Scossa emorragica non controllata modellata mediante Lacerazione del fegato nei topi con monitoraggio emodinamico in tempo reale

Summary

L'emorragia non controllata, una causa importante della mortalità tra i pazienti traumatici, può essere modellata utilizzando una lacerazione epatica standard in un modello murino. Questo modello provoca una consistente perdita di sangue, la sopravvivenza e consente di testare agenti emostatici. Questo articolo fornisce il processo passo per passo per eseguire questo prezioso modello.

Abstract

L'emorragia non controllata è una causa importante delle morti evitabili tra i pazienti traumatici. Abbiamo sviluppato un modello murino di emorragia incontrollata attraverso una lacerazione epatica che comporta una consistente perdita di sangue, alterazioni emodinamiche e sopravvivenza.

I topi subiscono una resezione standardizzata del lobo sinistro e medio del fegato. Sono autorizzati a sanguinare senza intervento meccanico. Gli agenti emostatici possono essere somministrati come terapia di pre-trattamento o di soccorso a seconda dell'interesse dell'investigatore. Durante l'emorragia, viene eseguito il monitoraggio emodinamico in tempo reale attraverso una linea arteriosa sinistra femorale. I topi vengono poi sacrificati, la perdita di sangue viene quantificata, il sangue viene raccolto per ulteriori analisi e gli organi vengono raccolti per l'analisi del danno. È descritto il disegno sperimentale per consentire la sperimentazione simultanea di più animali.

L'emorragia epatica come modello di emorragia incontrollata esisteN la letteratura, principalmente nei modelli ratto e porcino. Alcuni di questi modelli utilizzano il monitoraggio emodinamico o quantificano la perdita di sangue ma mancano la coerenza. Il presente modello comprende la quantificazione della perdita di sangue, il monitoraggio emodinamico in tempo reale in un modello murino che offre il vantaggio di utilizzare linee transgeniche e un meccanismo ad alto rendimento per studiare ulteriormente i meccanismi patofisiologici in emorragia incontrollata.

Introduction

Il trauma è la principale causa di morte e disabilità tra i giovani in tutto il mondo. ^{1 L'} emorragia non controllata rimane una causa principale di mortalità tra i pazienti con traumi gravemente feriti. ^{2 La} gestione del paziente traumatico emorragico è duplice: il controllo del sanguinamento chirurgico, la rianimazione e la sostituzione del sangue perduto.

I modelli animali di shock emorragico sono stati la pietra angolare nella ricerca del trauma e possono essere utilizzati nella valutazione della fisiopatologia e del trattamento dello shock traumatico / emorragico. ^{3 , 4 Gli} shock nei modelli animali possono essere ottenuti ampiamente da due metodi: emorragia controllata e emorragia incontrollata. ^{5 , 6 L'} emorragia controllata viene eseguita rimuovendo un volume fisso di sangue o rimuovendo il sangue per ottenere una certa pressione sanguigna (pressione fissa). Mentre ilSe sono utili nella valutazione nei meccanismi e nelle alterazioni immunitarie dello shock emorragico, non sono applicabili alla prova degli agenti emostatici e non mimano lo scenario clinico di emorragia dopo traumi. A questo punto abbiamo cercato di sviluppare un modello di emorragia incontrollata che ci permetterebbe di verificare i cambiamenti emostatici e gli agenti pro-coagulanti in un modello murino. Il fegato è un'opzione attraente per l'emorragia incontrollata in parte a causa della doppia alimentazione del sangue al fegato ed è uno degli organi intrabdominali più comuni in entrambi i traumi sbarrati e penetranti. Data l'elevata rilevanza clinica, il fegato è stato utilizzato come modello di emorragia incontrollata, più comunemente nei modelli ratto e suina ma recentemente anche nei primati. ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12} 13 ^{, 14}

I modelli ratto e sanguigni di emorragia epatica incontrollata, pur valorizzando le pratiche di rianimazione e il monitoraggio emodinamico, sono meno vantaggiose rispetto a un modello murino per varie ragioni come il costo, il numero di animali utilizzati e soprattutto la mancanza relativa di linee transgeniche disponibili per l'analisi Di specifiche segnalazioni cellulari e molecolari. L'attuale modello murino condivide importanti somiglianze con i modelli di emorragia epatica esistenti, tra cui lacerazione epatica standardizzata, la quantificazione della perdita di anima, il monitoraggio emodinamico e la capacità di eseguire l'analisi di sopravvivenza. Molti modelli esistenti incorporano solo alcuni di questi aspetti, mentre il nostro modello è stato sviluppato per misurare molte delle variazioni fisiologicheSimultaneamente e in topi multipli. Inoltre, lo sviluppo di un modello murino apre la porta a indagini oltre la rianimazione e nei più grandi meccanismi di fisiopatologia in emorragia incontrollata con il potenziale di un modello a costi elevati e ad alto rendimento utilizzando tecniche avanzate molecolari.

