Summary
Anestesi-indusert utviklingsneurotoksisitet (AIDN) -forskning har fokusert på gnagere, som ikke er bredt gjeldende for mennesker. Ikke-menneskelige primatmodeller er mer relevante, men er kostnadseffektive og vanskelige å bruke til eksperimentering. Grisetten er derimot en klinisk relevant, praktisk dyremodell som er ideell for studiet av anestetisk nevrotoksisitet.
Abstract
Anestesi kan ikke unngås i mange tilfeller når kirurgi er nødvendig, særlig hos barn. Nylige undersøkelser hos dyr har oppstått bekymringer for at anestesieksponering kan føre til nevronal apoptose, kjent som anestesi-indusert utviklingsnervenotoksisitet (AIDN). Videre har enkelte kliniske studier hos barn antydet at eksponering for anestesi kan føre til nevrodevelopmental underskudd senere i livet. Ikke desto mindre har en ideell dyremodell for preklinisk studie ennå ikke blitt utviklet. Den neonatale grisen representerer en verdifull modell for preklinisk studie, da de deler et slående antall utviklingsmessige likheter med mennesker.
Anatomien og fysiologien til grisene tillater implementering av strenge menneskelige perioperative tilstander i både overlevelse og ikke-overlevelsesprosedyrer. Femoral arteriekateterisering muliggjør nøye overvåkning, og muliggjør hurtig korrigering av eventuelle avvik fra piglets vitale tegn og kjemikalier. JegN tillegg er det flere utviklingsmessige likheter mellom smågris og menneskelige nyfødte. Teknikkene som kreves for å bruke grisene til eksperimentering, krever erfaring for å mestre. En pediatrisk anestesiolog er et kritisk medlem av undersøkelsesgruppen. Vi beskriver i generell forstand riktig bruk av en pigletmodell for nevrodevelopmental studie.
Introduction
Hvert år får millioner av barn i USA generell anestesi, mange av dem under 4 år 1 . Anestetisk-indusert utviklingsnervenotoksisitet (AIDN) er blitt et fokus for pediatrisk anestesiforskning, ettersom det har blitt viktig å få en forståelse for effekten av anestesi på umodne hjerner. Tidligere forskning har vist at vanlige anestetika, som isofluran, kan forårsake økt nevronal apoptose i hjernen hos unge dyr. Studier hos barn har gitt ujevnlige resultater 2 . Å forstå patogenesen av AIDN, identifisere potensielle terapeutiske mål for forebygging eller forbedring, og beskrive de sikreste anestesimodusene som er tilgjengelige, har blitt akutte mål for det pediatriske anestesimiljøet. Hovedformålet med denne studien var å utvikle en optimal dyremodell og metode for å kvantifisere effekten av anestetika på den utviklende hjernen, og å stimulere nøyeDesignet undersøkelse av sikkerheten til dagens brukte anestetika.
I en nylig systematisk gjennomgang av dagens prekliniske litteratur om AIDN, oppdaget forfatterne signifikant metodologisk heterogenitet i over 900 studier 3 . Mange anså dette for å være et kall for en klinisk relevant, godt designet preklinisk modell, som ennå ikke eksisterer til tross for flere års forskning om dette emnet. De fleste gnagermodeller, ut av nødvendighet, bruker en tilnærming som ikke tillater streng fysiologisk overvåkning, blodprøvetaking eller mekanisk ventilasjon. Siden hjernen er utsøkt følsom for fysiologiske forstyrrelser, er det vanskelig å stole på resultatene fra slike modeller. Et primært mål for utviklingen av denne modellen var å designe det på en slik måte at alle fysiologiske variabler som blodgassparametere, kroppstemperatur, respiratoriske parametere etc. overvåkes og korrigeres når det er nødvendig.
4 . Den translasjonelle pigletmodellen gir nivået av klinisk relevans etterspurt i disse vurderinger og redaktører, da den er utformet for å møte dette behovet for relevante prekliniske data som kan informere fremtidige kliniske studier.
Isofluran, en GABA type A (GABA A ) reseptoragonist og svak NMDA-reseptorantagonist, er den vanligste inhalerte anestesien i klinisk praksis over hele verden. Bedøvelse som isofluran har vært ansett trygt så lenge de ikke induserer hypotensjon eller hypoksi. Likevel kan mer subtile effekter oppstå. Når hjernen er utsatt for generell anestesi, er balansen av GABA aGonisme og NMDA antagonisme er forstyrret, noe som resulterer i endringer i mobil arkitektur, tilkobling og funksjon. I tillegg, mens GABA generelt er en inhibitorisk nevrotransmitter, er det kjent å være excitatorisk i umodne hjerner 5 . Nøyaktig når GABAs overgang fra eksitatorisk til hemmende forekommer, er det ikke godt forstått, og er sannsynligvis arteravhengig.
Når en ubalanse mellom excitatorisk og hemmende inngang i hjernen oppstår under den såkalte "hjernevækstspurt", kan den resulterende excitotoxiske dysreguleringen av kritiske molekylveier føre til unormal nevrodevelopment, som for eksempel apoptotisk neurodegenerasjon. I tillegg til økt apoptose kan oksidativt stress og betennelse også induseres, mens nevrologisk celleproliferasjon, neuronal migrasjon og aksonal arborisering blir undertrykt eller dysregulert 6 . Nettoresultatet er nevrokognitive forstyrrelser som kan fortsette i adulDød 2 .
