Summary
Ukontrollert blødning, en viktig årsak til dødelighet blant traumapasienter, kan modelleres ved bruk av en standard leverlacerasjon i en murin modell. Denne modellen resulterer i konsekvent blodtap, overlevelse og muliggjør testing av hemostatiske midler. Denne artikkelen gir trinnvis prosess for å utføre denne verdifulle modellen.
Abstract
Ukontrollert blødning er en viktig årsak til forebyggbare dødsfall blant traumapasienter. Vi har utviklet en murin modell av ukontrollert blødning via leverskade som resulterer i konsistent blodtap, hemodynamiske forandringer og overlevelse.
Mus gjennomgår en standard reseksjon av leverens venstre-midterste lobe. De får lov til å bløde uten mekanisk inngrep. Hemostatiske midler kan administreres som forbehandling eller redningsterapi, avhengig av etterforskerens interesse. Under blødningstiden utføres realtids hemodynamisk overvåking via en venstre femoral arteriell linje. Musene blir deretter ofret, blodtap kvantifiseres, blod samles inn for videre analyse, og organer høstes for analyse av skade. Eksperimentell design er beskrevet for å muliggjøre samtidig testing av flere dyr.
Leverblødning som modell for ukontrollert blødning finnes iN litteraturen, primært i rotte- og svinemodeller. Noen av disse modellene benytter hemodynamisk overvåking eller kvantifiserer blodtap, men mangler konsistens. Den foreliggende modellen inkorporerer kvantifisering av blodtap, sanntidshemodynamisk overvåkning i en murin modell som gir fordelen av å bruke transgene linjer og en høy gjennomstrømningsmekanisme for å undersøke de patofysiologiske mekanismer ved ukontrollert blødning.
Introduction
Traumer er den ledende dødsårsaken og funksjonshemming blant unge mennesker over hele verden. 1 Ukontrollert blødning er fortsatt en ledende årsak til dødelighet blant alvorlig skadede traumapasienter. 2 Behandling av hemorrhaging trauma pasienten er to ganger: kontroll av kirurgisk blødning, og gjenopplivning og erstatning av fortapt blod.
Dyrmodeller av hemorragisk sjokk har vært hjørnesteinen i traumavirus og kan brukes i evalueringen av patofysiologien og behandling av traumatisk / hemorragisk sjokk. 3 , 4 Shock i dyremodeller kan oppnås i stor grad ved to metoder: kontrollert blødning og ukontrollert blødning. 5 , 6 Kontrollert blødning utføres ved fjerning av et fast volum blod eller ved blodfjerning for å oppnå et bestemt blodtrykk (fast trykk). MensSe modeller er nyttige i evalueringen i mekanismer og immunforandringer i hemoragisk sjokk, de er ikke anvendelige for testing av hemostatiske midler og etterligner ikke det kliniske scenariet for blødning etter traumer. I denne grad søkte vi å utvikle en modell for ukontrollert blødning som ville tillate oss å teste hemostatiske forandringer og prokoaguleringsmidler i en murin modell. Leveren er et attraktivt alternativ for ukontrollert blødning delvis på grunn av den doble blodtilførselen til leveren, og det er et av de mest skadede intrabdominale organene i både stump og gjennomtrengende traumer. Gitt den høye kliniske relevansen, har leveren blitt brukt som en modell for ukontrollert blødning, oftest hos rotte- og svinemodeller, men nylig i primater også. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 13 , 14
Rotte- og svinemodellene av ukontrollert leverblødning, men verdifull i å se på gjenoppliving og hemodynamisk overvåking, er mindre fordelaktige enn en murinmodell av forskjellige årsaker som kostnad, antall dyr som benyttes, og viktigere er den relative mangelen av transgene linjer som er tilgjengelige for analyse Av spesifikk cellulær og molekylær signalering. Den nåværende murinmodellen deler viktige likheter med eksisterende leverblødningsmodeller, inkludert standardisert leverlakering, blodkvantifisering, hemodynamisk overvåking og evnen til å utføre overlevelsesanalyse. Mange eksisterende modeller inneholder bare noen av disse aspektene, mens modellen vår ble utviklet for å måle mange av de fysiologiske variableneBles samtidig og i flere mus. I tillegg åpner utviklingen av en murin modell døren til undersøkelser utover gjenopplivning og inn i større patofysiologiske mekanismer ved ukontrollert blødning med potensialet til en kostnadseffektiv, høy gjennomstrømningsmodell ved bruk av avanserte molekylære teknikker.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Mus ble plassert i samsvar med University of Pittsburgh (Pittsburgh, PA, USA) og National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD, USA) retningslinjer for dyrepleie i spesifikke patogenfrie forhold med 12 h lysmørke sykluser og fri tilgang til Standard fôr og vann. Alle dyreforsøk ble godkjent og utført i samsvar med retningslinjene fra Animal Research and Care Committee ved University of Pittsburgh.
