La cría y el doble-stranded RNA mediada gen desmontables en el Hide Escarabajo,<em> Dermestes maculatus</em
Summary
A continuación, presentamos los protocolos para la crianza de un escarabajo intermedia de gérmenes, Dermestes maculatus (D. maculatus) en el laboratorio. También compartimos protocolos para RNAi embrionario y de los padres y los métodos para el análisis de los fenotipos de embriones para estudiar la función de genes en esta especie.
Abstract
Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.
Introduction
En 1998, Fire y Mello informaron de que el ARN de doble cadena (dsRNA) puede inducir la inhibición de la función de genes en Caenorhabditis elegans 1. Esta respuesta desencadenada por dsRNA se denomina ARN de interferencia (RNAi), y se informó como el silenciamiento de genes mediada por ARNi ser conservadas en los animales, las plantas y los hongos 2-7. En las plantas y algunos animales, las funciones de RNAi sistémica, lo que significa que el efecto se pueden propagar a otras células / tejidos en los que no se introduce directamente ARN de doble cadena (revisado en 8-10). Los científicos han hecho uso de esta respuesta ARNi celular endógeno mediante el diseño de ARN de doble cadena para apuntar genes de interés, llamando así a la baja la función de genes sin manipular directamente el genoma (revisado en 11-14).
RNAi es una herramienta poderosa para los estudios funcionales debido a las siguientes ventajas. En primer lugar, incluso con un mínimo de información de la secuencia de genes, un gen puede ser objetivo utilizando RNAi. Esto es especialmente importante para studies de organismos modelo que carecen de datos genómicos o transcriptómica. En segundo lugar, en los organismos donde la respuesta RNAi es robusta sistémica, mediada por RNAi desmontables gen se puede realizar en casi cualquier etapa de desarrollo. Esta característica es muy útil para estudiar la función de genes pleiotrópicos. En tercer lugar, en algunos casos, los efectos de RNAi se propagan a las gónadas y la progenie, como que los fenotipos se observan en la descendencia 15,16. Este fenómeno, conocido como parental RNAi (pRNAi), es especialmente ventajoso para los genes que afectan el desarrollo embrionario, tan numerosos descendencia producida por un solo padre inyectado puede examinarse sin manipulación directa de los huevos. Por estas razones, pRNAi es el método de elección. Sin embargo, si pRNAi es ineficaz, por ejemplo, para los genes necesarios para la ovogénesis, entonces embrionario RNAi (eRNAi) debe ser utilizado. En cuarto lugar, RNAi puede ser utilizado para generar el equivalente de una serie alélica en que la cantidad de dsRNA entregado se puede variar en un rango para producir débil para defectos fuertes. una gradación de fenotipos Tal puede ser útil para la comprensión de la función del gen cuando el gen está implicado en un proceso complejo y / o la pérdida completa de la función es letal. En quinto lugar, la entrega de dsRNA es generalmente fácil y factible, especialmente en animales que muestran robustas respuestas RNAi sistémicos. ARN de doble cadena puede ser introducido mediante microinyección 1,5, la alimentación / ingestión 17,18, remojo, 19,20 y virus / bacterias mediada por la entrega 21,22. En sexto lugar, a diferencia de algunos métodos de focalización / edición de genes, no hay necesidad para la detección de organismos portadores de la mutación o para llevar a cabo los cruces genéticos para generar homocigotos utilizando RNAi. Por lo tanto, en comparación con muchas otras técnicas para estudiar la función de genes, RNAi es rápido, barato, y se puede aplicar para pantallas de gran escala 23-25.
La amplia utilidad del ARNi proporciona medios para llevar a cabo estudios funcionales en una amplia gama de organismos, la ampliación de la gama de especies disponibles para el estudio Beyond los sistemas modelo tradicional para el que se han desarrollado herramientas genéticas. Por ejemplo, se requieren estudios que utilizan sistemas que no son modelos para dar una visión de la evolución de los genes y las redes de genes mediante la comparación de las funciones de los ortólogos de especies que representan diferentes modos de desarrollo o exhibir características morfológicas distintas 26-29. Estos tipos de estudios proporcionarán una mejor comprensión de la diversidad biológica, con repercusiones tanto para la investigación básica y aplicada.
