Summary
Anestesi-induceret udviklingstoksicitet (AIDN) -forskning har fokuseret på gnavere, som ikke er bredt anvendelige for mennesker. Ikke-menneskelige primatmodeller er mere relevante, men er cost-prohibitive og vanskelige at bruge til forsøg. Grisetten er derimod en klinisk relevant, praktisk dyremodel, der er ideel til undersøgelse af anæstetisk neurotoksicitet.
Abstract
Anæstesi kan ikke undgås i mange tilfælde, når kirurgi er påkrævet, især hos børn. Nylige undersøgelser hos dyr har rejst bekymringer for, at anæstesieksponering kan føre til neuronal apoptose, der er kendt som anæstesi-induceret udviklingsgenerotoksicitet (AIDN). Endvidere har nogle kliniske undersøgelser hos børn antydet, at anæstesieksponering kan føre til underskud i neuroproblemer senere i livet. Ikke desto mindre er en ideel dyremodel til præklinisk undersøgelse endnu ikke udviklet. Den neonatale grise repræsenterer en værdifuld model til præklinisk undersøgelse, da de deler et slående antal udviklingsmæssige ligheder med mennesker.
Grisernes anatomi og fysiologi muliggør gennemførelse af strenge menneskelige perioperative tilstande i både overlevelse og ikke-overlevelsesprocedurer. Femoral arteriekateterisering muliggør nøje overvågning, hvilket muliggør hurtig korrektion af eventuelle afvigelser hos piglets vitale tegn og kemikalier. jegN Der er flere udviklingsmæssige ligheder mellem smågrise og menneskelige nyfødte. De teknikker, der kræves for at anvende smågrise til forsøg, kræver erfaring til at mestre. En pædiatrisk anæstesiolog er et kritisk medlem af undersøgelsesholdet. Vi beskriver i almindelighed den hensigtsmæssige brug af en pigletmodel til neuro-udviklingsstudie.
Introduction
Hvert år får millioner af børn i USA generel anæstesi, mange af dem under 4 år 1 . Anæstetisk induceret udviklingsneurotoksicitet (AIDN) er blevet et fokus for pædiatrisk anæstesi forskning, da det er blevet afgørende at få en forståelse for virkningerne af anæstesi på umodne hjerner. Tidligere undersøgelser har vist, at almindeligt anvendte anæstetika, såsom isofluran, kan forårsage forøget neuronal apoptose i hjernen hos unge dyr. Undersøgelser hos børn har givet ujævne resultater 2 . Forståelse af patogenesen af AIDN, identificering af potentielle terapeutiske mål for forebyggelse eller forbedring heraf og beskrivelse af de sikreste anæstesystemer, der er tilgængelige, er blevet hasteformål for det pædiatriske anæstesi-fællesskab. Hovedformålet med dette studie var at udvikle en optimal dyremodel og metode til kvantificering af anæstetikernes virkninger på den udviklende hjerne og stimulere nøjeDesignet undersøgelse af sikkerheden af de nuværende anvendte anæstetika.
I en nylig systematisk gennemgang af den nuværende krop af præklinisk litteratur om AIDN noterede forfatterne signifikant metodologisk heterogenitet i over 900 studier 3 . Mange anså dette for at være et opkald til en klinisk relevant, veldesignet præklinisk model, som endnu ikke eksisterer trods flere års forskning om dette emne. De fleste gnavermodeller udnytter nødvendigvis en tilgang, der ikke tillader en streng fysiologisk overvågning, blodprøveudtagning eller mekanisk ventilation. Da hjernen er udsøgt følsom over for fysiologiske forværringer, er det svært at stole på resultaterne fra sådanne modeller. Et primært mål for udviklingen af denne model var at designe det på en sådan måde, at alle fysiologiske variabler såsom blodgasparametre, kropstemperatur, åndedrætsparametre osv. Overvåges og korrigeres, når det er nødvendigt.
4 . Den translatoriske pigletmodel giver det efterspurgte niveau af klinisk relevans i disse anmeldelser og redaktioner, da den er designet til at imødekomme dette behov for relevante prækliniske data, der kan informere fremtidige kliniske undersøgelser.
Isofluran, en GABA type A (GABA A ) receptoragonist og svag NMDA-receptorantagonist, er den almindeligt anvendte inhaleret anæstetik i klinisk praksis over hele verden. Anæstetika som isofluran er blevet betragtet som sikkert, så længe de ikke fremkalder hypotension eller hypoxi; Dog kan der forekomme mere subtile effekter. Når hjernen er udsat for generel anæstesi, er balancen af GABA aGonisme og NMDA-antagonisme forstyrres, hvilket resulterer i ændringer i cellulær arkitektur, tilslutning og funktion. Hertil kommer, at mens GABA generelt er en hæmmende neurotransmitter, er det kendt at være excitatorisk i umodne hjerner 5 . Netop når GABA's overgang fra excitatoriske til hæmmende forekommer, er det ikke godt forstået, og er sandsynligvis artafhængig.
Når en ubalance mellem excitatorisk og hæmmende indgang i hjernen opstår under den såkaldte "brain growth spurt", kan den resulterende excitotoksiske dysregulering af kritiske molekylveje føre til unormal neurodevelopment, såsom apoptotisk neurodegenerering. Ud over øget apoptose kan oxidativ stress og inflammation også induceres, mens neuronal celleproliferation, neuronal migration og axonal arborisering bliver undertrykt eller dysreguleret 6 . Nettoresultatet er neurokognitive forstyrrelser, der kan fortsætte i adulDød 2 .
