Introduction
La réplication de l'ADN est une caractéristique conservée de toute la vie cellulaire. Si l'identité et le nombre de composants de réplication varient largement, les mécanismes généraux sont partagés entre l' évolution 1. Ici, nous décrivons, des expériences cinétiques discontinues à base de gel, en utilisant des substrats radioactifs, visant à comprendre la cinétique de la synthèse d'ADN calorifugeage brin in vitro par des composants du replisome T7. La machinerie de réplication du bactériophage T7 est très simple, ne comporte que quatre protéines (l'ADN polymérase, GP5 et son facteur de processivité, E. coli , la thiorédoxine, le GP4 de primase-hélicase bifonctionnels, et la protéine de liaison à l' ADN simple brin, GP2. 5) 2. Cette caractéristique en fait un système modèle attractif pour étudier les mécanismes biochimiques conservés impliqués dans la réplication de l'ADN.
L'accent est mis sur la formation d'amorces ribonucléotide par T7 DNA primase, un critical étape dans l'initiation de la synthèse d'ADN. En outre, on peut également étudier l'utilisation de ces amorces par l'ADN polymerase T7 ou d'autres protéines de réplication en les incluant dans le mélange réactionnel. T7-primase de l'hélicase, GP4, catalyse la formation d'amorces pour la synthèse d'ADN au niveau des séquences d'ADN spécifiques appelés sites de reconnaissance primase, ou PRS (5'-CG-3 '). La cytosine dans la SRP est cryptique, il est essentiel pour la reconnaissance du site, mais il n'a pas été copié dans le produit 3. La première étape dans la synthèse de l' amorce par GP4 implique la formation du dinucléotide pppAC, qui est ensuite étendue à un trimère, et éventuellement des amorces tétranucléotidiques fonctionnels pppACCC, pppACCA ou pppACAC en fonction de la séquence dans le gabarit 4. Ces amorces peuvent ensuite être utilisées par l' ADN polymerase T7 pour initier la synthèse de l' ADN, qui est également un procédé assisté par GP4-5, 6. A cet égard, la primasedomaine stabilise les tetraribonucleotides extrêmement courts avec le modèle, ce qui empêche leur dissociation, engage l' ADN polymérase d'une manière favorable à la fixation de la amorce / matrice dans la polymérase du site actif 7. Ces étapes (synthèse de l'ARN primaire, transfert intercellulaire primaire à la polymérase, et extension) sont répétées dans plusieurs cycles de reproduire le brin tardif et doivent être coordonnées avec la réplication du brin leader.
Les dosages décrits ici sont très sensibles et peuvent être effectuées dans un laps de temps raisonnable. Cependant, ils sont relativement bas-débit et un grand soin doit être exercé dans l'utilisation et l'élimination des matières radioactives. En fonction de la vitesse à laquelle le produit de réaction, on pourrait employer un instrument rapide trempe pour atteindre des échantillons à des échelles de temps qui se prêtent à l'analyse significative des cours de temps de réaction soit dans la constante ou l'état pré-stable. Récemment, nous avons utilisé essais décrits ici pour fournir evidence de l'importance de l'amorce la libération du domaine primase de GP4 dans l'initiation des fragments d'Okazaki. De plus, nous avons trouvé la preuve d'un rôle régulateur pour les protéines, de gp2.5 liant le T7 ADN simple brin, dans la promotion de la formation de l' amorce et l' utilisation efficaces 8.
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Protocol
REMARQUE: Suivez tous les règlements institutionnels concernant l'utilisation et l'élimination des matières radioactives, y compris mais sans s'y limiter, l'utilisation des équipements de protection individuelle, comme des gants, des lunettes de sécurité, blouse de laboratoire, et des boucliers acryliques appropriés.