Protocol

I topi sono stati ospitati in conformità con le norme di cura degli animali in condizioni specifiche per la cura degli animali, con 12 ore di ciclo chiaro e scuro, e accesso libero a tutti i pazienti, in conformità con l'Università di Pittsburgh (Pittsburgh, PA) e National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD). L'alimentazione standard e l'acqua. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati e condotti secondo le linee guida stabilite dal comitato di ricerca e cura degli animali presso l'Università di Pittsburgh.

1. Installazione del campo chirurgico e dello strumento

1. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici, sutura, garza, applicatori a punta di cotone, tubi e raccordi di tubi prima della procedura.
   1. Sterilizzare strumenti chirurgici, sutura, garza e applicatori a punta di cotone in autoclave. Sterilizzare connettori tubi e tubi con ossido di etilene.
2. Campo chirurgico
   1. Accendere un tappetino di riscaldamento circolante e impostare a 37 ° C. Mettere un surgiCalotta blu su di esso e poi un drappo sterile in cima al tampone blu chirurgico.
   2. Aprire tutti gli strumenti sterilizzati sul tetto sterile. Utilizzare guanti sterili per evitare la rottura della sterilità durante questo passaggio.
   3. Riempire una ciotola in acciaio inox con il 70% di etanolo e mettere da parte. Questo sarà usato per pulire gli strumenti tra gli animali.
   4. Attivare lo sterilizzatore a micropiuma e lasciare raffreddare a 150 ° C. Questo sarà utilizzato anche per pulire gli strumenti tra gli animali. Se effettui interventi su più di 5 topi, assicuratevi di cambiare gli strumenti in un nuovo kit sterile.
3. Configurazione del trasduttore
   1. Collegare un trasduttore sterile, tubo PE-50, due aghi 23G e un luer maschio-maschio e un rubinetto a tre vie. ⁶
   2. Calibrare e rimuovere il trasduttore per istruzioni del produttore.

Procedura chirurgica di Lacerazione del fegato

1. Induzione e posizionamento di anestesia
2. Iniettare il pentobarbital sodico intraperitonealmente alla dose di 70 mg / kg. L'anestesia dovrebbe avere effetto tra 5-10 minuti; Valutare la profondità dell'anestesia con un pizzico di punta. Se il mouse ha risposta al pizzico del piede, è necessario un tempo aggiuntivo o anestesia. Se durante la procedura è necessaria un'anestesia aggiuntiva, completare pentobarbital sodico. Non somministrare integratori in quantità superiori a 0,05 ml per prevenire il sovradosaggio.
3. Dopo che il mouse è completamente sotto l'anestesia, posizionare il mouse supino su una scheda chirurgica. Fissare tutti i quattro arti del mouse sulla scheda con nastro.
4. Rasare l'addome e gli ingombri bilaterali con un rasoio.
5. Immergere la garza sterile con betadina e applicare all'addome e alle intestine bilaterali per la chirurgia. Per esperimenti di sopravvivenza, preparare l'addome e gli inguine con betadina seguita da etanolo per un totale di tre cicli di preparazione.
6. Inserire una sonda di temperatura rettale per monitorare la temperatura del cuore durante tutta la procedura. Tenere il cTemperatura del minerale tra 35-37 ° C.