For at direkte måle de neurotoksiske virkninger af isofluran på unge pattedyr anvendes neonatale grise. Smågrise deler flere CNS-ligheder med mennesker end noget andet pattedyr, og som sådan gør deres neuro-udviklingsmæssige og neuroanatomiske ligheder dem til et ideelt dyr for en klinisk relevant pattedyrsmodel af AIDN. Både mennesker og smågrise besidder gyrencephaliske hjerner, der deler ligheder i karakteren og fordeling af hjerne gyri, grå stof og hvidt stof. Grisehippocampus, basalganglia og hjernestamme er også topografisk ligner den hos mennesker 7 . Udviklingsmæssigt er smågrise et af de få ikke-humane pattedyr, som gennemgår perinatal hjernevækst og myelinering 8 . I utero, både human og piglet hjerner undergår en betydelig vækst i sen trimester svangerskab. I forbindelse med fødslen er henholdsvis menneske og grisehjerne 27% og 25% af voksne hjerner. Magnetic resonance imaging har vist, at en en uge gammel grisehjerne svarer til en måneds gammel menneskelig hjerne med hensyn til neuron modning og dendritisk arborisering 9 . Derudover har piglet og den menneskelige hjerne adskillige ligheder med hensyn til mønstre af neuroprojektion. Eksempelvis er ekspression og mRNA-sekvensen af reelin 10 , den topografiske fordeling af 5-HT-neuroner 11 og neurale rørlukning 12 alle parallelle med det, der ses hos mennesker. Derudover er der omfattende homologi mellem genomerne af smågrise og mennesker 13 .
Relevansen af en dyremodel skal forstås i sammenhæng med human patologi, især i forhold til hjernens modenhed og patobiologi hos det menneskelige spædbarn. De fleste af de eksisterende anæstesi toksicitetsundersøgelser bruger en gnavermodel, med et par udnytte ikke-humanePrimatmodeller. Dog kan gnavere og primater ikke være de ideelle dyr til undersøgelse af AIDN.
Selvom det er meget udbredt, er gnavehjerne meget forskellige fra mennesker i hele udviklingen. Mest specielt har gnavere lissencephalic (eller glatte) hjerner. Gnaverhjerne mangler gyri og sulci, som er karakteristiske for flere neurologisk komplekse organismer. Gnaverhjerne gennemgår også en postnatal hjernevækstspurt 14 , som er forskellig for mennesker og smågrise. Det er blevet observeret, at der er variationer i sårbarheden hos forskellige hjerneområder til inhaleret anæstesi 15 . Derfor bør det være vigtigt, at dyremodellen til at studere AIDN har en hjerne, som er neuroplanlægning og neuroanatomisk ligner den hos et menneske, for bedst at modellere de anæstesi-inducerede hjerneændringer, der sandsynligvis ses hos børn. Som tidligere beskrevet har smågrise en hjerne, som jegS meget bedre egnet til denne rolle. Desuden er de fælles former for gnave-neurokognitiv testning, såsom rumlig læring og hukommelse evalueret i Morris-vandlabyren, ikke direkte relevante eller sammenlignelige med de neurokognitive vurderinger hos småbørn 16 . En af fordelene ved at bruge smågrise til udviklingsnerveservicen er, at de er yderst modtagelige for neurokognitiv testning, selv i en tidlig alder. Talrige neurokognitive tests, der anses for nyttige til andre pattedyrarter, er blevet anvendt og valideret i svin. Mens der stadig er et udviklende felt, omfatter neurokognitiv vurdering hos smågrise mere komplekse tests, som bedre efterligner menneskelige underskud, såsom en skråstråle motor test 17 , 18 og spejle rumlig bevidsthedstest 19 . Motorprøvning med den skrånende stråle, som led i traumatisk hjerneskadeundersøgelse hos smågrise, viser høj pålidelighed i vurderingenAf motor funktion. Spejlprøven demonstrerer hukommelse af det omgivende miljø plus anerkendelse og udnyttelse af et reflekteret billede for at søge madbelønning.
På den anden side kan ikke-menneskelige primater være en mere hensigtsmæssig model til undersøgelser af pædiatrisk anæstesi, men der er en række uoverensstemmende faktorer, herunder omkostninger og brugsvanskeligheder. Derudover er de yderst følsomme for tidlige opdrætstilstande, især stress og maternær adskillelse 20 . Faktorer, der er vigtige for undersøgelsen af AIDN, såsom allosteriske modulatorer, receptor-ligandaffiniteter, posttranslationelle modifikationer, receptorunderenhedssammensætninger og alternative splejsningsvarianter, er ukendte i tilfælde af primater. Dette skyldes, at gener, der er relevante for sådanne begreber, ikke er blevet klonet. I modsætning hertil er de blevet klonet hos grise. Som sådan er kun begrænset arbejde blevet udført i ikke-menneskelige primater 21 , 22
Grisemodellen udnytter fordelene ved gnaver- og ikke-menneskelige primatmodeller: den er omkostningseffektiv, nem at bruge i forhold til ikke-humane primatstudier og er neuroanatomisk og neurofysiologisk ligner den pædiatriske menneskelige hjerne. Anvendelsen af grise i neurovidenskabsforskningen er vokset i de seneste år, herunder en række undersøgelser, der har undersøgt pædiatriske neuroinflammatoriske tilstande. Virkninger af respiratorisk viral infektion på hippocampus og rumlig indlæring 23 , nedsættelse af hjernecelledød efter slagtilfælde 24 , neurogenese efter traumatisk hjerneskade 25 og enzymaktivitet under anfald 26 er nogle af de undersøgelser, der har anvendt neonatale grise. Denne betydelige og voksende litteraturmodel giver styrke til egnetheden og bæredygtigheden af den klinisk relevante og stærkt reproducerbare pigletmodel til undersøgelse af anæstetSia-induceret neurotoksicitet.
Protocol
Friske, indenlandske grise ( Sus Scrofa) fås fra en gård, der er godkendt af The Ohio State University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Alle dyreforsøg udføres i overensstemmelse med IACUC-politikken i Ohio State University, efter godkendelse fra protokollen.