For å direkte måle de nevrotoksiske effektene av isofluran på unge pattedyr, brukes neonatale smågriser. Småbarn deler flere CNS likheter med mennesker enn noe annet pattedyr, og som sådan gjør deres nevrodevelopmental og neuroanatomiske likheter dem til et ideelt dyr for en klinisk relevant pattedyrsmodell av AIDN. Både mennesker og smågriser har gyrencephalic hjerner, som deler likheter i karakteren og fordeling av hjerne gyri, grå materie og hvitt materiale. Hippocampusgrisen, basalganglia og hjernestammen er også topografisk lik den hos mennesker 7 . Utviklingsmessig er smågrisene et av de få ikke-menneskelige pattedyr som gjennomgår perinatal hjernevekst og myelinering 8 . I utero, både human og piglet hjerner gjennomgår betydelig vekst i løpet av sen trimester gestasjon. I korrelasjon, ved fødselen, er henholdsvis menneske og grishjerner 27% og 25% av voksne hjerner. Magnetic resonance imaging har vist at en en uke gammel piglet hjerne er omtrentlig lik en en måned gammel menneskelig hjerne når det gjelder nevronmognad og dendritisk arborisering 9 . I tillegg deler piglet og menneskets hjerne mange likheter med hensyn til mønstre av nevroutvikling. Eksempelvis er uttrykks- og mRNA-sekvensen for reelin 10 , den topografiske fordeling av 5-HT-neuroner 11 og nevralrørtilslutning 12 alle parallelle med det som er sett hos mennesker. Videre er det omfattende homologi mellom genomene av gris og mennesker 13 .
Relevansen av en dyremodell må forstås i sammenheng med menneskelig patologi, særlig i forhold til hjernens modenhet og patobiologi hos det menneskelige spedbarn. De fleste av de eksisterende anestesietoksisitetsstudiene bruker en gnagermodell, med noen få bruk av ikke-menneskeligePrimatmodeller. Gnagere og primater kan imidlertid ikke være ideelle dyr for å undersøke AIDN.
Selv om det er mye brukt, er gnavehjerner svært forskjellige fra mennesker i hele utviklingen. Mest spesielt har gnagere lissencephalic (eller jevne) hjerner. Gnagerehjernen mangler gyri og sulci som er karakteristiske for flere neurologisk komplekse organismer. Gnavehjernen gjennomgår også en postnatal hjernevekstspurt 14 , ulik for mennesker og smågris. Det har blitt observert at det er variasjoner i sårbarheten til ulike hjerneområder for innåndet bedøvelse 15 . Derfor bør det være viktig at dyremodellen for å studere AIDN har en hjerne som er nevrodevelopmentally og neuroanatomically lik den for et menneske, for best å modellere de anestesi-induserte hjerneendringer som sannsynligvis vil bli sett hos barn. Som tidligere beskrevet, har grisene en hjerne som jegS mye bedre egnet for denne rollen. Videre er de vanlige skjemaene for nekokognitiv testing av gnagere, som romlig læring og minne evaluert i Morris-vannlabben, ikke direkte relevante eller sammenlignbare med de nevokognitive vurderingene hos små barn 16 . En av fordelene ved å bruke smågris for utviklingsnerveservicen er at de er ekstremt mottagelige for nevokognitiv testing, selv i en tidlig alder. Tallrike nevokognitive tester som anses som nyttige for andre pattedyrarter, har blitt brukt og validert vellykket hos griser. Mens det fortsatt er et utviklingsfelt, omfatter nevokognitiv vurdering i grisene mer komplekse tester som bedre etterligner menneskelige underskudd, som for eksempel en skråstrålemotortest 17 , 18 og spatial bevissthetstest 19 . Motortesting med den skrånende strålen, som en del av traumatisk hjerneskadeundersøkelse hos grisene, viser høy pålitelighet i vurderingenAv motorfunksjonen. Speiletesten demonstrerer minne om det omgivende miljøet pluss gjenkjenning og bruk av et reflektert bilde for å oppdage matbelønning.
På den annen side kan ikke-menneskelige primater være en mer hensiktsmessig modell for pediatrisk anestesi-studier, men det er en rekke uoverensstemmende faktorer, inkludert kostnader og vanskeligheter med bruk. I tillegg er de ekstremt følsomme for tidlig oppdrettsforhold, spesielt stress og maternær separasjon 20 . Faktorer som er viktige for studiet av AIDN, slik som allosteriske modulatorer, reseptor-ligandaffiniteter, posttranslasjonelle modifikasjoner, reseptor-underenhetssammensetninger og alternative spleisvarianter, er ukjente når det gjelder primater. Dette skyldes at gener som er relevante for slike konsepter ikke er blitt klonet. Derimot har de blitt klonet i griser. Som sådan har bare begrenset arbeid blitt utført i ikke-menneskelige primater 21 , 22
Grisemodellen utnytter fordelene til gnagere og ikke-menneskelige primatmodeller: Det er kostnadseffektivt, brukervennlig i forhold til ikke-menneskelige primatstudier, og er nevroanatomisk og neurofysiologisk lik den pediatriske menneskelige hjerne. Bruken av gris i nevrovitenskapsforskningen har vokst de siste årene, inkludert en rekke studier som har undersøkt pediatriske nevrologiske tilstander. Effekter av respiratorisk virusinfeksjon på hippocampus og romlig læring 23 , redusering av hjernecelledød etter slag 24 , neurogenese etter traumatisk hjerneskade 25 og enzymaktivitet under anfall 26 er noen av studiene som har brukt neonatale gris. Denne vesentlige og voksende litteraturlitteratur gir styrke til egnetheten og bærekraften til den klinisk relevante og svært reproduserbare grislemodellen for undersøkelse av anestetSia-indusert neurotoksisitet.
Protocol
Friske, greske griser ( Sus Scrofa) er hentet fra en gård godkjent av Institutt for dyrepleie og brukskomité (IACUC). Alle dyreforsøk utføres i samsvar med The Ohio State University IACUC-politikken, etter protokoll godkjenning.