Arteria femorale e cannulazione venosa

1. Per il set-up del catetere venoso: riempire il tubo PE-10, un ago da 30 G e un rubinetto a tre vie con la soluzione di Lactated Ringer da una borsa IV.
2. Per il set-up del catetere arterioso: riempire il tubo PE-10 e l'ago 30G con salina eparinizzata (diluizione 1:10 di 1.000 U di eparina). È necessaria la salina eparina per prevenire il coagulazione.
3. Posizionare il mouse sotto un microscopio di dissezione.
4. Fai un'incisione longitudinale di 4-5 millimetri sopra il muscolo dell'inguine utilizzando le forbici chirurgiche Iris. Usando le pinze Dumont afferrare il tessuto adiposo collegato al muscolo adductor e tirare lateralmente per un'esposizione pulita del fascio femorale. Non dissectare attraverso il tessuto adiposo in quanto ciò porterà a lesioni vascolari.
5. Separare con cura il nervo dall'arteria e dalla vena con la pinza Dumont. C'è un rilievo di grasso adiacente al nervo. Prendi questo con un Dumont forcep anD tirare lateralmente; Questo tira fuori il nervo dall'arteria creando un piano per la dissezione. Con l'altro Dumont forcep si disseccano con estrema facilità il tessuto connettivo tra il nervo e l'arteria.
   1. Non afferrare il nervo durante questa parte della dissezione.
6. Loop tre suture di seta 6-0 intorno all'arteria e vena prossimale al profunda femoris decollare.
   1. Posizionare la sutura 1 in modo più prossimale e lasciare sciolta.
   2. Posizionare la sutura 2 più distalmente e legare immediatamente.
   3. Posizionare la sutura 3 tra sutura 1 e 2 e lasciarla allentata.
7. Fare un'arteriotomia sulla superficie ventrale del vaso. L'uso di forbici microvascolari è raccomandato per evitare l'attraversamento della vasca per evitare l'arteriotomia.
8. Inserire il catetere a tre vie nell'arteria. Fissare immediatamente la Sutura 1 e 2 per fissare il catetere in posizione.
9. Collegare il catetere a tre vie al trasduttore e raccogliere i dati della pressione sanguigna di base.
10. Ripetere i passaggi 2.2.4 - 2.2.6 sull'inguine opposto. Canottare la vena femorale in modo simile all'arteria. Eseguire una venotomia sulla superficie ventrale del vaso seguita dall'inserzione del catetere. Questo catetere può essere utilizzato per somministrazione di fluidi o farmaci.

Lacerazione del fegato

1. Pre-pesare un tubo contenente 0,5 mL di PBS, tre triangoli di assorbimento e una barca di pesatura per mouse.
2. Effettuare un'incisione laparotomia midline ventrale partendo dal processo xiphoid e estendentesi caudalmente per consentire l'esposizione del fegato completamente.
3. Inserire un triangolo di assorbimento nell'addome contro la parete addominale destra. Ripetere sul lato sinistro.
   1. Assicurarsi che il triangolo di assorbimento sia lontano dal fegato per evitare un effetto emostatico di imballaggio dopo che il fegato è lacerato.
4. Prendete con attenzione il lobo sinistro del fegato e lacerate il 75% del lobo con le forbici chirurgiche Iris. Mettere il laceratoSegmento d in un tubo contenente PBS.
5. Chiudere la parete addominale con le graffette tramite un applicatore di graffette. Afferrare la pelle e il muscolo insieme e sparare il fiocco. Fai questo il più rapidamente possibile dopo lacerazione del fegato per evitare la perdita di sangue al di fuori dell'addome. Negli esperimenti di sopravvivenza, l'addome è chiuso in due strati. Una sutura assorbibile in esecuzione per il muscolo seguita da uno strato di sutura non assorbibile per la pelle fornisce una chiusura adeguata.
6. Per i topi che sono per il tempo di sopravvivenza più di 30 minuti i cateteri femorali devono essere rimossi, l'arteria e la vena legati con la sutura 3 dalla fase 2.2.6. I ginocchi laterali sono quindi chiusi in due strati come descritto nel passaggio precedente.
7. Dopo un periodo di tempo specifico per l'emorragia (da 30 minuti a 72 h), togliere le graffette. Rimuovere i triangoli di assorbimento e mettere in corrispondenti barche pesate pre-pesate. Utilizzare ulteriori triangoli di assorbimento per assorbire eventuali sangue non assorbito.

Cura postoperatoria

1. Lasciare i topi che devono essere sacrificati a 30 minuti sulla scheda chirurgica e sotto costante monitoraggio e sotto anestesia completa fino al momento del sacrificio. I topi vengono eutanizzati con una combinazione di puntura cardiaca e un sovradosaggio di isoflurano inalato.
2. Metti i topi che sono per più tempo di sopravvivenza punti in una gabbia di recupero in cima a un rilievo di riscaldamento circolante con acqua. Monitorare costantemente i topi durante il recupero e non lasciare incustoditi fino a quando non riesumano la coscienza per mantenere la ricostruzione sternale. Rimettere il mouse allo spazio di gabbia con altri topi solo dopo aver recuperato dall'anestesia.
3. Somministrare analgesia postoperatoria con 0.1 mg / kg di buprenex mediante iniezione sottocutanea una volta svegliata da anestesia e ogni 12 h dopo fino all'ora del sacrificio.
4. Consentire ai topi di accedere gratuitamente al cibo e all'acqua dopo che saranno restituiti al loroNormali gabbie post-operative.
5. Al momento del sacrificio per topi di sopravvivenza, l'anestesia viene eseguita con isoflurano inalato. Una volta sottoposta a anestesia, il sangue viene raccolto tramite una punzonatura cardiaca destra, la perdita di sangue viene registrata come sopra descritto e infine l'eutanasia è assicurata con un sovradosaggio di isoflurano.