1. Dyr og dyrehåndtering
- Brug mandlige smågrise i dette forsøg for at eliminere de potentielle forstyrrende virkninger af sex. BEMÆRK: Hvis eksperimentelle mål omfatter evaluering af forsøgsforsøg med dyr i løbet af den maksimale hjernevækst, må du ikke anvende smågrise, der er ældre end 14 dage.
- Planlæg smågrisene for at ankomme i vivarium mindst 24 timer før eksperimenter for at tillade akklimation til miljøet.
BEMÆRK: Uddannede veterinærteknikere, der overvåges af autoriserede dyrlæger, sørger for rutinemæssig dyrepleje.- Opbevar grisene i individuelle temperaturstyrede bur og giv en næringNally komplet, kommerciel piglet mælk erstatning ad libitum. Lever dyrene med et tæppe og et legetøj. Kontinuerlig overvågning af temperaturen i dyrehusene.
- Til denne foreløbige gennemførlighedsundersøgelse anvendte 18 grise til isofluranarm og 22 grise til kontrolarmen. Udfør prøvestørrelsesberegninger baseret på studiedesign, når det er muligt. Randomize de tilgængelige grise til enten kontrol- eller eksponeringsgruppen for den passende længde af eksponeringen. Fra erfaring, selv med flere efterforskere, forventer at kunne udføre ikke mere end 2 forsøg pr. Dag (2 dyr i alt).
2. Kontroller dyr
- Udfør ikke forsøgsintervention på kontroldyr.
- Inducer dyb generel anæstesi via ansigtskegle maske til perfusion og vævsopsamlingsproceduren. Efter 24-timers akklimationsperioden bedøves pigerne med 5% isofluran eller 8% sevofluran i 100% oxygen <Em> via ansigtskegle maske. Brug ikke desfluran til induktion.
BEMÆRK: Tiden mellem induktion af anæstesi og institution med kold PBS-perfusion bør være så kort som muligt. Erfarne teknikere kan gennemføre denne proces på under 5 min.- Bekræft tilstrækkelig bedøvelsesdybde ved mangel på dewclaw-nippelrefleks ved hjælp af en kirurgisk klemme.
- For at undgå hypoxiske / iskemiske fornærmelser i hjernen skal du overvåge piglet ved hjælp af et pulsoximeter for at sikre vedligeholdelse af tilstrækkelig iltning, ventilation og hjerteudgang, indtil perfusion af kold fosfatbuffet saltvand (PBS) begynder.
BEMÆRK: For at give yderligere beskyttelse mod vævsskade, pakk dyret (herunder hovedet) i is efter induktion af anæstesi.
- Udfør en transkardisk perfusion.
BEMÆRK: Fordi paraformaldehyd anvendes, skal perfusionsproceduren udføres under en dampplade eller på en downdraft-bord.- Lav en craniocaudal jegNcision langs længden af brystbenet ved hjælp af en skalpel. Dybden af snittet skal være tilstrækkeligt til at eksponere brystbenet.
- Udfør forsigtigt en midterstrengsternotomi med et par skarpe tunge sakse, så du undgår skader på hjertet, lungerne eller membranen. Hvis det er nødvendigt, placere en finger placeret mellem bageste side af brystbenet og det intratorakse indhold for at undgå skader. Manøvre en finger ind i mediastinumet ved at lave et lille (finger-størrelse) snit i membranen.
- Efter at have kommet ind i thoracic hulrum, skal du holde ribbeholderen åben ved hjælp af en selvbærende retractor.
- Indse perikardiet ved hjælp af pincet og et par saks, der udsætter det slagende hjerte. Vær forsigtig med ikke at skade hjertet.
- Identificer venstre ventrikel og læg forsigtigt en kanyle (som et 14 G angiokateter) gennem ventrikelens apex. Fjern nålen, og lad kateteret være på plads.
BEMÆRK: Pas på, at du ikke punkterer den bageste væg på ventriklen.Pulsatilt blodretur fra kateteret indikerer, at det er korrekt placeret. Blod kan let prøves fra dyret på dette tidspunkt. - Efter at have identificeret det højre atrium, udfør en atriotomi ved at lave et stort snit i atriumet med en saks for at tillade ekssanguination og perfusatets flugt.
BEMÆRK: Isofluran via inhalation bør fortsættes, indtil hjertedød er bekræftet. Hjertedød bekræftes ved direkte observeret mangel på hjerteudgang.
- Perfuse grisen med en perfusat bestående af koldt (4 ° C) phosphatpufret saltvand (PBS) indeholdende heparin i en koncentration på 5 enheder pr. Ml. Perfuse ved 300 ml pr. Min i 5 minutter eller indtil opløsningen løber tør.
- Pas på, at perfusionskanylen ikke bliver løsrevet under perfusion. Brug en kommercielt tilgængelig peristaltisk pumpe til dette og alle andre perfusioner.
- Udfør en hemicranektomi til reFlyt en halvkugle i hjernen til frisk vævsanalyse.
BEMÆRK: Denne protokol tillader hentning af en halvkugle af frisk hjernevæv. Den anden halvkugle er fast. Hvis der ikke kræves frisk frisk væv, skal du gå videre til trin 2.6.- I løbet af denne procedure fortsæt cirkulationen af iskold PBS med en hastighed på 50 ml pr. Time for at sikre, at hjernen forbliver kold.
- Lav et langsgående snit i hovedbunden langs længden af sagittal suturen, indtil foramen magnum bruger en skalpellet. Under processen skal du bruge et stabilt tryk for at skabe en score i kraniet. Reflektere hovedbunden for at afsløre hele kranen.
- Brug rongeurs og begynder ved foramen magnum, fjern kraniet på den ene side ved at indsætte rongeursne mellem kraniet og dura materen med forsigtighed om ikke at skade det underliggende hjernevæv. Fjern knogler i stykker, ved hjælp af rongeurs at pry det væk fra hjernen parenchyma.