1. Dyr og dyrhåndtering
- Bruk mannlige smågriser i dette forsøket for å eliminere potensielle forstyrrende effekter av kjønn. MERK: Hvis eksperimentelle mål inkluderer evaluering av effekter av forsøket på dyr i løpet av maksimal hjernevekst, bruk ikke smågris som er eldre enn 14 dager.
- Planlegge grisene å ankomme i vivarium minst 24 timer før eksperimenter for å tillate akklimatisering til miljøet.
MERK: Trent veterinærteknikere som overvåkes av autoriserte veterinærer, sørger for rutinemessig dyrepleie.- Hold grisene i individuelle temperaturstyrte bur og gi næringNally komplett, kommersiell grisemelk erstatter ad libitum. Gi dyrene et teppe og et leketøy. Overvåk kontinuerlig temperaturen i dyrehusene.
- For denne foreløpige mulighetsstudien brukte 18 grisler for isofluranarm og 22 grisler til kontrollarmen. Utfør prøvestørrelsesberegninger basert på studieteknikk når det er mulig. Randomize de tilgjengelige grisene til enten kontroll- eller eksponeringsgruppen for riktig lengde på eksponeringen. Fra erfaring, selv med flere etterforskere, forventer å kunne utføre ikke mer enn 2 eksperimenter per dag (2 dyr totalt).
2. Kontroller dyr
- Ikke utfør eksperimentell inngrep på kontrolldyr.
- Induk dyp generell anestesi via ansiktsskjermmaske for perfusjon og vevsinnsamlingsprosedyre. Spesielt, etter 24-timers akklimasjonsperioden, bedøv pigene med 5% isofluran eller 8% sevofluran i 100% oksygen <Em> via ansiktsskjermmaske. Ikke bruk desfluran for induksjon.
MERK: Tiden mellom induksjon av anestesi og institusjon av kald PBS perfusjon bør være så kort som mulig. Erfarne teknikere kan fullføre denne prosessen på under 5 min.- Bekreft tilstrekkelig dybde av anestesi ved mangel på dewclaw-pinch reflex ved bruk av en kirurgisk klemme.
- For å unngå hypoksiske / iskemiske fornærmelser i hjernen, kontroller piggen ved hjelp av et pulsoksymeter for å sikre opprettholdelse av tilstrekkelig oksygenbehandling, ventilasjon og hjerteutgang til perfusjon av kald fosfatbuffert saltvann (PBS) begynner.
MERK: For å gi ytterligere beskyttelse mot vevskader, pakk dyret (inkludert hodet) i is etter induksjon av anestesi.
- Utfør en transkardiell perfusjon.
MERK: fordi paraformaldehyd er brukt, bør perfusjonsprosedyren utføres under en avtrekksdeksel eller på en downdraft-tabell.- Lag en craniocaudal jegNcision langs lengden av brystbenet ved hjelp av en skalpell. Dybden av snittet skal være tilstrekkelig til å eksponere brystbenet.
- Forsiktig utfør en midtlinjens sternotomi med et par skarpe tunge saks, unngå skade på hjertet, lungene eller diafragmaet. Hvis nødvendig, plasser en finger plassert mellom det bakre aspektet av brystbenet og det intratorakse innholdet for å unngå skader. Manøvrer en finger inn i mediastinumet ved å lage et lite (finger-størrelse) snitt i membranen.
- Etter å ha kommet inn i thoracic hule, hold ribbeholderen åpen ved hjelp av en selvfastholdende retractor.
- Opplev perikardiet ved hjelp av pincet og et saks, og avslør det slående hjertet. Vær forsiktig så du ikke skader hjertet.
- Identifiser venstre ventrikel og legg forsiktig en kanyle (som et 14 G angiokateter) gjennom toppunktet i ventrikkelen. Fjern nålen, og la kateteret ligge på plass.
MERK: Vær forsiktig så du ikke punkterer den bakre veggen på ventrikkelen.Pulsatilt blodretur fra kateteret indikerer at det er riktig plassert. Blod kan enkelt samles fra dyret på dette punktet. - Etter å ha identifisert det rette atriumet, utfør en atriotomi ved å lage et stort snitt i atriet med saks for å tillate exsanguination og escape av perfusat.
MERK: Isofluran via innånding skal fortsette til hjertedød er bekreftet. Hjertedød er bekreftet ved direkte observert mangel på hjerteutgang.
- Perfuse piglet ved hjelp av en perfusat bestående av kaldt (4 ° C) fosfatbuffert saltløsning (PBS) som inneholder heparin i en konsentrasjon på 5 enheter per ml. Perfuse ved 300 ml per minutt i 5 minutter eller til løsningen løper klar.
- Vær forsiktig så du ikke får perfusjonskanylen under perfusjonen. Bruk en kommersielt tilgjengelig peristaltisk pumpe for dette og alle andre perfusjoner.
- Utfør en hemicraniektomi til reFlytt en hjernehalvdel av hjernen til fersk vevsanalyse.
MERK: Denne protokollen tillater henting av en halvkule av frisk hjernevev. Den andre halvkule er fast. Hvis det ikke kreves noe nytt vev, gå til trinn 2.6.- Under denne prosedyren fortsetter sirkulasjonen av iskald PBS med en hastighet på 50 ml per time for å sikre at hjernen forblir kald.
- Gjør et langsgående snitt i hodebunnen langs lengden av sagittal sutur til foramen magnum bruker en skalpell. Under prosessen, bruk fast trykk for å skape en poengsum i skallen. Reflektere hodebunnen for å avsløre hele kraniet.
- Bruk rongeurs og begynn på foramen magnum, fjern skallen på den ene siden ved å sette inn rongeurs mellom skallen og dura materen, med forsiktighet for ikke å skade det underliggende hjernevævet. Fjern bein i stykker, ved hjelp av rongeurs å pry det bort fra hjernen parenchyma.