NOTE: Le tampon standard est constitué de 40 mM de HEPES-KOH, pH 7,5, 50 mM de glutamate de potassium, 5 mM de DTT, 0,1 mM d'EDTA (ce tampon est préalablement effectué à une concentration de 5x) et 0,3 mM de chaque dNTP. Protéines de replication de T7 sont purifiés comme décrit 8, 9, 10. ADN simple brin contenant une T7 unique de reconnaissance primase place (5 'GGGTC-3', 5'-GTGTC-3 ', 5'-TGGTC-3') peut être acheté parmi une variété de sociétés de synthèse d'ADN (la longueur de l'ADNsb peut dépendre de l'enzyme de choix pour la T7 primase, un pentamère est la longueur de gabarit minimal pour synthétiser une amorce de pleine longueur 11, comme le cryptique C est essentiel, cependant, si l'amorce doit être prolongée par polymérase, des nucléotides supplémentaires doivent être présents à l' extrémité 3 'de la matrice. Les réactions sont initiées par l'addition d'une concentration finale de 10 mM MgCl 2 et incubées à 25 ° C. échantillonnage manuel fonctionne bien pour les points de temps de 5 secondes ou plus. Si points de temps plus courts que sont nécessaires, il est recommandé d'utiliser un instrument d'écoulement rapide trempe pour obtenir des données précises.
1. Multiple-CA Primer Synthèse Reaction par échantillonnage manuel
- Avant de commencer l'expérience, aliquoter 2 ul de tampon de colorant formamide (93% (v / v) de formamide, 50 mM d'EDTA, 0,01% de xylene cyanol et 0,01% de bleu de bromophénol) dans 8 tubes de 1,5 ml en polypropylene. En général, le nombre de tubes est égal au nombre de points temporels analysés.
- Préparer un mélange de 20 ul constitué tampon 1x, 0,1 mM d' ATP et CTP, 0,25 mCi / mL [α- 32 P] CTP, 0,1 uM ssdNA modèle, et 0,1 uM GP4 (exprimée en concentration de hexamère - monomère 0,6 uM).
- Incuber le mélange à température ambiante pendant 5 min.
- Retirer 2 pl du mélange à l'aide d'une pipette et mélanger avec 2 pi de tampon de colorant formamide dans un tube de 1,5 ml préparé à l'étape 1.1 pour le pas de contrôle de réaction (temps zéro).
- Ajouter 2 ul de 0,1 M de MgCl 2 au mélange réactionnel (à une concentration finale de 10 mM).
- retirer manuellement 2 pi des échantillons des mélanges réactionnels à l'aide d'une pipette à intervalles de 10 secondes et mélanger avec un colorant formamide predispensed dans des tubes de 1,5 mL préparés à l'étape 1.1.
- Des échantillons de chaleur à 95 ° C pendant 5 minutes dans un bloc chauffant.
- Charger des aliquotes des échantillons sur un gel dénaturant. Les petits produits d'amorce de tetraribonucleotide synthétisés par la primase T7 sont bien réglées sur une épaisseur de 0,4 mm 25% d'acrylamide: bisacrylamide (19: 1), 3 M d'urée, 1 x TBE (Tris-borate 100, 1 mM d'EDTA).
- Placez tout le gel sur la chromapapier phie et la couverture d'une pellicule plastique. gel sec en utilisant un séchoir à gel.
- Préparer une série de dilutions du reste du mélange réactionnel et détecter le même volume chargé sur le gel sur du papier de Chromatographie, à savoir repèrer 4 ul de la dilution si 4 pi d'échantillon ont été chargés.
NOTE: Cela servira de la courbe standard pour déterminer la concentration des produits formés lors de la réaction. Par exemple, des dilutions de cinq fois à l' aide du tampon TE (10 mM Tris-HCl, pH 8,0, EDTA 1 mM) fonctionnent bien, couvrant une gamme de 1:25 à 1: 15.625 (5 2 -5 6), mais les dilutions devraient être ajustée en fonction du niveau d'activité. - Exposer gel sec et standard en utilisant un écran de phosphorimager. Quantifier la radioactivité dans la série de dilution et de construire une courbe standard tel que décrit 8, 12
NOTE: L' inclusion de l' ADN polymerase T7 au mélange de réaction permet de Examine de l'utilisation d'amorces tetraribonucleotide par cette enzyme. De manière optimale, la concentration de la polymerase doit être saturante pour simplifier l'interprétation des données. Une concentration de la polymérase de 0,4 uM ou plus donne de bons résultats. En outre, l'effet d'autres protéines, telles que des protéines de liaison simple brin d'ADN, de part et d'amorce de synthèse ou en retard brin d'initiation peut être examiné de cette façon.