- Når kraniet er blevet fjernet, incise og fjerne duRa mater med tang og saks, igen med forsigtighed for ikke at skade det underliggende hjernevæv.
- Placer en skalpellblad mellem de to halvkugler for nøje at dividere corpus callosum.
- Ved hjælp af et fladt værktøj som den brede håndtag ende af pincet, trække forsigtigt den forreste lobe, gradvist adskille kraniale nerver, arbejder anterior til posterior. På det bageste aspekt af halvkuglen, brug en skalpel til at skære rygmarven. Fjern halvkuglen en blok.
BEMÆRK: Ufikseret hjernevæv er skrøbeligt. Vær forsigtig, når du fjerner halvkuglen for at forhindre forstyrrelse af den resterende halvkugle blodforsyning. - Sektion den fjernede halvkugle. Hvis det er angivet, blinkes straks i 2-methylbutan nedkølet til -160 ° C i et flydende nitrogenbad for at undgå nedbrydning af væv og opbevares straks ved -80 ° C til senere analyse.
BEMÆRK: Vi anbefaler at snitte hjernen koronalt i 2 mm trin ved hjælp af en matrix, men specifik detaiAfsnitssektion vil afhænge af specifikke eksperimentelle mål.
- Skift perfusatet til 4% paraformaldehyd (PFA). Fortsæt PFA-perfusionen ved 300 ml pr. Minut i mindst 5 minutter.
ADVARSEL! PFA er toksisk, undgå kontakt med hud, øjne eller slimhinder. Undgå at indånde PFA-dampe. - Forvent piglets krop at stivne på grund af dannelsen af aldehyd tværbindinger, der skabes i muskler. Efter perfusion af PFA er fuldstændig, fjern den resterende halvkugle på samme måde som den, der er beskrevet i trin 2.5.5.
BEMÆRK: Korrekt perfunderet hjerne vil være bleg og fuldstændig ekssanguineret.- Anbring den resterende halvkugle i en lille beholder med frisk 4% PFA ved 4 ° C. Hold halvkuglen i PFA i 24-48 timer for at fuldføre fixeringsprocessen.
- Efter 24-48 timer skal du flytte den faste hjerne til en opløsning af PBS indeholdende 0,1% natriumazid, da det er vigtigt at forhindre overfiksering. Over-fixering kan resultere i masKonge af epitopen eller stærk ikke-specifik baggrundsfarvning. Tilsætningen af natriumazid forhindrer bakteriel vækst.
BEMÆRK: Vævet kan opbevares i op til en måned ved 4 ° C.
3. Isofluran (eksperimentelle) dyr
BEMÆRK: Eventuelt anæstesi eller indgreb kan anvendes, men vi anbefaler ikke desfluran til indånding.
- Induktion og vedligeholdelse af anæstesi:
- Udfør anæstesi ved hjælp af en klinisk anæstesi arbejdsstation udstyret med en pædiatrisk ventilator og overvågningsudstyr.
- Efter 24 h akklimatiseringsperioden bedøves griserne med 8% sevofluran i 100% O 2 via ansigtsmaske.
- Kontinuerligt overvåg pulsokximetri, ikke-invasivt blodtryk, elektrokardiografi og temperatur i induktionsperioden og til enhver tid under undersøgelsesproceduren.
- Efter induktion titreres sevofluran eller isofluRane til en koncentration, der muliggør tilstrækkelig dybdebedøvelse, samtidig med at der sikres vedvarende spontan respiration (typisk i en koncentration på 3-4%).
- Anbring et 24 G perifert intravenøst kateter i den marginale øreven ( Figur 1 ).
- Placer piglet i den dorsale liggende position for tracheal intubation ( Figur 2 , panel A). Brug en Miller # 1 eller # 1.5 blade til at lette instrumentation af hypofarynx og intubation af luftrøret. BEMÆRK: En erfaren operatør og assistent er nødvendige under laryngoskopi.
- Har en assistent fortrænger dyrets tunge ved hjælp af et tørt gasbind for at lette eksponeringen af strubehovedet og visualisering af vokalbåndene ( figur 2 B ).
BEMÆRK: Grislet epiglottis er morfologisk ligner den hos mennesker ( Figur 2 C ). Den piglet vokale corDs kan være svært at visualisere, da de er flere millimeter dybt inden i laryngealindgangen ( figur 2 D ). - Forskyde epiglottis: Placer spidsen af laryngoskopbladet under epiglottis og løft bladet opad for at udsætte strubehovedet.
- Før rørets placering i luftrøret sprøjtes vokalbåndene med 0,5 ml 2% lidocain for at forhindre laryngospasmer under passage af endotrachealrøret, da smågrise er særligt tilbøjelige til laryngospasme.
- Har en assistent fortrænger dyrets tunge ved hjælp af et tørt gasbind for at lette eksponeringen af strubehovedet og visualisering af vokalbåndene ( figur 2 B ).
- Placer og fastgør et 3,0 mm cuffed tracheal tube.
- Sørg for bilaterale åndedrætslyd og vedvarende koldioxid i tidevandet med brug af bryst auskultation med et stetoskop og EtCO 2 overvågning.
- Opblussen piglets lunger til et kontinuerligt luftvejstryk på 20 cm H20. Derefter opblæs manchetten af endotrachealrøret til det mindste tryk, der kræves for at forhindre luftlækage ved et tryk på 20 cm H
- Normoxi og normocarbia opretholdes under anæstesi.
- Start indgivelse af 2% isofluran i 50% oxygen / 50% luft. Titrer ilt for at opretholde PaO 2 på 90-100 mmHg. Fortsæt i 3 timer (eller ønsket forsøgsvarighed).