- Når skallen er fjernet, incise og fjerne duRa mater ved hjelp av pincet og saks, igjen med forsiktighet for ikke å skade det underliggende hjernevæv.
- Plasser et skalpellblad mellom de to halvkugler for å forsiktig splitte corpus callosum.
- Ved hjelp av et flatt verktøy, for eksempel den brede håndtaksen av tangen, trekker du forsiktig den fremre loben, og gradvis separerer kranialnervene, arbeider forfra til bakre. På det mest bakre aspektet av halvkulen, bruk en skalpell for å kutte ryggraden. Fjern halvkule en blokk.
MERK: Ufiksert hjernevev er skjøre. Vær forsiktig når du fjerner hemisfæren for å hindre forstyrrelse av gjenværende halvkule blodforsyning. - Del den fjernede halvkule. Hvis indikert, blås straks i 2-metylbutan nedkjølt til -160 ° C i et flytende nitrogenbad for å unngå vevssvikt og umiddelbart lagret ved -80 ° C til senere analyse.
MERK: Vi anbefaler korsing av hjernen koronalt i trinn på 2 mm ved hjelp av en matrise, men spesifikk detaiSeksjonering vil avhenge av spesifikke eksperimentelle mål.
- Bytt perfusat til 4% paraformaldehyd (PFA). Fortsett PFA perfusjonen ved 300 ml per minutt i minst 5 minutter.
FORSIKTIGHET! PFA er giftig, unngå kontakt med hud, øyne eller slimhinner. Ikke pust inn PFA-dampene. - Forventer at piglets kropp stivner på grunn av dannelsen av aldehyd-tverrbindinger som opprettes i muskel. Etter perfusjon av PFA er fullført, fjern resterende halvkule på samme måte som beskrevet i trinn 2.5.5.
MERK: Riktig perfusert hjerne vil bli blek og fullstendig ekssanguinert.- Plasser gjenværende halvkule i en liten beholder med frisk 4% PFA ved 4 ° C. Hold halvkulen i PFA i 24-48 timer for å fullføre fikseringsprosessen.
- Etter 24-48 timer, flytt den faste hjernen til en løsning av PBS som inneholder 0,1% natriumazid, da det er viktig å forhindre overfiksering. Over-fiksering kan resultere i masKonge av epitopen eller sterk uspesifikk bakgrunnsfarvning. Tilsetningen av natriumazid forhindrer bakteriell vekst.
MERK: Vevet kan oppbevares i opptil en måned ved 4 ° C.
3. Isofluran (eksperimentelle) dyr
MERK: Eventuelt anestesi eller intervensjon kan brukes, men vi anbefaler ikke desfluran for innånding.
- Induksjon og vedlikehold av anestesi:
- Utfør anestesi ved hjelp av en klinisk anestesi arbeidsstasjon utstyrt med en pediatrisk ventilator og overvåking enheter.
- Etter 24 h akklimatiseringsperioden bedøv pigene med 8% sevofluran i 100% O 2 via ansiktsskjermmaske.
- Kontinuerlig overvåkning av pulsoksymetri, ikke-invasivt blodtrykk, elektrokardiografi og temperatur under induksjonsperioden og til enhver tid under studieprosedyren.
- Etter induksjon, titrere sevofluran eller isofluRane til en konsentrasjon som muliggjør tilstrekkelig dybde ved anestesi samtidig som man sikrer vedvarende spontan respirasjon (vanligvis i en konsentrasjon på 3-4%).
- Plasser et 24 G perifert intravenøst kateter i den marginale ørevenen ( Figur 1 ).
- Plasser piggen i dorsal liggende stilling for tracheal intubasjon ( Figur 2 , panel A). Bruk et Miller # 1 eller # 1.5 blad for å lette instrumentasjon av hypofarynx og intubasjon av luftrøret. MERK: En erfaren operatør og assistent er nødvendig under laryngoskopi.
- Ha en assistent forflyttet tungen av dyret ved hjelp av en tørr gasbind for å lette eksponering av strupehinnen og visualisering av vokalledninger ( figur 2 B ).
MERK: Den piglet epiglottis er morfologisk lik den for mennesker ( Figur 2C ). Den piglet vokale corDs kan være vanskelig å visualisere siden de er flere millimeter dypt i laryngealinnløpet ( Figur 2 D ). - Forskyv epiglottis: Sett spissen av laryngoskopbladet under epiglottis og løft bladet oppover for å avsløre strupehode.
- Før plassering av røret i luftrøret, spray vokalbåndene med 0,5 ml 2% lidokain for å hindre laryngospasme under passering av endotrakeale røret, da grisene er spesielt utsatt for laryngospasme.
- Ha en assistent forflyttet tungen av dyret ved hjelp av en tørr gasbind for å lette eksponering av strupehinnen og visualisering av vokalledninger ( figur 2 B ).
- Plasser og fest et 3,0 mm cuffed tracheal tube.
- Sikre bilaterale pustelyder og vedvarende tidevannskullsyre ved bruk av bryst auskultasjon med stetoskop og EtCO 2- overvåking.
- Oppblås piggenes lunger til et kontinuerlig lufttrykk på 20 cm H20. Deretter blås manchetten på endotrachealrøret til det minste trykk som er nødvendig for å forhindre luftlekkasje ved et trykk på 20 cm H
- Normoksi og normokarbia opprettholdes under anestesi.
- Start administrering av 2% isofluran i 50% oksygen / 50% luft. Titrer oksygen for å opprettholde PaO 2 på 90-100 mmHg. Fortsett i 3 timer (eller ønsket eksperimentell varighet).
- Påfør øyelysesalve på øynene for å unngå tørrhet i løpet av anestesi.
- Start femoral arterie kateterisering etter initiering av 2% isofluran.