2. Multiple-chiffre d'affaires Primer Synthèse Reaction l'aide d'un instrument rapide trempe
- Préparation des mélanges réactionnels
- Préparer 400 pi de solution A, contenant un tampon 1x, 0,2 uM GP4 hexamère, 0,2 uM ADNss modèle, mM dNTP 0,6, 0,2 mM ATP et CTP (y compris 0,5 mCi / mL [α- 32 P] CTP.
- Préparer 400 pi de solution B, contenant 1 x tampon et 20 mM de MgCl 2.
- Le fonctionnement de l' instrument d'écoulement rapide trempe
- Allumez le rapinstrument d'écoulement id-trempe; après que le menu principal apparaît, le type 7 sur le clavier de l'instrument pour déplacer le conducteur de la seringue à sa position d'origine.
- tampon Position ouverte de la seringue pour "LOAD".
- Seringues tampon de chargement
- Fixer une seringue de 10 ml contenant du tampon à l'orifice de la seringue de commande. Changer la position du bouton de la seringue pour "LOAD".
- En utilisant des seringues de 10 ml, remplir le réservoir tampon de l'appareil A et B avec 10 mM de Tris, pH 7,5, EDTA 1 mM et remplir la seringue C avec une solution de trempe (250 mM d'EDTA et 0,2% de SDS). Retirer les bulles d'air en poussant des plongeurs et sortir.
- Changez la position de bouton pour "FIRE". Tapez 2 pour ajuster la position de la barre de pilote de seringue. Appuyez sur le bouton "DIMINUER" pour abaisser la seringue jusqu'à ce tampon sort la boucle de sortie: (7 descend en continu; 8-grand pas vers le bas; 9-petit pas vers le bas). Tapez "ESC" pour revenir au menu principal.
- Laver les tubes
- attach ligne de sortie à vide. Changer les boutons échantillons à "FLUSH". Fermer le tampon seringue en réglant les potentiomètres à la position horizontale. Allumez le vide et tremper les boucles 2 affleurants en H 2 O pendant 10 s, puis tremper dans MeOH pendant 10 s. boucles sèches par aspiration d'air pour ~ 15 s, ou jusqu'à ce que sec.
- Échantillons de chargement
- Changer l'échantillon position du bouton à "LOAD". Placer la solution A dans 1 ml seringue. Brancher une seringue dans l'un des orifices de charge de l'échantillon. Répétez l'opération pour la solution B, et placer dans un face port de chargement de l'échantillon.
- La collecte de points de temps
- Sur le menu principal, tapez 1 pour la course trempe-débit. Entrez le temps (s) de réaction et appuyez sur "ENTRER". Le numéro de boucle de réaction à utiliser sera affiché. Passer en boucle de réaction nécessaire. procédure de lavage Répétez l'étape 2.2.4.
- Tournez les boutons échantillons à "LOAD". réaction de charge se mélange dans des boucles d'échantillons jusqu'à ce que juste à l'extérieur du compartiment de mélange central. Tournez tous les boutons à "FIRE ". Assurez-vous que tous les boutons sont dans la bonne position.
- Placer le tube de 1,5 ml sur l'extrémité de la boucle de sortie. Appuyez sur "GO" pour lancer la réaction. procédure de lavage Répétez l'étape 2.2.4. Recharger seringues tampons A et B jusqu'à ce qu'ils atteignent le pilote.
- Répétez les étapes 2.2.6.2-2.2.6.3 pour chaque point de temps désiré. Exception: Ne chargez pas la solution contenant le réactif de départ (ie, MgCl 2 dans ce cas) lorsque la trempe de la commande à zéro point de temps.
- Lorsque vous avez terminé la collecte des échantillons, entrez "ESC" pour revenir au menu principal. Appuyez sur "7" pour revenir de seringue tampon à sa position d'origine.