- Påfør oftalmisk salve på øjnene for at forhindre tørhed i løbet af anæstesien.
- Begynd lårkardierkateterisering efter initiering af 2% isofluran.
- Administrer bredspektret antibiotika forudindsnit (cefazolin, 25 mg / kg) via den perifere intravenøse linje for at forhindre kirurgisk infektion.
- Steriliser begge lyskilder ved hjælp af tonet chlorhexidin for at sikre korrekt sterilt felt og anbring en passende steril drapering ( Figur 3 B ). I det mindste skal personale, der deltager i overlevelse, have en kirurgisk hætte, maske, sterile handsker og øjenbeskyttelse.
- Palpate lårpulsen ved indininal crease ved hjælp af indeks og midterfingre.
- Lav en overfladisk, 1,5 cm, craniocaudal indsnit ved hjælp af en skalpel ( figur 3 C ).
- Dissect mellem de to hoveder af gracilis muskel ved hjælp af et stumt instrument, såsom kirurgisk hæmostat eller blunt-tipped saks ( figur 3 D ).
BEMÆRK: Den femorale neurovaskulære bundt findes typisk mellem og lige dybt til disse to muskler. ( Figur 4A ). - Ved hjælp af vaskulære sløjfer eller silkebånd isoleres arterien ved den proximale og distale ende. Brug løkken til at trække arterien op til hudens niveau distalt ( Figur 4 B ).
- MensPlacere trækkraft på den proximale binde tilstrækkelig til at afbryde blodgennemstrømningen, lav en lille arteriotomi med et par tenotomy saks.
- Vær forsigtig med ikke at transponere arterien. En lille arteriotomi er tilstrækkelig. Alternativt kan du bruge en nål-og-wire tilgang til adgang til arterien ( Figur 4 C ).
- Gentag trækkraft på den proximale slips vil forhindre overdreven blodtab til enhver tid under denne del af proceduren. Hvis du bruger nåle- og wire-tilgangen, skal du føre styretråden (leveres med kittet eller fås separat) gennem nålen og ind i arterien op til 5 cm.
- Vær forsigtig med ikke at fremme tråden længere, da det kan forårsage ventrikulær ektopi. Træk tråden straks 1-2 cm, hvis dette sker.
- Fjern nålen fra beholderen, og pas på at forlade styretråden i karret. Før forsigtigt kateteret over ledningen og ind i beholderen ( figur 4
- Brug et 3-fransk, 8 centimeter kateter til femoral arterie kateterisering. Forvent mild modstand, når katetrets spids først træder ind i beholderens overfladiske væg.
- Hvis du bruger arteriotomi-tilgangen, før kateteret eller polyethylenrøret direkte ind i beholderen. Blodretur skal observeres straks.
- Vedhæft straks kateteret til en tryktransducer. Skyl kateteret med normal saltopløsning for at opretholde kateterpatensen.
- Placer suturer for at sikre kateteret på plads. Dæk snittet med sterilt gasbind for at forhindre forurening. Udnytte en perkutan tilgang til lårarterie-kateterisering.
BEMÆRK: Sørg for, at ultralydet udføres af en erfaren tekniker.
- Placer suturer for at sikre kateteret på plads. Dæk snittet med sterilt gasbind for at forhindre forurening. Udnytte en perkutan tilgang til lårarterie-kateterisering.
- Aktivvar piglet aktivt med en varmluftsapparat med tvungen luft, og monitorer kontinuerligtRektal temperatur ( figur 3 A ).
- Infusér dextroseholdige isotoniske væsker (5% dextrose i Ringers lactat eller normal saltvand) ved vedligeholdelseshastighed (4 gange piglets vægt i kg, ml / time).
- Overvåg vitale tegn på forstyrrelser (hypotension, arytmi, hypo / hypertermi, hypoxi)
BEMÆRK: Normale vitale tegnområder og tilsvarende foreslået ledelse i tilfælde af abnormiteter er opsummeret i tabel 1 . - Ved hjælp af et kommercielt tilgængeligt blodanalysesystem måles arterielle blodgasser (arteriel pH, pCO2, pO2), elektrolytter (bicarbonat, baseoverskud / underskud, natrium, kalium, ioniseret calcium), hæmoglobin og glucose mindst en gang i timen under forsøgsperioden periode. Tegn arteriel blodprøve fra lårbenet-arteriekateteret.
BEMÆRK: Normale syre- og elektrolytværdier sammen med anbefalinger til korrektion, hvis abnormiteter ses aResumeres i tabel 1 .
- Forbind forsigtigt den proximale vaskulære silke for permanent at lukke lårarterien for at forhindre blødning. Alternativt kan du bruge et vaskulært klip.
- Sørg for fuldstændig hæmostase, før du lukker snit. Vand på snittet med 10-20 ml steril saltopløsning for at forhindre infektion.
- Infiltrer såret ved anvendelse af 0,5-1 ml / kg 0,25% bupivacain med 1: 200.000 epinephrin til smertekontrol. Belæg indsnittet med et sterilt, kirurgisk hudklæbemiddel.
BEMÆRK: Ingen dressing er påkrævet.
- Aktivt opvarm privatboligen med et opvarmningslys.
- Overvåg dyret nøje efter anæstesi af uddannet dyrlæge eller forskerpersonale. Giv piglet mælk erstatter.
- Injicer smågrise med buprenorphin subkutant i en passende dosis hver tredje time efter behov for at sikre smertestyring efter dyreplejepersonales skøn, der har erfaring med at kontrollere post-kirurgisk ubehag hos dyr.
- Overvåg grisene hver time i de første 6 timer efter operationen og hver 4. time derefter. Udfør dyreofre og vævsopkøb på identisk måde for at kontrollere dyr, som beskrevet ovenfor.
