colony maintenance. Can use larger cage if needed |
| Insect cage (size mini, 17.8×10.2×12.7 cm) | Exo Terra | PT2250 | For embryo collection |
| Petri dish | VWR | 89038-968 | |
| Cotton ball | Fisher | 22-456-883 | |
| Megascript T7 transcription kit | Fisher | AM1334 | For 40 reactions |
| Pneumatic pump | WPI | PV830 | |
| Capillary holder | WPI | ||
| Micromanipulator | NARISHIGE | MN-151 | |
| Black filter paper (90 mm) | VWR | 28342-010 | |
| Food coloring (green) | McCormick | ||
| Borosilicate glass capillary | Hilgenberg | 1406119 | |
| Needle puller (micropipette puller) | Sutter Instrument Co. | P-97 | |
| Microscope glass slide | WorldWide Life Sciences Division | 41351157 | |
| Sealing film (Parafilm M) | Fisher | 13-374-12 | |
| Model 801 Syringe (10 µl ) | Hamilton | 7642-01 | |
| Needle (32-gauge) | Hamilton | 7762-05 | |
| Fixation Solution (Pampel's) | BioQuip Products, Inc. | 1184C | Toxic, needs to be handled in fume hood |
| Forcep (DUMONT #5) | Fine Science Tools | 11252-30 | |
| Cover slip (24X50 mm, No. 1.5) | Globe Scientific | 1415-15 | |
| Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip | Fisher | E5242956003 | |
| Dissecting microscopy for embryo injection | Leica | M420 | |
| Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization | Zeiss | SteREO Discover. V12 | |
| DIC microscopy | Zeiss | AXIO Imager. M1 | |
References
- Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
- Wianny, F., Zernicka-Goetz, M. Specific interference with gene function by double-stranded RNA in early mouse development. Nat Cell Biol. 2, 70-75 (2000).
- Svoboda, P., Stein, P., Hayashi, H., Schultz, R. M. Selective reduction of dormant maternal mRNAs in mouse oocytes by RNA interference. Development. 127, 4147-4156 (2000).
- Zimmermann, T. S., et al. RNAi-mediated gene silencing in non-human primates. Nature. 441, 111-114 (2006).
- Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95, 1017-1026 (1998).
- Cogoni, C., et al. Transgene silencing of the al-1 gene in vegetative cells of Neurospora is mediated by a cytoplasmic effector and does not depend on DNA-DNA interactions or DNA methylation. EMBO J. 15, 3153-3163 (1996).
- Napoli, C., Lemieux, C., Jorgensen, R. Introduction of a Chimeric Chalcone Synthase Gene into Petunia Results in Reversible Co-Suppression of Homologous Genes in trans. Plant Cell. 2, 279-289 (1990).
- van Roessel, P., Brand, A. H. Spreading silence with Sid. Genome Biol. 5, 208 (2004).
- Grishok, A. RNAi mechanisms in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett. 579, 5932-5939 (2005).
- Jose, A. M., Hunter, C. P. Transport of sequence-specific RNA interference information between cells. Annu Rev Genet. 41, 305-330 (2007).
- Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418, 244-251 (2002).
- Hammond, S. M., Caudy, A. A., Hannon, G. J. Post-transcriptional gene silencing by double-stranded RNA. Nat Rev Genet. 2, 110-119 (2001).
- Dorsett, Y., Tuschl, T. siRNAs: applications in functional genomics and potential as therapeutics. Nat Rev Drug Discov. 3, 318-329 (2004).
- Agrawal, N., et al. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiol Mol Biol Rev. 67, 657-685 (2003).
- Grishok, A., Tabara, H., Mello, C. C. Genetic requirements for inheritance of RNAi in C. elegans. Science. 287, 2494-2497 (2000).
- Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr Biol. 12, 85-86 (2002).
- Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395, 854 (1998).
- Turner, C. T., et al. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Mol Biol. 15, 383-391 (2006).
- Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science. 282, 430-431 (1998).
- Eaton, B. A., Fetter, R. D., Davis, G. W. Dynactin is necessary for synapse stabilization. Neuron. 34, 729-741 (2002).
- Travanty, E. A., et al. Using RNA interference to develop dengue virus resistance in genetically modified Aedes aegypti. Insect Biochem Mol Biol. 34, 607-613 (2004).
- Whitten, M. M., et al. Symbiont-mediated RNA interference in insects. Proc Biol Sci. 283, (2016).
- Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat Commun. 6, 7822 (2015).
- Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
- Ulrich, J., et al. Large scale RNAi screen in Tribolium reveals novel target genes for pest control and the proteasome as prime target. BMC Genomics. 16, 674 (2015).