- Instrument de nettoyage
- Retirer les seringues du mélange réactionnel. Tournez le chargement des échantillons bouton à la position "LOAD". Sous vide, lavez chaque boucle d'échantillon avec 0,2 mL NaOH 10 N, puis 10 ml 0,3 NH 3 PO 4 et 10 ml de MeOH.
- Tournez les boutons de la seringue pour la position "LOAD". Appuyez sur tous les 3 syrpoinçons inge pour récupérer réaction et trempe des tampons. Laver seringues au moins deux fois avec 5 ml H 2 O.
- Remplir les seringues à nouveau avec 5 ml H 2 O et tourner les boutons en position "FIRE". Changer les positions de bouton et tourner le vide pour éliminer H 2 O. Flush comme à l' étape 2.2.4. Eteignez instrument.
REMARQUE: Les produits sont analysés comme décrit dans les étapes 1.7-1.12. En outre, l'ADN polymerase T7 et d'autres protéines de replication peuvent être ajoutés dans le mélange réactionnel pour analyser leur effet sur la synthèse ou l'extension d'amorce.
3. Single-CA Primer Synthèse Reaction
NOTE: simple rotation des essais primaire synthèse / extension sont effectuées de manière similaire à des réactions multiples chiffre d' affaires, avec quelques différences majeures: ces essais suivent la conversion de radiomarqué ATP dans l' amorce ou d' extension des produits, mais la concentration de substrats et de protéines sont considerablée supérieur. En outre, afin d'atteindre la milliseconde pour permettre une analyse de la réaction de synthèse de l'amorce, on doit utiliser une machine à écoulement rapide trempe.
- Préparation des mélanges réactionnels.
- Préparer 400 pi de solution A, contenant un tampon 1x, 3 uM hexamère GP4, 6 uM ADNss modèle, 0,6 mM de dNTP, 1 mM CTP, et 2 nM [γ- 32 P] ATP. Préparer 400 pi de solution B, contenant 1 x tampon et 20 mM de MgCl 2.
- Le fonctionnement d'écoulement rapide trempe
- Effectuer des réactions comme décrit dans l'étape 2.2. Si on le désire, ajouter une ADN polymerase T7 ou une protéine de liaison à l'ADN simple brin T7 à une concentration de 15 uM et 20 uM, respectivement. Dans ce cas, les produits d'extension à l'accumulation d'un régime de temps qui permet le prélèvement manuel de la réaction.
Analyse 4. Données
- courbes de progression du produit Fit à MOINS AVANCES non linéairemodèles carrés en utilisant des logiciels disponibles dans le commerce capables de moindres carrés unique et / ou intégration numérique. Les détails de l'opération varient avec le logiciel utilisé, mais au-dessous sont des formes généralisées d'équations utilisées pour le montage des données.
- Déterminer le taux de formation du produit de plusieurs réactions de synthèse d'amorce rotation par ajustement des courbes de progression d'une équation linéaire. S'il y a une courbure importante, l' utilisation de la méthode de la vitesse initiale 13, 14 en ajustant les données à une fonction mono-exponentielle: y = A (e - k t), où y est la concentration du produit, A est l'amplitude de la réaction, k est la constante de vitesse observée, t est le temps, en secondes. La pente de la ligne tangente au temps = 0 est le taux initial.
NOTE: Les réactions Fit pré-stables synthèse état d'amorce à une équation linéaire ou à l'équation d'état pré-stable éclater y = A (e - k bupremière t) + taux ss t, où A est l'amplitude de la réaction, k rafale est la constante de vitesse observée pour l'éclatement de pré-état stationnaire, ss taux est l'état stationnaire ss taux = k cat [Enzyme]), t est le temps , en secondes. Fit une seule rotation des réactions de synthèse de l' amorce progressent courbes à une seule fonction exponentielle y = A (e - k t). Dans le cas de GP4, ajuster les données par intégration numérique 15, à un modèle avec trois NTP étapes de condensation, où chaque intermédiaire est en équilibre avec l'enzyme, en utilisant un logiciel disponible dans le commerce.