Representative Results
Fyrre smågrise blev undersøgt (18 isofluran, 22 kontrol). Studieprocedurer blev tolereret godt af alle dyr. Alle undersøgte grise var mænd. Der var ingen signifikant forskel mellem grupperne med hensyn til alder eller vægt ( tabel 2, figur 5 ). Gennemsnitlige laboratorieværdier under forsøg i isoflurangruppen er angivet i tabel 3 . Disse værdier viser, at den eksperimentelle protokol har intern konsistens og reproducerbarhed, da vi havde flere teknikere, der udførte operationen i løbet af to år. Ubesvaret af disse tal er de mange justeringer og korrektioner, vi måtte udføre under operationerne for at opretholde fysiologisk hæmostase. CO 2 retention, lav kerne kropstemperatur og hypoglykæmi er nogle af de mange confounders, som vi afviste gennem omfattende overvågning og justering efter behov.
T "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
Figur 1:. Placering af den perifere intravenøse linje. Et 24 G intravenøst kateter placeres i den marginale øreven. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Sequence of Events i Piglet Intubation. ( A ) Piglets anbringes i lateral liggende stilling for intubation. Standard skærme er placeret. ( B ) En assistent fordrev tungen fra mundhulen, mens laryngoskopi udfører laryngoskopi. ( C ) Epiglottis er morfologisk ligner den for et menneske. I denne grafik er tipet af thE-bladet er i valleculaen. ( D ) Laryngealanatomi hos svin er tydeligt anderledes end hos mennesker; Vokalbåndene er adskillige millimeter dybt til laryngealindgangen. I denne grafik har spidsen af bladet forskydet epiglottis, der udstråler strubehovedet. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Femoral Artery Approach. ( A ) Dyretemperaturen opretholdes under anvendelse af en opvarmningsanordning til tvungen luft. Overvågning anvendes i hele proceduren. Et bredt sterilt felt fremstilles med tonet chlorhexidin, og dyret er dækket med en fenestreret steril drapering. ( B ) Palpation ved den injektive krølling afslører lårpuls. ( C ) En crAniocaudal hudindsnit, der er omtrent vinkelret på den injektive krølling og ca. 1,5 cm lang, udføres overliggende lårpulsen. ( D ) En stump dissektion opnås for at udsætte det femorale neurovaskulære bundt. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Femoral arterikannulation. ( A ) Fra den laterale til mediale indeholder det neurovaskulære bundt lårbenet, arterien og venen. ( B ) Lårbenarterien isoleres ved hjælp af karrusløjfer og / eller sutur. Vedvarende spænding på proksimal slips forhindrer overdreven blodtab, mens arterien er punkteret (se hvidtning af fartøjet). ( C ) En nål bruges til at punktere lårbenet aRtery, undgå perforering af den bageste væg af arterien. Når blod vender tilbage, føres en guidewire ind i arterien gennem nålen. ( D ) Nålen fjernes, og kateteret føres over ledningstråden ind i Femoral arterie. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Sammenligning af gennemsnitsvægt og alder af kontrol- og isofluranbehandlede smågrise. Fejlstængerne repræsenterer +/- 1 standardafvigelse, med standardafvigelsesværdien noteret over hver fejllinje.
Tabel 1: Sammendrag af normale grise-vitale tegn, ArteriAl blodgas og serumelektrolytværdier med foreslåede korrektionsmetoder. Klik her for at se en større version af denne tabel.
Tabel 2: Sammenfatning af gennemsnitsvægt og alder af kontrol mod isofluranbehandlede smågrise. En uparget to-tailed T-test blev udført, hvilket ikke viste nogen signifikant forskel mellem de to grupper. Klik her for at se en større version af denne tabel.
Tabel 3: Gennemsnitlige vitale tegn og laboratorieværdier af isofluranbehandlede dyr. I løbet af thE-operationer, afvigelser af vitale tegn og laboratorieværdier fra de normale områder korrigeres straks. Klik her for at se en større version af denne tabel.
Discussion
Kritiske protokolstrin / fejlfinding
Når forsøget begynder, bør overvågning af ikke-invasive vitale tegn begynde med induktion. Blodtryk, puls, iltmætning og rektal temperatur kan let opnås og overvåges. Grisen skal være under en opvarmningsanordning for at opretholde tilstrækkelig kernekropstemperatur, da disse dyr hurtigt kan blive hypoterme under generel anæstesi. Hurtig placering af et perifert intravenøst kateter muliggør behandling af nødsituationer, hvis de opstår under induktion. Det er vigtigt at monitorere piglet kontinuerligt, ikke-invasivt eller invasivt, gennem både isofluranproceduren og offerproceduren. Grisen kan opleve arteriel oxygen-desaturering meget hurtigt under flere trin i hele protokollen, især under luftvejsstyring og intubation. Vi bruger 8% sevofluran til at fremkalde anæstesi for at replikere menneskelig pædiatrisk praksis og at taleD induktion. Imidlertid er 5% isofluran blevet anvendt med succes og er passende. I betragtning af forskellene i anatomi og en disponering for laryngospasme, kan piglet være vanskeligt at intubere. Hvis grisen begynder at desaturere under induktion og / eller luftvejsstyring, skal 100% ilt og sevofluran øjeblikkeligt indgives via ansigtskegle for at genoprette et sikkert iltmætningsniveau og en tilstrækkelig bedøvelsesdybde. Husk på, at mens anæstesiets plan skal være dybt nok til at tillade intubation, kan overdreven anæstesi føre til apnø. Kontinuerlig årvågenhed med hensyn til dyrets ventilation og iltning er påkrævet, med titrering af inhaleret bedøvelsesmiddel tilsvarende. Intubation kan derefter genoptages, når iltning er genoprettet, og tilstrækkelig bedøvelse er blevet opnået. Positiv trykventilation via ansigtskeglen kan forsøges, men er normalt mislykket. Hvis laryngospasme opstår, påføres lidokainopløsning direkte på voksenAl-ledninger er angivet for at tillade tracheal intubation.