1. Kirurgisk felt- og instrumentoppsett
- Steriliser alle kirurgiske instrumenter, sutur, gasbind, bomullstipsapplikatorer, rør og rørkoblinger før prosedyren.
- Steriliser kirurgiske instrumenter, sutur, gasbind og bomullstipsapplikatorer i en autoklav. Steriliser rør og rørkoblinger med etylenoksid.
- Kirurgisk felt
- Slå på en sirkulerende varmepute og sett til 37 ° C. Plasser en surgiCal blue pute på toppen av den og deretter en steril drap på toppen av den kirurgiske blå puten.
- Åpne alle steriliserte instrumenter på den sterile draperen. Bruk sterile hansker for å unngå sterilitet i løpet av dette trinnet.
- Fyll en rustfritt stålskål med 70% etanol og sett til side. Dette vil bli brukt til å rengjøre instrumenter mellom dyr.
- Slå på mikrobeadsterilisatoren og la den varme opp til 150 ° C. Dette vil også bli brukt til å rengjøre instrumenter mellom dyr. Hvis du utfører kirurgi på mer enn 5 mus, må du endre instrumentene til et nytt sterilt sett.
- Transduseroppsett
- Koble til en steril transduser, PE-50 rør, to 23G nåler og mannlig luer, og en treveis stoppeklokke. 6
- Kalibrere og nullfør transduceren per produsentens instruksjoner.
2. Lever Laceration Kirurgisk Prosedyre
- Anestesi Induksjon og Posisjonering
- Injiser natriumpentobarbital intraperitonealt ved dose på 70 mg / kg. Anestesi bør tre i kraft mellom 5-10 minutter; Vurder dybde av anestesi med tå klype. Hvis musen har respons på tåp, er det nødvendig med ekstra tid eller anestesi. Hvis det er behov for ytterligere anestesi under prosedyren, må du fylle natriumpentobarbital. Ikke gi kosttilskudd i større mengder enn 0,05 ml for å unngå overdose.
- Etter at musen er helt under anestesi, plasser musen på ryggen på en kirurgisk brett. Fest alle fire lemmer av musen til brettet med tape.
- Barber magen og bilaterale lyskene med en barberhøvel.
- Sug steril gaze med betadin og søk på magen og bilaterale lysken for kirurgi. For overlevelse eksperimenter, prep abdomen og groins med betadin etterfulgt av etanol for totalt tre prep sykluser.
- Sett inn en rektal temperatursonde for å overvåke kjernetemperaturen gjennom hele prosedyren. Hold cMalm temperatur mellom 35-37 ° C.
- For venøs kateteroppsett: fyll PE-10 rør, en 30 G nål og en treveis stoppeklokke med Lactated Ringer-løsning fra en IV-veske.
- For arteriell kateteroppsett: fyll PE-10 rør og 30G nål med heparinisert saltvann (1:10 fortynning av 1000 U heparin). Heparin-saltløsning er nødvendig for å forhindre koagulering.
- Plasser musen under et dissekeringsmikroskop.
- Lag et 4-5 mm langsgående snitt over lyskemuskelen ved hjelp av kirurgisk iris saks. Ved hjelp av Dumont tangen griper fettvevet koblet til adduktormuskelen og trekker sidelengs for en ren eksponering av femoralbunten. Ikke disseker gjennom fettvev, da dette vil føre til vaskulær skade.