Siendo el grupo animal más grande del planeta, los insectos proporcionan una gran oportunidad para explorar los mecanismos de la diversidad subyacente. Además, los insectos son generalmente pequeños, tienen ciclos de vida cortos, alta fecundidad, y son fáciles de criar en el laboratorio. En las últimas dos décadas, el ARNi se ha aplicado con éxito en los insectos que abarca órdenes, incluyendo dípteros (moscas verdaderas) 5, Lepidoptera (mariposas y polillas) 30, coleópteros (escarabajos) 16,31, himenópteros (Sawfmentiras, avispas, hormigas y abejas) 32, hemípteros (chinches), Isoptera (termitas) 34, Blattodea (cucarachas) 35, ortópteros (grillos, saltamontes, langostas y saltamontes) 36 y Phthiraptera (piojos) 37. La aplicación exitosa de RNAi ha proporcionado datos funcionales para el estudio de los patrones en la embriogénesis temprana (eje antero-posterior 32, eje dorso-ventral 28, la segmentación 26,38), la determinación del sexo 39,40, la biosíntesis de quitina / cutícula 41, ecdisona señalización 42, el comportamiento social de 43 años, y más. Métodos de ARNi desarrollados para diferentes especies de insectos pueden ser de beneficio adicional en que es probable que sea útil para el control de plagas (revisado en 44 a 46). RNAi efectos serán de genes específicos, así como específico de la especie, siempre que las regiones no conservadas se eligen para la orientación. Para las especies de insectos beneficiosos como las abejas y gusanos de seda, dirigidos a los genes vitales para la supervivencia devirus o parásitos para controlar la infección pueden proporcionar una nueva estrategia para proteger estas especies 47,48.
Dermestes maculatus (D. maculatus), nombre común ocultar escarabajo, se distribuye en todo el mundo a excepción de la Antártida. Como un insecto holometabolous, el ciclo de vida de D. maculatus incluye embrionario, larvas, pupas y adultos etapas (Figura 1). Porque se alimenta de carne, D. maculatus se utiliza en museos para esqueletizar animales muertos y entomólogos forenses se puede utilizar para estimar el tiempo de la muerte 49,50. D. maculatus se alimenta de productos de origen animal, incluyendo canales, carne seca, queso y las pupas / capullos de otros insectos y por lo tanto causa daño a los hogares, los alimentos almacenados, y la seda, el queso, la carne y las industrias de 51,52. La aplicación de RNAi en este escarabajo podría proporcionar una forma eficiente y respetuosa con el medio ambiente para reducir al mínimo su impacto económico. Nuestro laboratorio ha utilizado D. maculatus como un nuevo mOdel insectos para estudiar la segmentación 53. Además de ser susceptible a la cría de laboratorio, D. maculatus es de interés para la investigación básica, ya que es un desarrollador intermedio de gérmenes, por lo que es una especie útil para estudiar la transición entre el desarrollo a corto y largo germen.
Figura 1: Ciclo de vida de D. maculatus. Las fotografías de D. maculatus en diferentes etapas de la vida, como se indica. El ciclo de vida de huevo a adulto dura tres semanas a 30 ° C, pero ya a temperaturas más bajas. (A, F), los embriones recién puestos son de color blanco a amarillo claro y ovalados, de aproximadamente 1,5 mm de longitud. Embriogénesis toma ~ 55 horas a 30 ° C. (B, C y G) Las larvas tienen rayas pigmentadas oscuras y están cubiertas de pelos. Las larvas pasan por varios estadios en función del entorno y su duración puede extenderse hasta más de 1 cm. (D, H) </strong> pupas jóvenes son de color amarillo claro. La pupación tiene ~ 5 – 7 días a 30 ° C. (E, I) Poco después de la eclosión, pigmentación oscura aparece sobre el cuerpo del escarabajo adulto. Los adultos pueden vivir hasta varios meses y una hembra puede poner cientos de embriones durante su vida. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Anteriormente, hemos demostrado que el ARNi es eficaz en el derribo de genes en función de D. maculatus 53. Aquí nuestra experiencia crianza de colonias D. maculatus en el laboratorio es compartido junto con los protocolos de paso a paso, tanto para los padres embrionario y ARNi puesta en marcha, la inyección, la atención post-inyección, y el análisis fenotípico. Los métodos de derribo y análisis de genes mediada por dsRNA introducidos aquí no sólo proporcionar información detallada para abordar cuestiones de D. maculatus, sino que también tienen importancia potencial for la aplicación de RNAi en otros no modelo escarabajo / especies de insectos.