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Representative Results
Les résultats présentés dans la figure 1A ont été obtenus comme décrit à l' étape 1 du protocole, à savoir, en échantillonnant manuellement une réaction de synthèse de l' amorce catalysée par GP4 dans des conditions multiples chiffre d' affaires. Ici, une gamme de produits après électrophorèse en gel peut être observée en utilisant le CTP marqué avec 32P à l'α-positionnement dans les réactions de synthèse d' amorce (figure 1A). Le précurseur marqué, CTP, présente la plus forte mobilité et migre vers le bas du gel, suivi par des espèces migrant plus lentement correspondant à la di-, tri-, et tetraribonucleotides synthétisés par GP4. En fonction de la durée d'incubation, et le contexte de la séquence matrice, des produits marqués supplémentaires correspondant à des oligomères supérieurs (pentaribonucleotides, etc.) peuvent être observés. Une courbe d'évolution de la réaction est tracée en déterminant d'abord la concentration des amorces de pleine longueur (soit tétra-et pentaribonucleotides) à chaque point temporel et en traçant la concentration des amorces synthétisées en fonction du temps.
Bien que l' obtention de données de l' état d' équilibre, des expériences multiples chiffre d' affaires est relativement facile, le contenu de l' information des données est quelque peu limitée, car les données sont largement définies par la liaison du substrat et des événements de libération du produit, à savoir., Ces événements dominent généralement ou déterminer grandement K M et k cat valeurs 16. Si la réaction est observée à points de temps assez court, avant que l'état d'équilibre est établi (en d'autres termes, l'état pré-stationnaire) beaucoup plus de contenu de l'information peut être obtenue à partir d'expériences cinétiques. Examen des réactions dans l'état pré-stationnaire peut fournir une mine d'informations. Par exemple, si un "éclatement de l'état pré-stable» de formation du produit est observée, elle est bonne indication que la libération du produit est une étape de limitation de vitesse in la réaction. En outre, on peut extraire la vitesse de formation du produit (ou l'étape de la chimie) à partir de la phase d'état pré-équilibre de la réaction. En revanche, si une rafale de formation du produit est pas respecté, alors il est évident que le taux de régime permanent est limitée soit par l'étape chimique, ou d'une étape précédente et que la libération du produit est rapide en comparaison.
Lorsqu'un instrument rapide trempe est utilisée pour examiner la réaction catalysée par GP4 dans des échelles de temps de l'ordre de quelques secondes jusqu'à quelques millisecondes (étape 2 du protocole), il est évident que l' accumulation d'amorce est pas linéaire, mais affiche un biphasique profil (Figure 1B, ligne continue). Ceci est le résultat de diagnostic démontrant la preuve d'une rafale d'état pré-stable de l'accumulation de produit, ce qui suggère que la formation du produit est rapide et que la libération est limitante dans l'état stationnaire. D'autres systèmes enzymatiques peuvent ne pas montrercomportement. Par exemple, une courbe de progression hypothétique est présenté qui résulterait si la formation primaire par GP4 n'a pas procédé à un état pré-rafale stable (figure 1B, ligne pointillée). Dans de tels cas, l'interprétation serait que la formation du produit ou d'une étape précédente, est l'étape limitant la vitesse.
Un autre mode de réalisation de la cinétique de pré-régime permanent est de l'expérience unique chiffre d'affaires, où une faible concentration de substrat marqué est lié par des quantités saturantes d'enzyme (ainsi que de l'ADN et de CTP, dans le cas de GP4). Ce type d'expérience est particulièrement bien adapté pour fournir des informations sur la formation et la décomposition des espèces intermédiaires lors de la conversion du substrat en produit. Dans la réaction de GP4-catalysée (étape 3 du protocole), la formation primaire est le résultat de trois réactions de transfert nucléotidyl. Récemment, nous avons utilisé un seul chiffre d'affaires des réactions de synthèse de l'amorce de révéler des informationsenviron amorces intermédiaires 8 (figure 1c) en ajustant l'accumulation dépendante du temps et la disparition des di-, tri-, et les produits de tetraribonucleotide à un modèle séquentiel de trois étapes de transfert nucléotidyl, où les intermédiaires de ribonucléotides sont en équilibre avec GP4.