- Nøye disses nerve vekk fra arterien og venen med Dumont tangen. Det er en feit pute i nærheten av nerven. Ta tak i dette med en Dumont Forcep anD trekk lateralt; Dette trekker nerven vekk fra arterien og skaper et plan for disseksjon. Med annen Dumont Forcep dissekerer du bindevevet mellom nerve og arterie.
- Ikke ta nerveren under denne delen av disseksjonen.
- Loop tre 6-0 silke suturer rundt arterien og venen proximal til profunda femoris ta av.
- Plasser sutur 1 mest proximalt og la løs.
- Plasser sutur 2 mest distalt og binde umiddelbart.
- Plasser sutur 3 mellom sutur 1 og 2 og legg løs.
- Lag en arteriotomi på den ventrale overflaten av fartøyet. Bruk av mikrovaskulær saks anbefales å gjøre arteriotomi for å unngå transsjon av fartøyet.
- Sett treveiskateteret inn i arterien. Slå straks av sutur 1 og 2 for å feste kateteret på plass.
- Koble treveiskateteret til transduseren og samle inn blodlinjens data på grunnlinjen.
- Gjenta trinn 2.2.4 - 2.2.6 på motsatt lyske. Kannuler lårbenen på en lignende måte som arterien. Utfør en venotomi på den ventrale overflaten av fartøyet etterfulgt av kateterinnføring. Dette kateteret kan benyttes for væske- eller legemiddeladministrasjon.
- Forveie et rør som inneholder 0,5 ml PBS, tre absorpsjonstriangler, og en veier båt per mus.
- Lag en ventral midtlinje laparotomi snitt som starter ved xiphoid prosessen og strekker seg caudalt for å tillate eksponering av leveren helt.
- Sett inn en absorpsjonstriangel i magen mot høyre bukvegg. Gjenta på venstre side.
- Sørg for at absorpsjonstriangelet er borte fra leveren for å unngå en hemostatisk effekt etter at leveren er lacerert.
- Ta forsiktig den venstre midterste lobe i leveren og lakk 75% av lobe med kirurgisk iris saks. Plasser laceratetD-segmentet i et rør som inneholder PBS.
- Lukk bukveggen med stifter via en stiftapplikator. Ta tak i huden og musklene sammen og brann stiften. Gjør dette så raskt som mulig etter leverskade for å unngå blodtap utenfor magen. I overlevelsesforsøk er magen lukket i to lag. En løpende absorberbar sutur for muskelen etterfulgt av et løpende lag av ikke-absorberbar sutur for huden gir tilstrekkelig lukking.
- For mus som er for å overleve tidspunkter som er lengre enn 30 minutter, skal lårkatetrene fjernes, arterien og venen bundet med sutur 3 fra trinn 2.2.6. Bilaterale groins blir deretter lukket i to lag som beskrevet i forrige trinn.
- Etter en bestemt tid av interesse for blødning (30 min opp til 72 timer), fjern stifterne. Fjern absorpsjonstrianglene og sett inn i tilsvarende forveide veierbåter. Bruk ekstra absorpsjonstriangler for å suge opp uabsorbert blod.
- La musene som skal ofres på 30 minutter på kirurgisk bord og under konstant overvåkning og under fullbedøvelse til offertidspunktet. Mus er euthanisert med en kombinasjon av hjertepunktur og en overdose av inhalert isofluran.
- Plasser mus som har lengre overlevelsestidspunkt i en gjenopprettingsbur på toppen av en vannsirkulerende varmepute. Kontroller konstant musene under utvinning og ikke la være uten tilsyn før de gjenvinner bevisstheten for å opprettholde sternal recumbency. Gå tilbake med musen for å bære plass med andre mus bare når den har gjenopprettet fra anestesi.
- Administrer postoperativ analgesi med 0,1 mg / kg buprenex via subkutan injeksjon en gang vekk fra anestesi og hver 12. time etter til offertidspunktet.
- Tillat mus fri tilgang til mat og vann etter at de er returnert til deresNormale burene postoperativt.