Protocol
Representative Results
Discussion
Si bien se han desarrollado un pequeño número de sistemas de modelos sofisticados (ratones, moscas, gusanos) durante el siglo 20, el siglo 21 ha visto una ola de nuevos sistemas de los animales que se desarrollan en los laboratorios de todo el mundo. Estos nuevos sistemas permiten a los científicos para hacer frente a cuestiones comparativos y evolutivos que no pueden ser palpados utilizando sólo los sistemas modelo "estándar". Este despliegue de nuevos modelos requiere el rápido de…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).
Materials
| Dermestes maculatus live beetles | Our lab or Carolina Biological Supply | #144168 | Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out |
| Wet cat food | Fancy Feast | Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores | |
| Dry dog food | Purina Puppy Chow | Can buy at most pet food and grocery stores | |
| Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm) | Exo Terra | PT2260 | For colony maintenance. Can use larger cage if needed |
| Insect cage (size mini, 17.8×10.2×12.7 cm) | Exo Terra | PT2250 | For embryo collection |
| Petri dish | VWR | 89038-968 | |
| Cotton ball | Fisher | 22-456-883 | |
| Megascript T7 transcription kit | Fisher | AM1334 | For 40 reactions |
| Pneumatic pump | WPI | PV830 | |
| Capillary holder | WPI | ||
| Micromanipulator | NARISHIGE | MN-151 | |
| Black filter paper (90 mm) | VWR | 28342-010 | |
| Food coloring (green) | McCormick | ||
| Borosilicate glass capillary | Hilgenberg | 1406119 | |
| Needle puller (micropipette puller) | Sutter Instrument Co. | P-97 | |
| Microscope glass slide | WorldWide Life Sciences Division | 41351157 | |
| Sealing film (Parafilm M) | Fisher | 13-374-12 | |
| Model 801 Syringe (10 µl ) | Hamilton | 7642-01 | |
| Needle (32-gauge) | Hamilton | 7762-05 | |
| Fixation Solution (Pampel's) | BioQuip Products, Inc. | 1184C | Toxic, needs to be handled in fume hood |
| Forcep (DUMONT #5) | Fine Science Tools | 11252-30 | |
| Cover slip (24X50 mm, No. 1.5) | Globe Scientific | 1415-15 | |
| Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip | Fisher | E5242956003 | |
| Dissecting microscopy for embryo injection | Leica | M420 | |
| Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization | Zeiss | SteREO Discover. V12 | |
| DIC microscopy | Zeiss | AXIO Imager. M1 | |
References
- Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
- Wianny, F., Zernicka-Goetz, M. Specific interference with gene function by double-stranded RNA in early mouse development. Nat Cell Biol. 2, 70-75 (2000).
- Svoboda, P., Stein, P., Hayashi, H., Schultz, R. M. Selective reduction of dormant maternal mRNAs in mouse oocytes by RNA interference. Development. 127, 4147-4156 (2000).
- Zimmermann, T. S., et al. RNAi-mediated gene silencing in non-human primates. Nature. 441, 111-114 (2006).
- Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95, 1017-1026 (1998).