Figure 1: Analyse cinétique de la synthèse de l' amorce par le T7 primase-hélicase. (A) Time-cours de la formation primaire par GP4 sur un ADNsb avec un seul PRS. Des échantillons ont été prélevés avant l'addition de MgCl 2 (temps = 0) et échantillonnés à des intervalles suivant leur addition. Les produits sont indiqués à la gauche de l'image du gel. (B) La ligne continue: formation Primer par GP4 présente une rafale de pré-état stable. Les valeurs sont la moyenne d'au moins trois expériences indépendantes. l Dottedine: Représentation d'une courbe de progression de la réaction si la réaction de GP4 catalysée déroulée sans une rafale de pré-état stable. Modifié à partir de 8. (C) unique chiffre d' affaires de synthèse de l' amorce par GP4. Gauche: évolution temporelle de la formation de tétramère. A droite: terrain de formation intermédiaire en fonction du temps. Les valeurs sont la moyenne d'au moins trois expériences indépendantes. Les données ont été ajustées par intégration numérique; lignes pleines montrent l'ajustement. Modifié à partir de 8. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Le facteur le plus important dans la réalisation de ces expériences est la disponibilité d'enzyme purifiée très active. Au cours de notre travail avec GP4, par exemple, nous avons constaté que le stockage de l'enzyme purifiée dans un tampon (20 mM de phosphate de potassium, pH 7,4, EDTA 0,1 mM, DTT 1 mM) contenant 50% de glycerol à -20 ° C conduit à une diminution l'activité spécifique de la préparation pendant quelques mois. Par conséquent, nous maintenant flash freeze petites aliquotes de GP4 purifié dans 25 mM Tris-HCl, pH 7,5, NaCl 50 mM, 0,1 mM d'EDTA, 1 mM PTCE, et 10% de glycérol en utilisant de l'azote liquide et de les stocker à -80 ° C. Lors de l'utilisation de l'instrument d'écoulement rapide de trempe, en particulier lors de l'acquisition des premiers échantillons, il est important de permettre aux réactifs d'atteindre la température de réaction (température ambiante) avant de commencer la réaction. En outre, un grand soin doit être pris pour nettoyer le tube (étape 2.2.4 du protocole) après chaque point, comme tout réactif de trempe restant dansla ligne va grandement inhiber l'activité enzymatique, conduisant à des résultats erronés. Une autre considération concerne la composition du gel de polyacrylamide et sa manipulation. Les produits de réactions de synthèse d'amorces catalysée par GP4 ne résolvent pas bien dans des gels avec moins d'au moins 20% d'acrylamide. En effet, dans 15% de gels, le substrat nucléotidique et tous les produits de la réaction migrent comme une zone floue de la radioactivité. Par conséquent, il est hautement souhaitable d'ajuster le pourcentage d'acrylamide en conséquence si petits produits de ribonucléotides sont à analyser. Un inconvénient majeur de l'utilisation des gels contenant un pourcentage élevé d'acrylamide est qu'ils ne collent pas bien sur le papier; donc un grand soin doit être utilisé pour les transférer à une chromatographie papier pour le séchage. Enfin, des gels contenant un pourcentage élevé d'acrylamide ont tendance à se fissurer dans des séchoirs de gel sous vide alimenté. On constate que l'abaissement de la température de séchage à 65 ° C conduit à une moindre fissuration des gels. En variante, les gels peuvent être exposés à la substance fluorescenteécrans imageur sans séchage.
Il existe un grand nombre de variations dans les conditions de réaction et des réactifs qui peuvent être testés en utilisant ce protocole, et que nous poursuivons dans nos études de GP4, allant de tester le comportement enzymatique des enzymes mutantes, en examinant l'effet de l'addition de petites putative les inhibiteurs de molécules ou d'activateurs ou des substrats alternatifs, tels que des analogues de nucleotides, ainsi que des matrices d'ADN ou d'autres cofacteurs ions métalliques. Le protocole décrit ci-dessus utilise la température ambiante que la température de réaction. Si une autre température de réaction est souhaitée, la plupart des instruments de trempe rapide comprennent une vanne qui permet de raccorder l'appareil à un bain d'eau à chaleur contrôlée. Dans les cas où une séparation électrophorétique de produits ne sont pas satisfaisantes, en particulier si le tampon de réaction contient une concentration élevée (> 200 mM) de sel, il est recommandé de traiter les échantillons après trempe avec 1-10 unités de phosphatase alcaline et faire incuber à 37 ° C pendant au moins 30 minutes. Cela permettra d'éliminer les triphosphates terminaux de PNT et les produits de ribonucléotide et d'améliorer leur séparation électrophorétique. Toutefois, cela est pratique que si la séquence nucléotidique est marquée à la position α.