Representative Results

Il modello di lacerazione del fegato produce una perdita di sangue riproducibile e coerente nei topi. La figura 1A mostra il peso coerente del fegato lacerato che può essere ottenuto con una deviazione standard di soli 0,02 g. Questa coerenza nel peso fegato lacerato consente la capacità di riprodurre il modello tra i topi e in differenti configurazioni sperimentali come diversi protocolli resuscitativi. Inoltre, il peso riproducibile del fegato lacerato, con un errore standard di soli 0,01 g, fornisce un modello più standard per l'emorragia incontrollata che è spesso difficile da ottenere nei modelli animali.

La validazione degli effetti sanguinanti di diversi protocolli di trattamento nel modello è dimostrata nella figura 1B . I topi sono stati pre-trattati con eparina (66 unità, come un controllo positivo per la perdita di sangue), o l'acido anti-fibrinolitico, tranexamico (TXA) (come unControllo negativo) e una nanoparticola pro-emostatica convalidata precedentemente testata nei test di sanguinamento delle vene della coda murina. Questi risultati dimostrano la capacità di questo modello di essere utilizzato per valutare gli effetti emostatici o anticoagulanti nel quadro della emorragia.

L'emorragia non controllata è spesso accompagnata da alterazioni emodinamiche importanti per monitorare. Nella figura 2 la pressione arteriosa media (MAP) dei topi individuali dopo lacerazione del fegato dimostra che la caduta precipitosa e riproducibile in MAP dopo lacerazione è stata eseguita con conseguente stato di shock emorragico. Questo è importante poiché consente gli effetti emodinamici di diverse misure resuscitative o interventistiche e consente un'importante comprensione della fisiologia che circonda varie condizioni sperimentali. Mentre ci sono effetti emodinamici significativi a seguito della lacerazione epatica abbiamo trovato tIl modello può essere utilizzato per valutare gli effetti di sopravvivenza poiché il modello è stato valutato a 72 h con una sopravvivenza del 56% in questo momento ( Figura 3 ).

Figura 1: Validazione della Lacerazione del Fegato. ( A ) Pesi rappresentativi del fegato tranciato. Il peso medio del fegato era 0,26 g con una deviazione standard di 0,02 g ed un errore standard della media di 0,01 g. Questi risultati dimostrano la consistenza che si può ottenere con la stima visiva della nostra lacerazione del 75%. ( B ) La perdita di grasso in grammi dopo il pretrattamento con eparina, acido tranexamico e una nanoparticella hemostatica precedentemente convalidata. La perdita di sangue media era rispettivamente di 1,6, 0,60 e 0,65 g. Questi risultati convalidano l'utilità di questo modello per testare gli effetti emostatici o anticoagulanti di un farmaco.

Figura 2: Pressione sanguigna media arteriosa dopo Lacerazione del fegato. I tracciati grafici dei topi individuali significano tracciati di sangue arterioso per più di 20 minuti che subiscono un'operazione di truffa o lacerazione epatica. La lacerazione del fegato è seguita da una caratteristica e precipitosa diminuzione della pressione media arteriosa media (MAP) dei topi che è assente nei topi operati a trucco.

Figura 3: Curva di sopravvivenza Kaplan-Meier dopo Lacerazione del fegato. La 72 ore di sopravvivenza in topi che hanno subito lacerazione epatica senza alcun trattamento è stata trovata pari al 56%.