- Cogoni, C., et al. Transgene silencing of the al-1 gene in vegetative cells of Neurospora is mediated by a cytoplasmic effector and does not depend on DNA-DNA interactions or DNA methylation. EMBO J. 15, 3153-3163 (1996).
- Napoli, C., Lemieux, C., Jorgensen, R. Introduction of a Chimeric Chalcone Synthase Gene into Petunia Results in Reversible Co-Suppression of Homologous Genes in trans. Plant Cell. 2, 279-289 (1990).
- van Roessel, P., Brand, A. H. Spreading silence with Sid. Genome Biol. 5, 208 (2004).
- Grishok, A. RNAi mechanisms in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett. 579, 5932-5939 (2005).
- Jose, A. M., Hunter, C. P. Transport of sequence-specific RNA interference information between cells. Annu Rev Genet. 41, 305-330 (2007).
- Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418, 244-251 (2002).
- Hammond, S. M., Caudy, A. A., Hannon, G. J. Post-transcriptional gene silencing by double-stranded RNA. Nat Rev Genet. 2, 110-119 (2001).
- Dorsett, Y., Tuschl, T. siRNAs: applications in functional genomics and potential as therapeutics. Nat Rev Drug Discov. 3, 318-329 (2004).
- Agrawal, N., et al. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiol Mol Biol Rev. 67, 657-685 (2003).
- Grishok, A., Tabara, H., Mello, C. C. Genetic requirements for inheritance of RNAi in C. elegans. Science. 287, 2494-2497 (2000).
- Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr Biol. 12, 85-86 (2002).
- Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395, 854 (1998).
- Turner, C. T., et al. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Mol Biol. 15, 383-391 (2006).
- Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science. 282, 430-431 (1998).
- Eaton, B. A., Fetter, R. D., Davis, G. W. Dynactin is necessary for synapse stabilization. Neuron. 34, 729-741 (2002).
- Travanty, E. A., et al. Using RNA interference to develop dengue virus resistance in genetically modified Aedes aegypti. Insect Biochem Mol Biol. 34, 607-613 (2004).
- Whitten, M. M., et al. Symbiont-mediated RNA interference in insects. Proc Biol Sci. 283, (2016).
- Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat Commun. 6, 7822 (2015).
- Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
- Ulrich, J., et al. Large scale RNAi screen in Tribolium reveals novel target genes for pest control and the proteasome as prime target. BMC Genomics. 16, 674 (2015).
- Choe, C. P., Miller, S. C., Brown, S. J. A pair-rule gene circuit defines segments sequentially in the short-germ insect Tribolium castaneum. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, 6560-6564 (2006).
- Angelini, D. R., Kaufman, T. C. Functional analyses in the hemipteran Oncopeltus fasciatus reveal conserved and derived aspects of appendage patterning in insects. Dev Biol. 271, 306-321 (2004).
- Lynch, J. A., Peel, A. D., Drechsler, A., Averof, M., Roth, S. EGF signaling and the origin of axial polarity among the insects. Curr Biol. 20, 1042-1047 (2010).
- Tenlen, J. R., McCaskill, S., Goldstein, B. RNA interference can be used to disrupt gene function in tardigrades. Dev Genes Evol. 223, 171-181 (2013).
- Quan, G. X., Kanda, T., Tamura, T. Induction of the white egg 3 mutant phenotype by injection of the double-stranded RNA of the silkworm white gene. Insect Mol Biol. 11, 217-222 (2002).
- Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol Dev. 1, 11-15 (1999).
- Lynch, J. A., Brent, A. E., Leaf, D. S., Pultz, M. A., Desplan, C. Localized maternal orthodenticle patterns anterior and posterior in the long germ wasp Nasonia. Nature. 439, 728-732 (2006).
- Liu, P. Z., Kaufman, T. C. hunchback is required for suppression of abdominal identity, and for proper germband growth and segmentation in the intermediate germband insect Oncopeltus fasciatus. Development. 131, 1515-1527 (2004).
- Zhou, X., Wheeler, M. M., Oi, F. M., Scharf, M. E. RNA interference in the termite Reticulitermes flavipes through ingestion of double-stranded RNA. Insect Biochem Mol Biol. 38, 805-815 (2008).