- På tidspunktet for ofre for overlevelsesmus, utføres anestesi med inhalert isofluran. En gang under anestesi oppsamles blod via et hjertepunkts hjertepunkt, blodtap registreres som beskrevet ovenfor, og til slutt er eutanasi forsikret ved overdosering av isofluran.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Leverlacerasjonsmodellen resulterer i reproduserbart og konsistent blodtap i mus. Figur 1A demonstrerer den konsistente vekten av lacerert leveren som kan oppnås med en standardavvik på bare 0,02 g. Denne konsistensen i lacerert levervekt gjør det mulig å reprodusere modellen mellom mus og i forskjellige eksperimentelle oppsett som forskjellige resuscitative protokoller. I tillegg gir den reproduserbare vekten av den lacererte leveren, med en standardfeil på bare 0,01 g, en mer standard modell for ukontrollert blødning som ofte er vanskelig å oppnå i dyremodeller.
Validering av blødningseffekter av forskjellige behandlingsprotokoller i modellen er vist i figur 1B . Mus ble forhåndsbehandlet med heparin (66 enheter, som en positiv kontroll for blodtap), eller anti-fibrinolytisk, tranexaminsyre (TXA) (som enNegativ kontroll), og en validert pro-hemostatisk nanopartikkel som tidligere ble testet i murine haleveinblødningsanalyser. 15 Disse resultatene demonstrerer evnen til denne modellen til å bli brukt til å vurdere de hemostatiske eller antikoagulerende effektene ved blødningstilstanden.
Ukontrollert blødning ledsages ofte av hemodynamiske forstyrrelser som er viktige for å overvåke. I figur 2 viser det gjennomsnittlige arterielle blodtrykket (MAP) hos enkelte mus som følge av leverskader, at utfelt og reproducerbart fall i MAP etter at lacerasjonen er utført, resulterer i en hemorragisk sjokkstatus. Dette er viktig da det tillater de hemodynamiske effektene av ulike resuscitative eller intervensjonelle tiltak og muliggjør viktig innsikt i fysiologien rundt ulike eksperimentelle forhold. Selv om det er signifikante hemodynamiske effekter etter leverskade, har vi funnet tHattmodellen kan brukes til å evaluere overlevelseseffekter ettersom modellen har blitt evaluert ut til 72 timer med en overlevelse på 56% på dette tidspunktet ( Figur 3 ).
Figur 1: Lever Laceration Validation. ( A ) Representative vekter av den transekterte leveren. Den gjennomsnittlige levervekten var 0,26 g med en standardavvik på 0,02 g og en standardfeil på gjennomsnittet på 0,01 g. Disse resultatene viser konsistensen som kan oppnås ved visuell estimering av vår 75% lacerasjon. ( B ) Blodtap i gram etter forbehandling med heparin, tranexaminsyre og en tidligere validert hemostatisk nanopartikkel. Gjennomsnittlig blodtap var henholdsvis 1,6, 0,60 og 0,65 g. Disse resultatene bekrefter nytten av denne modellen for å teste hemostatiske eller antikoagulerende effekter av et stoff.
Figur 2: Gjennomsnittlig arteriell blodtrykk etter leverlakerering. Grafiske spor av enkelte mus betyr arterielle blodsporinger i løpet av 20 minutter, som enten gjennomgikk en skyggeoperasjon eller leverskader. Leverlacerasjonen etterfølges av en karakteristisk og utfellende dråpe i det gjennomsnittlige arterielle blodtrykk (MAP) hos musene som er fraværende i skamopererte mus.
Figur 3: Kaplan-Meier Survival Curve etter Liver Laceration. 72 h overlevelsen hos mus som gjennomgikk leverskade uten behandling ble funnet å være 56%.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den murine leveren laceration modell beskrevet her gir en pålitelig, konsekvent modell for ukontrollert blødning. Denne modellen er grei å utføre, men det er viktige skritt som krever grundig vurdering. Den mest teknisk utfordrende delen av modellen er kanylering av femorale karene for hemodynamisk overvåking og væske- / legemiddeladministrasjon. Det må tas forsiktighet under disseksjon av nerve og arteriotomi / venotomi. Det er viktig å ikke berøre nerven under disseksjonen av fartøyene for å unngå å forårsake nerveskader og mulig lammelse, spesielt for overlevelsesmodeller. Den arteriotomi og venotomi krever delikat håndtering av fartøyet. Vi foreslår bruk av mikrovaskulær saks for å forhindre utilsiktet transeksjon av fartøyet.