- Choe, C. P., Miller, S. C., Brown, S. J. A pair-rule gene circuit defines segments sequentially in the short-germ insect Tribolium castaneum. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, 6560-6564 (2006).
- Angelini, D. R., Kaufman, T. C. Functional analyses in the hemipteran Oncopeltus fasciatus reveal conserved and derived aspects of appendage patterning in insects. Dev Biol. 271, 306-321 (2004).
- Lynch, J. A., Peel, A. D., Drechsler, A., Averof, M., Roth, S. EGF signaling and the origin of axial polarity among the insects. Curr Biol. 20, 1042-1047 (2010).
- Tenlen, J. R., McCaskill, S., Goldstein, B. RNA interference can be used to disrupt gene function in tardigrades. Dev Genes Evol. 223, 171-181 (2013).
- Quan, G. X., Kanda, T., Tamura, T. Induction of the white egg 3 mutant phenotype by injection of the double-stranded RNA of the silkworm white gene. Insect Mol Biol. 11, 217-222 (2002).
- Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol Dev. 1, 11-15 (1999).
- Lynch, J. A., Brent, A. E., Leaf, D. S., Pultz, M. A., Desplan, C. Localized maternal orthodenticle patterns anterior and posterior in the long germ wasp Nasonia. Nature. 439, 728-732 (2006).
- Liu, P. Z., Kaufman, T. C. hunchback is required for suppression of abdominal identity, and for proper germband growth and segmentation in the intermediate germband insect Oncopeltus fasciatus. Development. 131, 1515-1527 (2004).
- Zhou, X., Wheeler, M. M., Oi, F. M., Scharf, M. E. RNA interference in the termite Reticulitermes flavipes through ingestion of double-stranded RNA. Insect Biochem Mol Biol. 38, 805-815 (2008).
- Ciudad, L., Piulachs, M. D., Bellés, X. Systemic RNAi of the cockroach vitellogenin receptor results in a phenotype similar to that of the Drosophila yolkless mutant. FEBS J. 273, 325-335 (2006).
- Mito, T., et al. Non-canonical functions of hunchback in segment patterning of the intermediate germ cricket Gryllus bimaculatus. Development. 132, 2069-2079 (2005).
- Yoon, K. S., et al. Brief exposures of human body lice to sublethal amounts of ivermectin over-transcribes detoxification genes involved in tolerance. Insect Mol Biol. 20, 687-699 (2011).
- Rosenberg, M. I., Brent, A. E., Payre, F., Desplan, C. Dual mode of embryonic development is highlighted by expression and function of Nasonia pair-rule genes. Elife. 3, 01440 (2014).
- Hasselmann, M., et al. Evidence for the evolutionary nascence of a novel sex determination pathway in honeybees. Nature. 454, 519-522 (2008).
- Shukla, J. N., Palli, S. R. Sex determination in beetles: production of all male progeny by parental RNAi knockdown of transformer. Sci Rep. 2, 602 (2012).
- Arakane, Y., et al. The Tribolium chitin synthase genes TcCHS1 and TcCHS2 are specialized for synthesis of epidermal cuticle and midgut peritrophic matrix. Insect Mol Biol. 14, 453-463 (2005).
- Cruz, J., Mané-Padròs, D., Bellés, X., Martìn, D. Functions of the ecdysone receptor isoform-A in the hemimetabolous insect Blattella germanica revealed by systemic RNAi in vivo. Dev Biol. 297, 158-171 (2006).
- Guidugli, K. R., et al. Vitellogenin regulates hormonal dynamics in the worker caste of a eusocial insect. FEBS Lett. 579, 4961-4965 (2005).
- Zhang, H., Li, H. C., Miao, X. X. Feasibility, limitation and possible solutions of RNAi-based technology for insect pest control. Insect Sci. 20, 15-30 (2013).
- Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. J Insect Physiol. 56, 227-235 (2010).
- Price, D. R., Gatehouse, J. A. RNAi-mediated crop protection against insects. Trends Biotechnol. 26, 393-400 (2008).
- Paldi, N., et al. Effective gene silencing in a microsporidian parasite associated with honeybee (Apis mellifera) colony declines. Appl Environ Microbiol. 76, 5960-5964 (2010).
- Kanginakudru, S., et al. Targeting ie-1 gene by RNAi induces baculoviral resistance in lepidopteran cell lines and in transgenic silkworms. Insect Mol Biol. 16, 635-644 (2007).
- Magni, P. A., Voss, S. C., Testi, R., Borrini, M., Dadour, I. R. A Biological and Procedural Review of Forensically Significant Dermestes Species (Coleoptera: Dermestidae). J Med Entomol. 52, 755-769 (2015).