- Ciudad, L., Piulachs, M. D., Bellés, X. Systemic RNAi of the cockroach vitellogenin receptor results in a phenotype similar to that of the Drosophila yolkless mutant. FEBS J. 273, 325-335 (2006).
- Mito, T., et al. Non-canonical functions of hunchback in segment patterning of the intermediate germ cricket Gryllus bimaculatus. Development. 132, 2069-2079 (2005).
- Yoon, K. S., et al. Brief exposures of human body lice to sublethal amounts of ivermectin over-transcribes detoxification genes involved in tolerance. Insect Mol Biol. 20, 687-699 (2011).
- Rosenberg, M. I., Brent, A. E., Payre, F., Desplan, C. Dual mode of embryonic development is highlighted by expression and function of Nasonia pair-rule genes. Elife. 3, 01440 (2014).
- Hasselmann, M., et al. Evidence for the evolutionary nascence of a novel sex determination pathway in honeybees. Nature. 454, 519-522 (2008).
- Shukla, J. N., Palli, S. R. Sex determination in beetles: production of all male progeny by parental RNAi knockdown of transformer. Sci Rep. 2, 602 (2012).
- Arakane, Y., et al. The Tribolium chitin synthase genes TcCHS1 and TcCHS2 are specialized for synthesis of epidermal cuticle and midgut peritrophic matrix. Insect Mol Biol. 14, 453-463 (2005).
- Cruz, J., Mané-Padròs, D., Bellés, X., Martìn, D. Functions of the ecdysone receptor isoform-A in the hemimetabolous insect Blattella germanica revealed by systemic RNAi in vivo. Dev Biol. 297, 158-171 (2006).
- Guidugli, K. R., et al. Vitellogenin regulates hormonal dynamics in the worker caste of a eusocial insect. FEBS Lett. 579, 4961-4965 (2005).
- Zhang, H., Li, H. C., Miao, X. X. Feasibility, limitation and possible solutions of RNAi-based technology for insect pest control. Insect Sci. 20, 15-30 (2013).
- Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. J Insect Physiol. 56, 227-235 (2010).
- Price, D. R., Gatehouse, J. A. RNAi-mediated crop protection against insects. Trends Biotechnol. 26, 393-400 (2008).
- Paldi, N., et al. Effective gene silencing in a microsporidian parasite associated with honeybee (Apis mellifera) colony declines. Appl Environ Microbiol. 76, 5960-5964 (2010).
- Kanginakudru, S., et al. Targeting ie-1 gene by RNAi induces baculoviral resistance in lepidopteran cell lines and in transgenic silkworms. Insect Mol Biol. 16, 635-644 (2007).
- Magni, P. A., Voss, S. C., Testi, R., Borrini, M., Dadour, I. R. A Biological and Procedural Review of Forensically Significant Dermestes Species (Coleoptera: Dermestidae). J Med Entomol. 52, 755-769 (2015).
- Zanetti, N. I., Visciarelli, E. C., Centeno, N. D. The Effect of Temperature and Laboratory Rearing Conditions on the Development of Dermestes maculatus (Coleoptera: Dermestidae). J Forensic Sci. , (2015).
- Veer, V., Negi, B. K., Rao, K. M. Dermestid beetles and some other insect pests associated with stored silkworm cocoons in India, including a world list of dermestid species found attacking this commodity. Journal of Stored Products Research. 32, 69-89 (1996).
- Xiang, J., Forrest, I. S., Pick, L. Dermestes maculatus: an intermediate-germ beetle model system for evo-devo. Evodevo. 6, 32 (2015).
- Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Oviposition of Dermestes maculatus DeGeer, the hide beetle, as affected by biological and environmental conditions. Journal of Stored Products Research. 64, 154-159 (2015).
- Heffer, A., Grubbs, N., Mahaffey, J., Pick, L. The evolving role of the orphan nuclear receptor ftz-f1, a pair-rule segmentation gene. Evol Dev. 15, 406-417 (2013).