Mens leverskade er mindre teknisk utfordrende, er det viktig å være konsekvent i delen av modellen for å sikre reproduserbar og konsistent blødning imusen. Vår modell ble utviklet med sikte på å teste pro hemostatiske stoffer i gjenopplivning, og derfor inkluderer en viktig plassering vurdering at absorpsjonstrianglene plasseres vekk fra lacerasjonsstedet for å unngå pakking eller mekanisk hemostatisk effekt. Unngå unødvendig manipulasjon av andre organer og andre lepper i leveren for å forhindre utilsiktet skade eller blødning under denne delen av operasjonen. Magen bør lukkes raskt etter lacerasjonen for å unngå blodtap utenfor magen.
Musene bør overvåkes nøye gjennom hele prosedyren, men viktigst etter at lacerasjonen er utført gitt de betydelige hemodynamiske forandringene de opplever som vi demonstrerte i figur 2 . Vår erfaring med disse signifikante hemodynamiske forandringene er at musen er usannsynlig å overleve hvis deres MAP faller under 10mmHg i> 30 s og vi anbefaler offer av musen der dette forekommerurs. Hvis en væske eller et stoff skal testes for sine hemostatiske effekter, anbefaler vi administrasjon kort tid etter lacerasjonen, da musene har en tendens til å koagulere det lacerated området raskt. Bruk av smertebehandling er viktig hvis du er interessert i å utføre lengre observasjonstidspunkter enn beskrevet her. I tillegg bør baklidene overvåkes for tegn på iskemi etter ligering av lårbenet. På grunn av den omfattende erfaring med disse kirurgiske prosedyrene, er forekomsten av denne komplikasjonen i laboratoriet mindre enn 1% av alle testede dyr. 4 , 6
Denne modellen har en rekke viktige begrensninger, inkludert aspektet ved ukontrollert blødning. Mens vi ser konsistent blødning hos mus i form av blodtap, reagerer noen mus forskjellig og vil dø raskt etter lacerasjonen. En annen begrensning i modellen er størrelsen på leverskade. Mens våre data viser en smal standard erroR i vekten av resektert lever, når det utføres av forskjellige individer, eksisterer det absolutt mulighet for større variabilitet i reseksjonsstørrelse og derfor blødning. I tillegg kan læringskurven for den mikrovaskulære disseksjonen og kanyleringen være teknisk utfordrende, og vi anslår en læringskurve på 50 dyr fra vår erfaring, med en estimert læringskurve på 10 mus for reproduksjonsevne av leverskade som beskrevet. Fra vår erfaring kan en overlevelse på 56% ved 72 timer forventes. Når du utfører modellen for overlevelsesanalyse, er det viktig å ta hensyn til utvinning fra anestesi og riktig smertebehandling. I vår nåværende modell har vi ikke utført noen tilleggsvæske eller medisinsk gjenopplivning til musene utover det de mottar før leverskade. Det er viktig å merke seg at dyr bør overvåkes nøye for tegn på nød i overlevelsesdelen av modellen og behandles hensiktsmessig for smerte. Pentobarbital er vår anestesiTic av valg for tidspunkter vi var interessert i, men andre valg av anestesi er mulige og kan påvirke resultatene. Smerteregulering er viktig å overvåke slik at musene kan fritt spise og drikke, som hvis de ikke kontrolleres, kan føre til variabilitet utenfor blødning og behandling av interesse. Denne modellen tillater også å bli kombinert med andre modeller, for eksempel en myk vevskade, pseudofraktur eller en polytrauma-modell. I tillegg kan denne modellen enkelt tilpasses for å studere effektene av aktuelle hemostatiske stoffer sammenlignet med intravenøs. Flere alternative modifikasjoner av denne modellen er mulige, men forblir uprøvd. Selv om dyr i denne modellen ble matchet for alder og vekt, er det mulig at dyr av forskjellige vekter kunne utnyttes og størrelsen på leverlacerasjonen valgt basert på vekt. Lignende resultater kan forventes fra miltlacerasjon for etterforskere som kanskje ikke vil skade leveren, avhengig av endepunkt av interesser. Lignende uncontrolLedede blødningsmodeller har vært brukt i andre dyr 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12, som gir potensielle alternative modifikasjoner av den foreliggende modell. Endelig kan størrelsen på lacerasjonen økes for å maksimere blodtap, men vi har funnet ut at dette øker dødeligheten betydelig, og at skade på hovedvevene med utvidede modeller har høyere grad av variabilitet.