- Administrer bredspektret antibiotika pre-incision (cefazolin, 25 mg / kg) via perifer intravenøs linje for å forhindre kirurgisk infeksjon.
- Steriliser begge lyskene ved hjelp av tonet klorhexidin for å sikre riktig sterilt felt og plasser en passende steril drape ( figur 3 B ). Personell som deltar i overlevelse skal i det minste ha en kirurgisk hette, maske, sterile hansker og øyevern.
- Palpate den femorale pulsen ved inngangsposen ved hjelp av indeks- og midterfingre.
- Lag et overflate, 1,5 cm, craniocaudal snitt ved hjelp av en skalpell ( figur 3 C ).
- Dissect mellom de to hodene til gracilis muskelen ved hjelp av et stumt instrument, for eksempel kirurgisk hemostat eller stumped saks ( figur 3 D ).
MERK: Den femorale neurovaskulære bunten er vanligvis funnet mellom og bare dypt til disse to musklene. ( Figur 4 A ). - Ved å bruke vaskulære sløyfer eller silkebånd isolerer du arterien ved den proksimale og distale enden. Bruk sløyfen til å trekke arterien opp til nivået av huden distalt ( Figur 4 B ).
- Samtidig somPlassere trekkraft på den proximale slips som er tilstrekkelig til å forstyrre blodstrømmen, lage en liten arteriotomi med et par tenotomy saks.
- Vær forsiktig så du ikke overfører arterien. En liten arteriotomi er tilstrekkelig. Alternativt, bruk en nål-og-tråd tilnærming for å få tilgang til arterien ( figur 4 C ).
- Gentig trekkraft på proksimal slips vil forhindre overdreven blodtap til enhver tid under denne delen av prosedyren. Hvis du bruker nål- og trådtilnærming, passerer du ledetråden (følger med settet eller oppnås separat) gjennom nålen og inn i arterien opptil 5 cm.
- Vær forsiktig så du ikke forskyver ledningen lenger, da det kan forårsake ventrikulær ektopi. Trekk tråden om 1-2 cm hvis dette skjer.
- Fjern nålen fra fartøyet, pass på å forlate styretråden i fartøyet. Forsiktig passere kateteret over ledningen og inn i karet ( figur 4
- Bruk et 3-fransk, 8 centimeter kateter for femoral arteriekateterisering. Forventer mild motstand når tuppet av kateteret først kommer inn i beholderens overflatevegg.
- Hvis du bruker arteriotomi-tilnærming, før kateteret eller polyetylenrøret direkte inn i karet. Blodgjenvinning bør observeres umiddelbart.
- Fest straks kateteret til en tryktransduktor. Skyll kateteret med vanlig saltoppløsning for å opprettholde kateterpatensen.
- Legg suturene for å feste kateteret på plass. Dekk innsnittet med sterilt gaze for å unngå forurensning. Bruk en perkutan tilnærming til femoral arterie kateterisering.
MERK: Kontroller at ultralydet utføres av en erfaren tekniker.
- Legg suturene for å feste kateteret på plass. Dekk innsnittet med sterilt gaze for å unngå forurensning. Bruk en perkutan tilnærming til femoral arterie kateterisering.
- Aktivt oppvarm piglet med en oppvarmingsapparat med tvungen luft, og monitorer kontinuerligRektal temperatur ( figur 3 A ).
- Infuser dextrosholdige, isotoniske væsker (5% dextrose i Ringers laktat eller normal saltvann) ved vedlikeholdshastighet (4 ganger piglets vekt i kilo, ml / time).
- Overvåk vitale tegn på forstyrrelser (hypotensjon, arytmi, hypo / hypertermi, hypoksi)
MERK: Normale vitale tegnområder og tilhørende foreslått styring i tilfelle av abnormiteter er oppsummert i tabell 1 . - Ved å bruke et kommersielt tilgjengelig blodanalysesystem måler arterielle blodgasser (arteriell pH, pCO2, pO2), elektrolytter (bikarbonat, baseoverskudd / underskudd, natrium, kalium, ionisert kalsium), hemoglobin og glukose minst en gang i timen under eksperimentelle periode. Tegn arteriell blodprøve fra femoralt arteriekateter.
MERK: Normale syrebase- og elektrolyttverdier sammen med anbefalinger for korreksjon hvis abnormiteter er sett aResummeres i tabell 1 .
- Tett forsiktig den proksimale vaskulære silken for å holde den femorale arterien permanent for å forhindre blødning. Alternativt, bruk en vaskulær klips.
- Sørg for fullstendig hemostase før du lukker snittet. Skyll innsnittet med 10-20 ml steril saltløsning for å forhindre infeksjon.
- Infiltrer såret ved bruk av 0,5-1 ml / kg 0,25% bupivakain med 1: 200 000 epinefrin for smertekontroll. Coat snittet med et sterilt, kirurgisk hud lim.
MERK: Ingen dressing er nødvendig.
- Varm det private hjemburet aktivt med et oppvarmingslys.
- Følg nøye dyret etter anestesi av utdannet veterinær- eller forskerpersonell. Gi piglettermelken erstatter.
- Injiser smågriser med buprenorfin subkutant i en passende dose hver 3. time etter behov for å sikre smertekontroll, etter skjønn fra dyrepleiepersonale som har erfaring med å kontrollere postoperativ ubehag hos dyr.
- Overvåk grisene hver time for de første 6 timene etter operasjonen og hver 4. time etterpå. Utfør dyreofre og vevsinnkjøp på identisk måte for å kontrollere dyr, beskrevet ovenfor.