- Heffer, A., Shultz, J. W., Pick, L. Surprising flexibility in a conserved Hox transcription factor over 550 million years of evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 18040-18045 (2010).
- Wilson, M. J., Dearden, P. K. Pair-rule gene orthologues have unexpected maternal roles in the honeybee (Apis mellifera). PLoS One. 7, 46490 (2012).
- Dawes, R., Dawson, I., Falciani, F., Tear, G., Akam, M. Dax, a locust Hox gene related to fushi-tarazu but showing no pair-rule expression. Development. 120, 1561-1572 (1994).
- Erezyilmaz, D. F., Kelstrup, H. C., Riddiford, L. M. The nuclear receptor E75A has a novel pair-rule-like function in patterning the milkweed bug, Oncopeltus fasciatus. Dev Biol. 334, 300-310 (2009).
- Stuart, J. J., Brown, S. J., Beeman, R. W., Denell, R. E. A deficiency of the homeotic complex of the beetle Tribolium. Nature. 350, 72-74 (1991).
- Aranda, M., Marques-Souza, H., Bayer, T., Tautz, D. The role of the segmentation gene hairy in Tribolium. Dev Genes Evol. 218, 465-477 (2008).
- Mito, T., et al. even-skipped has gap-like, pair-rule-like, and segmental functions in the cricket Gryllus bimaculatus, a basal, intermediate germ insect (Orthoptera). Dev Biol. 303, 202-213 (2007).
- Patel, N. H., Ball, E. E., Goodman, C. S. Changing role of even-skipped during the evolution of insect pattern formation. Nature. 357, 339-342 (1992).
- Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E. Mutations affecting segment number and polarity in Drosophila. Nature. 287, 795-801 (1980).
- Jürgens, G., Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. II. Zygotic loci on the third chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 283-295 (1984).
- Wakimoto, B. T., Kaufman, T. C. Analysis of larval segmentation in lethal genotypes associated with the Aantennapedia gene complex in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 81, 51-64 (1981).
- Yu, Y., et al. The nuclear hormone receptor Ftz-F1 is a cofactor for the Drosophila homeodomain protein Ftz. Nature. 385, 552-555 (1997).
- Nüsslein-Volhard, C., Wieschaus, E., Kluding, H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. I.Zygotic loci on the second chromosome. Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 267-282 (1984).
- Wieschaus, E., Nüsslein-Volhard, C., Jürgens, G. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster. III.Zygotic loci on the X-chromosome and fourth chromosome. ‘Wilhelm Roux’s archives of developmental biology. 193, 296-307 (1984).
- Guichet, A., et al. The nuclear receptor homologue Ftz-F1 and the homeodomain protein Ftz are mutually dependent cofactors. Nature. 385, 548-552 (1997).
- Fontenot, E. A., Arthur, F. H., Hartzer, K. L. Effect of diet and refugia on development of Dermestes maculatus DeGeer reared in a laboratory. J Pest Sci. 88, 113-119 (2014).
- Yang, Y., et al. Biodegradation and Mineralization of Polystyrene by Plastic-Eating Mealworms: Part 1. Chemical and Physical Characterization and Isotopic Tests. Environ Sci Technol. 49, 12080-12086 (2015).
- Kitzmann, P., Schwirz, J., Schmitt-Engel, C., Bucher, G. RNAi phenotypes are influenced by the genetic background of the injected strain. BMC Genomics. 14, 5 (2013).
- Chandler, C. H., Chari, S., Tack, D., Dworkin, I. Causes and consequences of genetic background effects illuminated by integrative genomic analysis. Genetics. 196, 1321-1336 (2014).
- Montagutelli, X. Effect of the genetic background on the phenotype of mouse mutations. J Am Soc Nephrol. 11, 101-105 (2000).
- Doetschman, T. Influence of genetic background on genetically engineered mouse phenotypes. Methods Mol Biol. 530, 423-433 (2009).