Leveren har blitt brukt i tidligere ukontrollerte modeller; Imidlertid ble de fleste av disse modellene utført i en rotte modell. Vår utvikling av en ukontrollert leverlakeringsmodell i mus gjør det mulig for forskere å utnytte rikdommen av genmodifiserte raser. Andre fordeler med murine modeller inkluderer evnen til å utføre høy gjennomputstesting, kostnadseffektivitet og enkel håndtering.Vår modell tillater hemodynamisk overvåking, kvantifisering av blodtap og vurdering av dødelighet, som tidligere studier ofte bare inkluderer et av disse aspektene av evaluering. Vi kan utføre denne modellen på flere mus samtidig som det ikke bare gir høy gjennomstrømning, men redusert variasjon i modellen.
Til slutt presenterer vi her en reproduserbar modell for ukontrollert blødning ved bruk av en standard leverlacerasjon i en murin modell. Vår modell er ideell for evaluering av nye hemostatiske stoffer ved blødning eller traumer, og kan brukes ved en korttidsevaluering av blodtap eller utført for å evaluere overlevelseseffekter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen økonomiske konkurrerende interesser å erklære.
Acknowledgments
Arbeidet med dette manuskriptet ble støttet av finansiering til Dr. Neal av Vaskulærmedisininstituttets pilotprosjekt i hemostase og vaskulærbiologi (P3HVB) og AAST Research fellesskap. Dette arbeidet støttes av amerikanske National Institutes of Health-stipend 1 R35 GM119526-01 og UM1HL120877-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SS/45 dumonts | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| surgical scissors | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| hemostats | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| microscissors | Fine Science Tools | 15000-08 | |
| 0.8 mm curved forceps | Fine Science Tools | 11009-13 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 silk w/ needle | Owens Minor | K188H | |
| gauze 4 x 4 | can be purchased through any global vendor | ||
| cotton-tip applicator | can be purchased through any global vendor | ||
| 30 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 23 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 10 cc syringe | can be purchased through any global vendor | ||
| 50 cc conical tube | can be purchased through any global vendor | ||
| 1 cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars | VWR | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3" x 8" | VWR | 24008 | |
| sterilization pouch 5" x 10" | VWR | 24010 | |
| absorption triangles | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| 7 mm wound clip applier | Fisher Scientific | E0522687 | |
| 1,000 7 mm wound clips | Fisher Scientific | E0522687 | |
| betadine (4 oz) | can be purchased through any global vendor | ||
| sterile gloves | can be purchased through any global vendor | ||
| eppendorfs | can be purchased through any global vendor | ||
| 1/2 cc Lo-Dose insulin syringe | Fisher Scientific | 12-826-79 | |
| small weigh boat | can be purchased through any global vendor | ||
| lactated ringers | can be purchased through any global vendor | ||
| hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl) | can be purchased through any global vendor | ||
| phosphate buffered saline | can be purchased through any global vendor | ||
| pentobarbital | can be purchased through any global vendor | ||
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| microbead instrument sterilizer | VWR | 11156-002 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18 x 26 | Harvard | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 |
References
- Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy. Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).
- Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal Models for Trauma Research. Shock. 31 (1), 3-10 (2009).
- Darwiche, S. S., et al. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. (50), (2011).
- Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -S., Ayala, A. Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models. Shock. 24, Suppl 1. 33-39 (2005).
- Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock. J Vis Exp. (52), (2011).
- Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens. J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).
- Komachi, T., et al. Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model. J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).
- Orfanos, N. F., et al. The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage. J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).
- Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage. JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).
- Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury. Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).
- Sheppard, F. R., et al. Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage. Shock. 44, 114-122 (2015).
- Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. Development of a murine model of blunt hepatic trauma. Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).
- Vogel, S., et al. Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis. J Clin Invest. 125 (12), (2015).
- Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct. Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).