Discussion

Il modello di lacerazione del fegato murino qui descritto fornisce un modello affidabile e coerente di emorragia incontrollata. Questo modello è semplice da eseguire ma ci sono importanti passaggi che richiedono una considerazione meticolosa. La parte più tecnicamente impegnativa del modello è la cannulazione dei vasi femorali per il monitoraggio emodinamico e la somministrazione di fluido / farmaco. La cura deve essere presa durante la dissezione del nervo e dell'arteriotomia / venotomia. È importante non toccare il nervo durante la dissezione dei vasi per evitare danni al nervo e possibili paralisi, in particolare per i modelli di sopravvivenza. L'arteriotomia e la venotomia richiedono una delicata manipolazione del vaso. Si consiglia l'uso di forbici microvascolari per impedire la transizione accidentale della nave.

Mentre la lacerazione del fegato è meno tecnicamente impegnativa, è importante essere coerenti nella parte del modello per garantire una emorragia riproducibile e coerente inil topo. Il nostro modello è stato sviluppato con l'intento di testare agenti emostatici proattivi in ​​rianimazione e quindi un'importante considerazione di posizionamento prevede che i triangoli di assorbimento siano posizionati lontano dal sito della lacerazione per evitare un imballaggio o un effetto emostatico meccanico. Evita la manipolazione inutile di altri organi e di altri lobi del fegato per evitare danni accidentali o sanguinamenti durante questa parte dell'intervento. L'addome deve essere rapidamente chiuso dopo lacerazione per evitare la perdita di sangue al di fuori dell'addome.

I topi dovrebbero essere monitorati attentamente per tutta la procedura, ma soprattutto dopo la lacerazione viene eseguita a causa dei significativi cambiamenti emodinamici che essi sperimentano come abbiamo dimostrato in Figura 2 . La nostra esperienza con questi cambiamenti emodinamici significativi è che il mouse è improbabile sopravvivere se la MAP scende sotto i 10mmHg per> 30 s e raccomandiamo il sacrificio del mouse in cui questa occUrs. Se un fluido o un farmaco deve essere sottoposto a test per i suoi effetti emostatici, si consiglia di somministrare presto dopo lacerazione, in quanto i topi tendono ad aggravare rapidamente l'area lacerata. L'utilizzo della gestione del dolore è essenziale se è interessato a svolgere punti di osservazione più lunghi di quanto qui descritto. Inoltre, gli arti posteriori dovrebbero essere monitorati per segni di ischemia dopo la legatura dei vasi femorali. A causa della vasta esperienza con queste procedure chirurgiche, l'incidenza di questa complicazione nel nostro laboratorio è inferiore all'1% di tutti gli animali testati. ^{4 , 6}

Questo modello presenta una serie di importanti limitazioni, tra cui l'aspetto della emorragia incontrollata. Mentre vediamo emorragie coerenti nei topi in termini di perdita di sangue alcuni topi rispondono in modo diverso e muoiono rapidamente dopo lacerazione. Un'altra limitazione nel modello è la dimensione della lacerazione epatica. Mentre i nostri dati dimostrano un errore standard ridottoR nel peso del fegato resecato, quando eseguito da individui diversi, esiste certamente la possibilità di una maggiore variabilità nella dimensione della resezione e quindi di emorragia. Inoltre, la curva di apprendimento per la dissezione microvascolare e la cannulazione può essere tecnicamente impegnativa e stimoliamo una curva di apprendimento di 50 animali dalla nostra esperienza, con una curva di apprendimento stimata di 10 topi per la riproducibilità della lacerazione epatica come descritto. Dalla nostra esperienza si può prevedere una sopravvivenza del 56% a 72 ore. Quando si esegue il modello per l'analisi di sopravvivenza, l'attenzione per il recupero da anestesia e la corretta gestione del dolore sono cruciali. Nel nostro modello attuale, non abbiamo eseguito alcun rianimazione supplementare o rianimazione del farmaco ai topi oltre a ciò che ricevono prima della lacerazione epatica. È importante notare che gli animali dovrebbero essere monitorati da vicino per segni di sofferenza nella parte di sopravvivenza del modello e trattati in modo appropriato per il dolore. Pentobarbital è la nostra anestesiaTic di scelta per i punti di tempo che ci interessavano, ma altre possibili scelte di anestesia sono possibili e possono influire sui risultati. Il controllo del dolore è importante per monitorare in modo che i topi siano in grado di mangiare e bere liberamente, che se non controllati possono portare a variabilità al di fuori dell'emorragia e del trattamento di interesse. Questo modello si presta anche ad essere combinato con altri modelli come una lesione del tessuto molle, pseudofrattura o un modello polytrauma. Inoltre, questo modello potrebbe facilmente essere adattato per studiare gli effetti degli agenti emostatici topici rispetto a quelli endovenosi. Molte modifiche alternative di questo modello sono possibili, ma rimangono instaurate. Anche se gli animali in questo modello sono stati abbinati per età e peso, è possibile che animali di pesi diversi possono essere utilizzati e la dimensione della lacerazione del fegato scelto in base al peso. Risultati simili possono essere attesi dalla lacerazione dello splenic per gli investigatori che non vogliono nuocere al fegato a seconda dell'endpoint degli interessi. Incontro simileI modelli di emorragia guidati sono stati utilizzati in altri animali ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 che} forniscono potenziali modifiche alternative al presente modello. Infine, la dimensione della lacerazione può essere aumentata per massimizzare la perdita di sangue, tuttavia abbiamo trovato che ciò aumenta notevolmente la mortalità e che il danno alle principali vene epatiche con modelli estesi ha un grado di variabilità maggiore.