Representative Results
Forty grislinger ble studert (18 isofluran, 22 kontroll). Studieprosedyrene ble godt tolerert av alle dyr. Alle grisene som ble studert var mannlige. Det var ingen signifikant forskjell mellom gruppene med hensyn til alder eller vekt ( tabell 2, figur 5 ). Gjennomsnittlige laboratorieverdier under eksperimentering i isoflurangruppen er gitt i tabell 3 . Disse verdiene viser at den eksperimentelle protokollen har intern konsistens og reproduserbarhet, da vi hadde flere teknikere som utførte operasjonen i løpet av to år. Uavhengig av disse tallene er de mange justeringer og korrigeringer vi måtte utføre under operasjonene for å opprettholde fysiologisk hemostase. CO 2 retensjon, lav kjerne kroppstemperatur og hypoglykemi er noen av de mange confounders som vi avviste gjennom omfattende overvåking og justering etter behov.
T "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
Figur 1:. Plassering av den perifere intravenøse linjen. Et 24 G intravenøst kateter er plassert i den marginale ørevenen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Sequence of Events i Piglet Intubation. ( A ) Grisene er plassert i lateral liggende stilling for intubasjon. Standard skjermer er plassert. ( B ) En assistent fordrev tungen fra munnhulen mens laryngoskopien utfører laryngoskopi. ( C ) Epiglottis er morfologisk lik den for et menneske. I denne grafikken, tipset til thE-bladet er i valleculaen. ( D ) Laryngeal anatomi i svin er tydelig forskjellig fra den hos mennesker; Vokalbåndene er flere millimeter dype til laryngealinnløpet. I denne grafikken har spissen av bladet forskjøvet epiglottis, som utstråler strupehodet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Femoral Artery Approach. ( A ) Dyretemperaturen opprettholdes ved bruk av en oppvarmingsanordning med tvungen luft. Overvåking brukes i hele prosedyren. Et bredt sterilt felt fremstilles med tonet klorhexidin og dyret er dekket med en fenestrated steril drap. ( B ) Palpasjon ved inngangsbukken avslører lårpuls. ( C ) En crAniocaudal hud snitt, omtrent vinkelrett på inguinal krøll og ca 1,5 cm i lengde, utføres overliggende femoral puls. ( D ) En sløv disseksjon oppnås for å avsløre den femorale neurovaskulære bunten. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Femoral Artery Cannulation. ( A ) Fra nervesystemet til medialet inneholder nevrovaskulært bunt lårbenet, arterien og venen. ( B ) Lårben arterien er isolert ved bruk av fartøyssløp og / eller sutur. Vedvarende spenning på proksimal slips forhindrer overdreven blodtap mens arterien er punktert (se bleking av fartøyet). ( C ) En nål brukes til å punktere lårbenet aRiper, unngå perforering av den bakre veggen av arterien. Når blodet kommer tilbake, blir en guidewire avansert i arterien gjennom nålen. ( D ) Nålen fjernes og kateteret føres over styretråden inn i Femoral arterie. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Sammenligning av gjennomsnittlig vekt og alder av kontroll og isofluranbehandlede pigger. Feillinjene representerer +/- 1 standardavvik, med standardavviksverdien notert over hver feillinje.
Tabell 1: Sammendrag av Vanlige Grisete Vital Signs, ArteriAl blodgass og serumelektrolyttverdier med foreslåtte korreksjonsmetoder. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne tabellen.
Tabell 2: Sammendrag av gjennomsnittlig vekt og alder av kontroll vs isofluranbehandlede pigger. En uparget to-tailed T-test ble utført, og viste ingen signifikant forskjell mellom de to gruppene. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne tabellen.
Tabell 3: Gjennomsnittlige vitale tegn og laboratorieverdier av isofluranbehandlede dyr. I løpet av thE operasjoner, avvik av vitale tegn og laboratorieverdier fra de normale områdene blir omgående korrigert. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne tabellen.
Discussion
Kritiske protokollsteg / feilsøking
Når forsøket begynner, bør overvåkning av ikke-invasive vitale tegn begynne med induksjon. Blodtrykk, hjertefrekvens, oksygenmetning og rektal temperatur kan lett oppnås og overvåkes. Grisen skal være under en oppvarming enhet for å opprettholde tilstrekkelig kjerne kroppstemperatur, da disse dyrene kan bli hypothermic raskt under generell anestesi. Hurtig plassering av et perifert intravenøst kateter muliggjør behandling av nødsituasjoner dersom de oppstår under induksjon. Det er viktig å kontinuerlig overvåke piglet, ikke-invasivt eller invasivt, gjennom både isofluranprosedyren og offerprosedyren. Grisen kan oppleve arteriell oksygen-desaturering veldig raskt under flere trinn gjennom protokollen, spesielt under luftveisadministrasjon og intubasjon. Vi bruker 8% sevofluran for å indusere anestesi for å gjenskape menneskelig pediatrisk praksis og å titteD induksjon. Imidlertid har 5% isofluran blitt brukt vellykket og er hensiktsmessig. Gitt forskjellene i anatomi og en predisponering for laryngospasme, kan grisen være vanskelig å intubere. Hvis grisen begynner å desaturere under induksjon og / eller luftveisbehandling, skal 100% oksygen og sevofluran umiddelbart administreres via ansiktskegle for å gjenopprette et sikkert oksygenmetningsnivå og en tilstrekkelig dybde av anestesi. Husk at mens anestesiets plan må være dypt nok til å tillate intubasjon, kan overdreven anestesi føre til apné. Kontinuerlig årvåkenhet med hensyn til dyrets ventilasjon og oksygenering kreves, med titrering av innåndet bedøvelse tilsvarende. Intubasjon kan da gjenopptas når oksygenering er gjenopprettet og tilstrekkelig anestesi er oppnådd. Positiv trykkventilasjon via ansiktskeglen kan forsøkes, men er vanligvis mislykket. Dersom laryngospasme oppstår, påføres lidokainløsning direkte på voksenAl-ledninger er indisert for å tillate tracheal intubasjon.