L'utilisation d'un instrument rapide trempe ne convient pas pour l'analyse à haut débit. Un utilisateur expérimenté peut effectuer le protocole d'écoulement rapide de trempe décrit ici, à partir de la préparation des échantillons, la collecte d'environ 18 points de temps, et le nettoyage de l'appareil en deux heures environ. Une contrainte supplémentaire de temps est le temps nécessaire pour l'électrophorèse sur gel, l'exposition sur gel et l'analyse des données. Une autre limitation est que nécessite une expérience typique de 500 à 1000 pi de volume de réaction et l'obtention de suffisamment d'enzyme pourrait être difficile dans le cas des protéines qui ne sont pas exprimés de manière efficace.
Il y a un grand intérêt dans le développement de tests qui permettent le criblage à haut débit de primaactivité en soi, en particulier pour développer de nouvelles thérapies antibactériennes 17, 18. Malgré les progrès réalisés dans l' élaboration de non radioactifs, des dosages continus pour l' activité primase, ces dosages souffrent de deux limitations majeures et ainsi empêcher leur utilisation dans les études cinétiques rapides, soit manquent de résolution temporelle suffisante et la sensibilité du produit. Par conséquent, le, le dosage discontinu radioactif décrit ici est actuellement la norme d'or dans l'examen cinétique de l'activité primase par GP4 et primases d'ADN en général. des modes de réalisation plus perfectionnés du protocole décrit ici peut être utilisé dans la détermination de la voie cinétique d'une réaction catalysée par une enzyme en utilisant un instrument d'écoulement rapide de trempe, par exemple, dans des expériences pulse-chase destinés à déterminer la répartition cinétique des substrats.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tris pre-set crystals pH 7.5 |
SIGMA | T4128 | |
| Tris base | SIGMA | 93362 | |
| L-Glutamic acid potassium salt monohydrate | SIGMA | G1501 | |
| Magnesium chloride hexahydrate | Mallinckrodt Chemicals | 5958-04 | |
| 1,4-Dithiothreitol | J.T. Baker | F780-02 | |
| Sodium Dodecyl Sulfate | MP Biomedicals | 811030 | |
| (Ethylenedinitrilo) Tetraacetic acid, disodium salt, dihydrate | Mallinckrodt Chemicals | 4931-04 | |
| [α-32P] CTP | PerkinElmer | BLU508H | radioactive, take protective measures |
| [γ-32P] ATP | PerkinElmer | BLU502A | radioactive, take protective measures |
| 100 mM dATP, dCTP, dGTP, dTTP | Affymetrix | 77100 | four dNTPs part of set |
| 100 mM ATP and CTP | Epicentre | RN02825 | part of NTP set |
| ssDNA constructs | Integrated DNA Technologies | N/A | custom sequences |
| methanol | Macron Fine Chemicals | 3017-08 | |
| formamide | Thermo Scientific | 17899 | |
| bromophenol blue | SIGMA | B8026 | |
| cylene xyanol | SIGMA | X4126 | |
| acrylamide | SIGMA | A9099 | Toxic |
| N,N′-Methylenebisacrylamide | SIGMA | M7279 | Toxic |
| Urea | Boston Bioproducts | P-940 | |
| Boric acid | Mallinckrodt Chemicals | 2549 | |
| Rapid Quench-Flow Instrument | Kintek Corp. | RQF-3 | |
| Kintek Explorer | Kintek Corp. | N/A | |
| Kaleidagraph | Synergy Software | N/A |
References
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