Nødmedicin bør altid være tilgængelig og skal indgives efter behov under de kritiske dele af protokollen for at korrigere fysiologiske forstyrrelser. Mens en grundig diskussion af anæstetiske og akutte stofbrug i grise ligger uden for dette manuskript, er Swindles "Svine i laboratoriet: Kirurgi, bedøvelse, billeddannelse og eksperimentelle teknikker" en fremragende ressource. 27
På samme måde kan piglet begynde at desaturere hurtigt under ofringen, efter at brystkaviteten er åbnet under midterstrengsternotomi. Operatøren skal arbejde hurtigt men sikkert for at udsætte hjertet og indsætte angiokateteren for at starte kold PBS. En grundig kold PBS-perfusion (og hurtig fixering med PFA, hvis angivet) er nødvendig for at forhindre iskæmisk skade på hjernen.
Når grisen er blevet intuberet, respiRatory rate og end-tidal carbon dioxide tracking begynder ( tabel 1 ). Stabilisere piglets endetids oxygenering og ventilation ved at titrere ventilatorunderstøtningen, samtidig med at der opretholdes en tilstrækkelig bedøvelse. Vi bruger mekanisk ventilation for at efterligne det, der anvendes til mennesker så tæt som muligt. Hyperoxi bør undgås for at minimere risikoen for oxidativ stress.
Isofluran-grisene gennemgår en femoral arteriekanylering af 2 grunde: kontinuerligt at overvåge arterielt blodtryk; Og at prøve arteriel blod til vurdering af syre-base status, blodgasser og elektrolytter gennem hele proceduren. Kannulering af lårarterien kan være udfordrende. Se venligst videoen for detaljer. For overlevelsesforsøg skal denne procedure udføres i et sterilt driftsmiljø under sterile forhold. Efter kanylering af lårarterien begynder timeløbsovervågning af arteriel blodgas og serumelektrolytter, korrigering efter behov for atOpretholde homeostase ( tabel 1 ). Grisen skal modtage kontinuerlig dextroseholdig isotonisk væske for at opretholde tilstrækkelig blodglukose. Gennem eksperimentet skal dyret overvåges kontinuerligt for normotermi, og der bør tilvejebringes tvungen luftopvarmning efter behov. Det er lige så vigtigt at undgå hypotermi og hypertermi.
Mens denne protokol tilvejebringer en halvkugle af "frisk" hjerne og en halvkugle af fast neuralt væv, kan dette let tilpasses til at rumme alternative undersøgelsesdesign. Yderligere prøver kan indsamles fra grisen også. CSF kan opnås efter bedøvelse af grisen med eller uden fluoroscopy vejledning. Blod kan også indsamles fra grisen ved forskellige stadier af protokollen, inklusiv fra lårarteriekateteret såvel som direkte fra venstre ventrikel via angiokateteret umiddelbart før perfusion. Konvalescensperioden kan også forlænges eller sh Ortened, til undersøgelse af henholdsvis kronisk eller akut respons.
Begrænsninger af teknikken
Denne protokol og model er teknisk udfordrende. Der kræves en dygtig efterforsker og en fuldt udført driftssæde, især til overlevelsesforsøg. Undersøgeren (og assistenten for visse dele af protokollen) skal være fortrolig med både de kirurgiske og anæstetiske komponenter i denne protokol, hvilket kan kræve uddannelse og erfaring til at mestre. Andre begrænsninger indbefatter piglets udgift i forhold til gnavermodeller, selvom pigletmodellen er langt mindre omkostnings-prohibitive end ikke-humane primater. Mens prisen på smågrise varierer afhængigt af regionen og gården, hvorfra dyr opnås, kan man forvente, at dyrenes kostpris er mindre end $ 500, mens ikke-menneskelige primater kan være tusindvis af dollars pr. Dyr. I vores erfaring er den gennemsnitlige pris pr. Dyr typisk omkring 200 dollars.
Jove_content "> Endelig, som det er formålet med pigletmodellen at efterligne den udviklende menneskelige hjerne, bør kun neonatale smågrise anvendes. Centrale nervesystem er mest sårbare i perioden med hurtig vækst, og hos smågrise strækker denne periode sig fra Seks uger før fødslen til fem uger efter fødslen 8. Anvendelse af ældre smågrise, der ligger længere væk fra deres farvningsdato, medfører en risiko for svækkelse af pigmentmodelens kliniske relevans. Selvom der er stor kontrovers med hensyn til "ækvivalensen" af pigmenthjerneudvikling til Den af en menneskelig nyfødt, er der slående ligheder, når tidlig efternatal hjerneudvikling mellem mennesker og svin sammenlignes. Ved fødslen er henholdsvis hjernen hos mennesker og svin henholdsvis 27% og 25% af den voksne vægt. 14 Baseret på Johnson's arbejde Og kolleger, kan vi konkludere, at en piglet uge svarer til en menneskelig måned. 9 Disse resultater, baseret på wh Ole-hjerne volumen data, er blevet valideret af arbejdet i Workman og kolleger. 28 Vi valgte 7-14 dage gamle smågrise for at tilnærme et menneske med en alder på 1-2 måneder. Det kan dog være forsigtigt at bruge yngre dyr (1-5 dage gamle), hvis det eksperimentelle mål er at efterligne zenitten af piglets hjernevækstspurt. Dette er muligt, da smågrise kan fravænnes ved fødslen. Vores brug af pigletmodellen vil tilpasse, da nye data bliver tilgængelige med hensyn til parallellerne mellem udvikling af human og svin efter fødslen.Betydningen af teknikken med respekt for alternative / eksisterende metoder
Grisen har slående ligheder med menneskelige nyfødte, herunder kritiske paralleller i hjerneudvikling og patofysiologiske reaktioner. Det er derfor en klinisk relevant pattedyrsmodel, og proof-of-concept-studiet indikerer, at grisen er en egnet model til undersøgelse af anæstetisk neurotoksicitetRef "> 29 , 30. Det kan også let tilpasses andre former for udviklings neurovidenskabsforskning. Modellen er designet til at undersøge, med omfanget og mekanismen af AIDN med videnskabelig autoritet, at der er problemer med at konfrontere, såsom hypoxi eller hypercarbia, er Forårsager neurologiske skader, der kan fejlfortolkes som anæstesi-induceret. For at opnå dette behandles grisen med de samme perioperative kirurgiske og anæstetiske tilstande og overvågning oplevet af pædiatriske patienter.