Nødmedisiner bør alltid være tilgjengelige og skal administreres etter behov i de kritiske delene av protokollen for å korrigere fysiologiske forstyrrelser. Mens en grundig diskusjon om bedøvelse og narkotikabruk i grisene ligger utenfor dette manuskriptets omfang, er Swindles "Svine i laboratoriet: Kirurgi, Anestesi, Imaging og eksperimentelle teknikker" en utmerket ressurs. 27
På samme måte kan grisen begynne å desaturere raskt under offeret, etter å ha åpnet brysthulen under midterlinjens sternotomi. Operatøren bør jobbe raskt, men trygt å eksponere hjertet og sette angiokateteret for å starte kaldt PBS. En grundig kald PBS perfusjon (og hurtig fiksering med PFA, hvis angitt) er nødvendig for å forhindre iskemisk skade på hjernen.
Når grisen har blitt intubert, respiRatory rate og end-tidal karbondioksidsporing begynner ( tabell 1 ). Stabiliser piggenes tidevanns oksygenering og ventilasjon ved å titrere ventilatorstøtten samtidig som det opprettholdes tilstrekkelig anestesi. Vi bruker mekanisk ventilasjon for å etterligne det som brukes i mennesker så tett som mulig. Hyperoksi bør unngås for å minimere sjansen for oksidativt stress.
Isofluran grisene gjennomgår en femoral arterie kanylering av 2 grunner: å kontinuerlig overvåke arteriell blodtrykk; Og å prøve arterielt blod for vurdering av syre-base status, blodgasser og elektrolytter gjennom hele prosedyren. Kannulering av lårarterien kan være utfordrende. Vennligst se videoen for detaljer. For overlevelsesforsøk, bør denne prosedyren gjøres i et sterilt driftsmiljø under sterile forhold. Etter kanylering av lårarterien begynner du timeledsovervåking av arteriell blodgass og serumelektrolytter, korrigering som nødvendig for åOpprettholde homeostase ( tabell 1 ). Grisetten skal motta kontinuerlig dextroseholdig isotonisk væske for å opprettholde tilstrekkelig blodglukose. Gjennom forsøket skal dyret overvåkes kontinuerlig for normotermi, og oppvarming av tvungen luft skal tilveiebringes etter behov. Det er like viktig å unngå hypotermi og hypertermi.
Mens denne protokollen gir en halvkule av "frisk" hjerne og en halvkule av fast nevrale vev, kan dette lett tilpasses for å imøtekomme alternative studieteknikker. Ytterligere prøver kan hentes fra grisen også. CSF kan oppnås etter bedøvelse av piglet, med eller uten fluoroskopi-veiledning. Blod kan også innsamles fra grisen ved forskjellige stadier av protokollen, inkludert den fra femorale arteriekateteret, så vel som direkte fra venstre ventrikel via angiokateteret umiddelbart før perfusjon. Konvalescensperioden kan også bli forlenget eller sh Ortened, for undersøkelse av henholdsvis kronisk eller akutt respons.
Begrensninger av teknikken
Denne protokollen og modellen er teknisk utfordrende. En dyktig etterforsker og en fullt utstyrt operasjonspakke kreves, spesielt for overlevelsesforsøk. Etterforskeren (og assistenten, for visse deler av protokollen) må være komfortabel med både de kirurgiske og anestetiske komponentene i denne protokollen, som kan kreve trening og erfaring for å mestre. Andre begrensninger inkluderer bekostning av grisene i forhold til gnagermodeller, selv om pigletmodellen er langt mindre kostnadseffektiv enn ikke-menneskelige primater. Mens kostnaden for smågrisene vil variere basert på region og gård hvorfra dyr oppnås, kan man forvente at dyrenes kostnad skal være mindre enn $ 500, mens ikke-menneskelige primater kan være tusenvis av dollar per dyr. Etter vår erfaring er gjennomsnittlig kostnad per dyr typisk omtrent 200 dollar.
Jove_content "> Endelig, som det er hensikten med pigletmodellen å etterligne den utviklende menneskelige hjerne, bør bare nyfødte grisere brukes. Sentralnervesystemet er mest sårbart i løpet av den raske veksten, og hos smågriser strekker denne perioden seg fra Seks uker før fødselen til fem uker etter fødselen 8. Ved bruk av eldre smågrisere som er mer fjernt fra farestedsdatoen, er det risiko for å svekke den kliniske relevansen av pigletmodellen. Mens det er betydelig kontrovers med hensyn til "ekvivalensen" av pigmenthjerneutvikling til Det er en menneskelig nyfødt, det er slående likheter når tidlig postnatal hjerneutvikling mellom mennesker og griser er sammenlignet. Ved fødsel er hjernen hos mennesker og griser henholdsvis 27% og 25% av vekten. 14 Basert på Johnson-arbeidet Og kollegaer, kan vi konkludere at den ene piglet-uken er omtrent lik en human måned. 9 Disse resultatene, basert på wh Ole-hjerne-volumdata, har blitt validert av arbeidet til Workman og kolleger. 28 Vi valgte 7-14 dagers smågris for å tilnærme et menneske med en alder på 1-2 måneder. Imidlertid kan det være forsiktig å bruke yngre dyr (1-5 dager gamle) hvis det eksperimentelle målet er å etterligne zenitten av piglets hjernevækstspurt. Dette er mulig, da grisene kan avvenes ved fødselen. Vår bruk av pigletmodellen vil tilpasse seg ettersom nye data blir tilgjengelige med hensyn til parallellene mellom human og gris postnatal hjerneutvikling.Betydningen av teknikken med respekt for alternative / eksisterende metoder
Grisen har slående likheter med menneskelige nyfødte, inkludert kritiske paralleller i hjernens utvikling og patofysiologiske responser. Det er derfor en klinisk relevant pattedyrsmodell, og proof of concept-studien indikerer at piglet er en egnet modell for studiet av anestetisk nevrotoksisitetRef "> 29 , 30. Det kan også lett tilpasses andre typer utviklingsnevnologisk forskning. Modellen er designet for å undersøke, med omfanget og mekanismen til AIDN, at det med vitenskapelig autoritet er å minimere bekymringer som forstyrrelser som hypoksi eller hyperkarbia er Forårsaker nevrologisk skade som kan feilfortolkes som anestesi-indusert. For å oppnå dette behandles grisetten med de samme perioperative kirurgiske og anestesiske forhold og overvåking opplevd av barn.