- Zanetti, N. I., Visciarelli, E. C., Centeno, N. D. The Effect of Temperature and Laboratory Rearing Conditions on the Development of Dermestes maculatus (Coleoptera: Dermestidae). J Forensic Sci. , (2015).
- Veer, V., Negi, B. K., Rao, K. M. Dermestid beetles and some other insect pests associated with stored silkworm cocoons in India, including a world list of dermestid species found attacking this commodity. Journal of Stored Products Research. 32, 69-89 (1996).
- Xiang, J., Forrest, I. S., Pick, L. Dermestes maculatus: an intermediate-germ beetle model system for evo-devo. Evodevo. 6, 32 (2015).
- Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Oviposition of Dermestes maculatus DeGeer, the hide beetle, as affected by biological and environmental conditions. Journal of Stored Products Research. 64, 154-159 (2015).
- Heffer, A., Grubbs, N., Mahaffey, J., Pick, L. The evolving role of the orphan nuclear receptor ftz-f1, a pair-rule segmentation gene. Evol Dev. 15, 406-417 (2013).
- Heffer, A., Shultz, J. W., Pick, L. Surprising flexibility in a conserved Hox transcription factor over 550 million years of evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 18040-18045 (2010).
- Wilson, M. J., Dearden, P. K. Pair-rule gene orthologues have unexpected maternal roles in the honeybee (Apis mellifera). PLoS One. 7, 46490 (2012).
- Dawes, R., Dawson, I., Falciani, F., Tear, G., Akam, M. Dax, a locust Hox gene related to fushi-tarazu but showing no pair-rule expression. Development. 120, 1561-1572 (1994).
- Erezyilmaz, D. F., Kelstrup, H. C., Riddiford, L. M. The nuclear receptor E75A has a novel pair-rule-like function in patterning the milkweed bug, Oncopeltus fasciatus. Dev Biol. 334, 300-310 (2009).
- Stuart, J. J., Brown, S. J., Beeman, R. W., Denell, R. E. A deficiency of the homeotic complex of the beetle Tribolium. Nature. 350, 72-74 (1991).
- Aranda, M., Marques-Souza, H., Bayer, T., Tautz, D. The role of the segmentation gene hairy in Tribolium. Dev Genes Evol. 218, 465-477 (2008).
- Mito, T., et al. even-skipped has gap-like, pair-rule-like, and segmental functions in the cricket Gryllus bimaculatus, a basal, intermediate germ insect (Orthoptera). Dev Biol. 303, 202-213 (2007).
- Patel, N. H., Ball, E. E., Goodman, C. S. Changing role of even-skipped during the evolution of insect pattern formation. Nature. 357, 339-342 (1992).
- Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E. Mutations affecting segment number and polarity in Drosophila. Nature. 287, 795-801 (1980).
- Jürgens, G., Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. II. Zygotic loci on the third chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 283-295 (1984).
- Wakimoto, B. T., Kaufman, T. C. Analysis of larval segmentation in lethal genotypes associated with the Aantennapedia gene complex in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 81, 51-64 (1981).
- Yu, Y., et al. The nuclear hormone receptor Ftz-F1 is a cofactor for the Drosophila homeodomain protein Ftz. Nature. 385, 552-555 (1997).
- Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. I.Zygotic loci on the second chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 267-282 (1984).
- Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Jürgens, G. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. III.Zygotic loci on the X-chromosome and fourth chromosome. ‘Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 296-307 (1984).
- Guichet, A., et al. The nuclear receptor homologue Ftz-F1 and the homeodomain protein Ftz are mutually dependent cofactors. Nature. 385, 548-552 (1997).
- Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Effect of diet and refugia on development of Dermestes maculatus DeGeer reared in a laboratory. J Pest Sci. 88, 113-119 (2014).
- Yang, Y., et al. Biodegradation and Mineralization of Polystyrene by Plastic-Eating Mealworms: Part 1. Chemical and Physical Characterization and Isotopic Tests. Environ Sci Technol. 49, 12080-12086 (2015).
- Kitzmann, P., Schwirz, J., Schmitt-Engel, C., Bucher, G. RNAi phenotypes are influenced by the genetic background of the injected strain. BMC Genomics. 14, 5 (2013).
- Chandler, C. H., Chari, S., Tack, D., Dworkin, I. Causes and consequences of genetic background effects illuminated by integrative genomic analysis. Genetics. 196, 1321-1336 (2014).
- Montagutelli, X. Effect of the genetic background on the phenotype of mouse mutations. J Am Soc Nephrol. 11, 101-105 (2000).
- Doetschman, T. Influence of genetic background on genetically engineered mouse phenotypes. Methods Mol Biol. 530, 423-433 (2009).