Fremtidige anvisninger og applikationer efter mastering af teknikken
Fremadrettet er smågrise også meget modtagelige for neurokognitiv testning 17 . Denne egenskab vil muliggøre kompleks, omfattende evaluering af neurokognitiv udfald efter anæstetisk eksponering i fremtidige eksperimenter. Det skal også understreges, at børn i de kliniske rammer oftest gennemgår anæstesi forRa fysiologisk stressende procedure (kirurgi). Interaktionerne mellem anæstesi og postkirurgisk inflammation samt den resulterende neuronale skade og / eller toksicitet (som set hos gnavere og primater) fortjener yderligere udforskning og væsentlig overvejelse. Neonatale grise giver en unik, klinisk relevant grundlinjemodel for virkningerne af anæstetika på den udviklende hjerne uden den kirurgiske påvirkning af indgreb (efterligning af almindelige kliniske scenarier hos børn). Virkningen af forskellige typer operationer eller andre forstyrrelser (iskæmi, hjerneskade, genetisk prædisponering osv. ) Kan nu testes pålideligt ved hjælp af denne model.
I laboratoriet planlægger vi at anvende flere elektrofysiologiske og elektrokemiske metoder til yderligere at undersøge mekanismer for anæstesi og AIDN i intakte neurale kredsløb. Disse teknikker indbefatter in vivo måling af neurotransmitteraktivitet, helcelle patch-clamp-optagelser, neuroimaging ogNeurofysiologiske undersøgelser i hjerneskiver. Med hensyn til neurovidenskab i den umodne hjerne er smågrise mere relevante for mennesker end murine modeller med meget få af de ulemper, der er til stede med ikke-menneskelige primater. Med videreudvikling kan smågrise være den ideelle model til human udviklingsmæssig neurovidenskabsforskning.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende interesser.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne anerkende bidrag fra Ohio State University Laboratory Animal Resource Center (ULAR).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liqui-Wean | Milk Specialities | 454836 | |
| Piglet Anesthesia Face-Cone Mask | VetEquip | 921428 | |
| Masterflex L/S Peristaltic Pump | Cole-Parmer | EW-77916-20 | Alternative peristaltic pumps can be used, as long as a constant and sufficient perfusion rate can be achieved |
| Masterflex L/S Pump Tubing, 25 ft | Cole-Parmer | EW-96410-24 | |
| 14 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381164 | |
| 10x PBS | Thermo-Fisher Scientific | ||
| Paraformaldehyde powder | Sigma-Aldrich | P6148-5KG | Our lab makes this reagent from the powder as it is much more cost-effective. Prepared paraformaldehyde can also be purchased. |
| 2-methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631-4L | |
| Needle holder | Teleflex | 152720 | |
| Right angle clamp | Teleflex | 496217 | |
| Rongeurs | Teleflex | 028120 | |
| Tenotomy scissors | Teleflex | 423480 | |
| Stitch scissors | Teleflex | 423440 | |
| McPherson Tying Forceps | Teleflex | 425200 | |
| Adson Tissue Forceps | Teleflex | 181223 | |
| 3-0 nylon suture | Medline | ETH627H | |
| Integra SL Anesthesia Workstation | DRE Veterinary | 2350 | This anesthesia workstation is chosen to best mimic the clinical monitoring experienced by pediatric patients in the operating room. Any anesthesia machine can be used as long as it allows for sufficient physiologic monitoring and intervention. |
| Laryngoscope handle | Teleflex | 8710000 | |
| Miller 1 Laryngoscope blade | Teleflex | 2216100 | |
| Bair Hugger | 3M | 750 | |
| Bair Hugger Torso Blanket | 3M | 540 | |
| iStat Handheld | Abbott Point of Care | 300 | Alternative point of care arterial blood gas analysis devices may be used |
| iStat Cartridges | Abbott Point of Care | CG8+ | |
| Dermabond Advanced Topic Skin Adhesive | Ethicon | DNX6 | |
| LMA Laryngotracheal Atomization Device | Teleflex | MAD720 | A cotton-tipped applicator soaked in local anesthetic can also be used |
| Sheridan CF 3.0 Cuffed Endotracheal Tube | Teleflex | 5-10106 | This model ETT was selected because it has a Murphy's eye, which is important to prevent ETT occlusion during the experiment |
| Pediatric Intubation Stylet | Smiths Medical | 100/120/100 | |
| 24 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381112 | |
| #10 Disposable Scalpel | Ted Pella, Inc | 549-9-10 | |
| Arterial Pressure Monitoring Kit (3 French, 8 cm catheter) |
Cook Medical | C-PMSY-300-FA | Simple polyethylene tubing with a luer-lock adapter can also be used |
| Intramedic PE90 Polyethylene tubing | Fisher Scientific | 14-170-12D | |
| Monoject Blunt Cannula | VWR International | 15141-144 |
References
- Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
- Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
- Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
- Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
- Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
- Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
- Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
- Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
- Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
- Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75 (2010).
- Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
- van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
- Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
- Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
- Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
- Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
- Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
- Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
- Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
- Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
- Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
- Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
- Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
- Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
- Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
- Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
- Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
- Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
- Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).