Il fegato è stato usato in precedenti modelli incontrollati; Tuttavia, la maggior parte di questi modelli sono stati eseguiti in un modello di ratto. Il nostro sviluppo di un modello di lacerazione epatica incontrollata nei topi consente agli investigatori di approfittare della ricchezza di razze geneticamente modificate. Altri vantaggi dei modelli murini includono la capacità di eseguire test ad alta velocità, economicità e facilità di gestione.Il nostro modello consente il monitoraggio emodinamico, la quantificazione della perdita di sangue e la valutazione della mortalità che gli studi precedenti spesso includono solo uno di questi aspetti di valutazione. Siamo in grado di eseguire questo modello su più mouse contemporaneamente, consentendo non solo il rendimento elevato ma diminuita la variabilità del modello.

In conclusione, qui presentiamo un modello riproducibile di emorragia incontrollata che utilizza una lacerazione epatica standard in un modello murino. Il nostro modello è l'ideale per la valutazione di nuovi farmaci emostatici nell'ipotesi di emorragia o trauma e può essere utilizzata in una valutazione a breve termine della perdita di sangue o effettuata per valutare gli effetti di sopravvivenza.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
SS/45 dumonts	Fine Science Tools	11203-25
surgical scissors	Fine Science Tools	14068-12
hemostats	Fine Science Tools	13009-12
microscissors	Fine Science Tools	15000-08
0.8 mm curved forceps	Fine Science Tools	11009-13
suture reel 6-0	Fine Science Tools	18020-60
suture 4-0 silk w/ needle	Owens Minor	K188H
gauze 4 x 4	can be purchased through any global vendor
cotton-tip applicator	can be purchased through any global vendor
30 G needle	can be purchased through any global vendor
23 G needle	can be purchased through any global vendor
10 cc syringe	can be purchased through any global vendor
50 cc conical tube	can be purchased through any global vendor
1 cc syringe w/ 25G needle	Fisher Scientific	14-826-88
Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)	Fisher Scientific	14-170-12P
Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)	Fisher Scientific	14-170-12B
3-way stopcock	Fisher Scientific	NC9779127
surgical blue pad	Fisher Scientific	50-7105
Sterile Field dressings	Fisher Scientific	NC9517505
tape rolls 1"	Corporate Express	MMM26001
straight side wide mouth jars	VWR	159000-058
stainless steel tray 8" x 11"	VWR	62687-049
male-male leur lock 3-way	VWR	20068-909
sterilization pouch 3" x 8"	VWR	24008
sterilization pouch 5" x 10"	VWR	24010
absorption triangles	Fine Science Tools	18105-03
7 mm wound clip applier	Fisher Scientific	E0522687
1,000 7 mm wound clips	Fisher Scientific	E0522687
betadine (4 oz)	can be purchased through any global vendor
sterile gloves	can be purchased through any global vendor
eppendorfs	can be purchased through any global vendor
1/2 cc Lo-Dose insulin syringe	Fisher Scientific	12-826-79
small weigh boat	can be purchased through any global vendor
lactated ringers	can be purchased through any global vendor
hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl)	can be purchased through any global vendor
phosphate buffered saline	can be purchased through any global vendor
pentobarbital	can be purchased through any global vendor
Wild M650 microscope w/ boom stand	Leica
Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator	Micro-Med	SYS-400
TXD-310 (Digi-Med Transducer)	Micro-Med	TXD-300
Computer	Dell
microbead instrument sterilizer	VWR	11156-002
Oster A5 clippers w. size 40 blade	VWR	10749-020
circulating heating pad 18 x 26	Harvard	py872-5272
rectal thermometer	Kent Scientific	RET-3