Fremtidige veibeskrivelser og applikasjoner etter mestring av teknikken
Fremover er grisene også svært mottagelige for nevokognitiv testing 17 . Denne egenskapen vil tillate komplekse, omfattende evaluering av nevokognitiv utfall etter anestetisk eksponering i fremtidige eksperimenter. Det skal også understrekes at barn i de kliniske sammenhenger ofte gjennomgår anestesi forRa fysiologisk stressende prosedyre (kirurgi). Interaksjonene mellom anestesi og postkirurgisk betennelse samt den resulterende nevronskaden og / eller toksisiteten (som sett hos gnagere og primater) fortjener ytterligere utforskning og betydelig vurdering. Den neonatale grisen gir en unik, klinisk relevant grunnlinjemodell for effekten av anestetika på den utviklende hjernen uten den forstyrrende påvirkning av kirurgi (etterlikning av vanlige kliniske scenarier hos barn). Virkningen av forskjellige typer operasjoner eller andre forstyrrelser (iskemi, hjerneskade, genetisk predisponering, etc. ) kan nå testes pålitelig ved hjelp av denne modellen.
I laboratoriet planlegger vi å bruke flere elektrofysiologiske og elektrokjemiske metoder for videre undersøkelse av anestesi og AIDN-mekanismer i intakte nevrale kretser. Disse teknikkene inkluderer in vivo måling av nevrotransmitteraktivitet, helcelle patch-clamp-opptak, neuroimaging ogNeurofysiologiske undersøkelser i hjerneskiver. Med hensyn til nevrovitenskap i den umodne hjernen er smågrisene mer relevante for mennesker enn murine-modeller med svært få av ulempene som er tilstede med ikke-menneskelige primater. Med videreutviklingen kan smågrisene være den ideelle modellen for human utviklingsnervovidenskapsforskning.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de ikke har konkurrerende interesser.
Acknowledgments
Forfatterne vil gjerne anerkjenne bidrag fra Ohio State University Laboratory Animal Resource Center (ULAR).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liqui-Wean | Milk Specialities | 454836 | |
| Piglet Anesthesia Face-Cone Mask | VetEquip | 921428 | |
| Masterflex L/S Peristaltic Pump | Cole-Parmer | EW-77916-20 | Alternative peristaltic pumps can be used, as long as a constant and sufficient perfusion rate can be achieved |
| Masterflex L/S Pump Tubing, 25 ft | Cole-Parmer | EW-96410-24 | |
| 14 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381164 | |
| 10x PBS | Thermo-Fisher Scientific | ||
| Paraformaldehyde powder | Sigma-Aldrich | P6148-5KG | Our lab makes this reagent from the powder as it is much more cost-effective. Prepared paraformaldehyde can also be purchased. |
| 2-methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631-4L | |
| Needle holder | Teleflex | 152720 | |
| Right angle clamp | Teleflex | 496217 | |
| Rongeurs | Teleflex | 028120 | |
| Tenotomy scissors | Teleflex | 423480 | |
| Stitch scissors | Teleflex | 423440 | |
| McPherson Tying Forceps | Teleflex | 425200 | |
| Adson Tissue Forceps | Teleflex | 181223 | |
| 3-0 nylon suture | Medline | ETH627H | |
| Integra SL Anesthesia Workstation | DRE Veterinary | 2350 | This anesthesia workstation is chosen to best mimic the clinical monitoring experienced by pediatric patients in the operating room. Any anesthesia machine can be used as long as it allows for sufficient physiologic monitoring and intervention. |
| Laryngoscope handle | Teleflex | 8710000 | |
| Miller 1 Laryngoscope blade | Teleflex | 2216100 | |
| Bair Hugger | 3M | 750 | |
| Bair Hugger Torso Blanket | 3M | 540 | |
| iStat Handheld | Abbott Point of Care | 300 | Alternative point of care arterial blood gas analysis devices may be used |
| iStat Cartridges | Abbott Point of Care | CG8+ | |
| Dermabond Advanced Topic Skin Adhesive | Ethicon | DNX6 | |
| LMA Laryngotracheal Atomization Device | Teleflex | MAD720 | A cotton-tipped applicator soaked in local anesthetic can also be used |
| Sheridan CF 3.0 Cuffed Endotracheal Tube | Teleflex | 5-10106 | This model ETT was selected because it has a Murphy's eye, which is important to prevent ETT occlusion during the experiment |
| Pediatric Intubation Stylet | Smiths Medical | 100/120/100 | |
| 24 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381112 | |
| #10 Disposable Scalpel | Ted Pella, Inc | 549-9-10 | |
| Arterial Pressure Monitoring Kit (3 French, 8 cm catheter) |
Cook Medical | C-PMSY-300-FA | Simple polyethylene tubing with a luer-lock adapter can also be used |
| Intramedic PE90 Polyethylene tubing | Fisher Scientific | 14-170-12D | |
| Monoject Blunt Cannula | VWR International | 15141-144 |
References
- Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
- Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
- Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
- Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
- Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
- Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
- Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
- Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
- Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
- Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75 (2010).
- Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
- van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
- Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
- Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
- Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
- Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
- Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
- Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
- Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
- Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
- Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
- Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
- Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
- Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
- Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
- Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
- Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
- Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
- Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).
