Summary
L'hémorragie incontrôlée, une cause importante de mortalité chez les patients traumatisés, peut être modélisée en utilisant une lacération standard du foie dans un modèle murin. Ce modèle entraîne une perte de sang constante, une survie et permet de tester des agents hémostatiques. Cet article fournit le processus étape par étape pour effectuer ce modèle précieux.
Abstract
L'hémorragie incontrôlée est une cause importante de décès évitables chez les patients traumatisés. Nous avons développé un modèle murin d'hémorragie incontrôlée par une lacération du foie qui entraîne une perte de sang constante, des altérations hémodynamiques et une survie.
Les souris subissent une résection standardisée du lobe central gauche du foie. Ils sont autorisés à saigner sans intervention mécanique. Les agents hémostatiques peuvent être administrés comme traitement de prétraitement ou de sauvetage en fonction de l'intérêt de l'investigateur. Pendant le temps de l'hémorragie, on effectue une surveillance hémodynamique en temps réel via une ligne artérielle fémorale gauche. Les souris sont ensuite sacrifiées, la perte de sang est quantifiée, le sang est collecté pour une analyse plus approfondie et les organes sont récoltés pour l'analyse des blessures. La conception expérimentale est décrite pour permettre le test simultané de multiples animaux.
L'hémorragie du foie comme modèle d'hémorragie incontrôlée existe iDans la littérature, principalement dans les modèles de rat et de porc. Certains de ces modèles utilisent la surveillance hémodynamique ou quantifier la perte de sang, mais ils manquent de cohérence. Le modèle actuel comprend la quantification de la perte de sang, la surveillance hémodynamique en temps réel dans un modèle murin qui offre l'avantage d'utiliser des lignes transgéniques et un mécanisme à haut débit pour enquêter davantage sur les mécanismes physiopathologiques de l'hémorragie incontrôlée.
Introduction
Le traumatisme est la principale cause de décès et d'incapacité chez les jeunes du monde entier. 1 L' hémorragie non contrôlée reste la principale cause de mortalité chez les patients traumatisés gravement blessés. 2 La prise en charge du traumatisme hémorragique est double: le contrôle des saignements chirurgicaux et la réanimation et le remplacement du sang perdu.
Les modèles animaux de choc hémorragique ont été la pierre angulaire de la recherche sur les traumatismes et peuvent être utilisés dans l'évaluation de la pathophysiologie et du traitement du choc traumatique / hémorragique. 3 , 4 Les chocs dans les modèles animaux peuvent être atteints largement par deux méthodes: hémorragie contrôlée et hémorragie incontrôlée. 5 , 6 L' hémorragie contrôlée est effectuée par élimination d'un volume fixe de sang ou par prélèvement sanguin pour obtenir une certaine pression artérielle (pression fixe). Tandis que leLes modèles se sont utiles dans l'évaluation des mécanismes et des altérations immunitaires du choc hémorragique, ils ne sont pas applicables aux tests d'agents hémostatiques et ne modifient pas le scénario clinique de l'hémorragie suite à un traumatisme. Dans ce but, nous avons cherché à développer un modèle d'hémorragie incontrôlée qui nous permettrait de tester des modifications hémostatiques et des agents pro-coagulants dans un modèle murin. Le foie est une option attrayante pour une hémorragie incontrôlée en partie en raison de l'apport sanguin double sur le foie et c'est l'un des organes intrabdominaux les plus fréquemment blessés dans les traumatismes contondants et pénétrants. Compte tenu de la pertinence clinique élevée, le foie a été utilisé comme modèle d'hémorragie incontrôlée, le plus souvent chez les modèles de rat et de porc, mais récemment chez les primates. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 13 , 14
Les modèles de rat et de porc de l'hémorragie hémorragique incontrôlée, bien que précieux en ce qui concerne les pratiques de réanimation et la surveillance hémodynamique, sont moins avantageux qu'un modèle murin pour diverses raisons telles que le coût, le nombre d'animaux utilisés et, surtout, le manque relatif de lignes transgéniques disponibles pour l'analyse De signalisation cellulaire et moléculaire spécifique. Le modèle murin actuel présente des similitudes importantes avec les modèles existants d'hémorragie hépatique, y compris la lacération standardisée du foie, la quantification de la perte de sang, le suivi hémodynamique et la capacité d'effectuer une analyse de survie. De nombreux modèles existants ne comportent que certains de ces aspects alors que notre modèle a été développé pour mesurer une grande partie de la variabilité physiologiqueSimultanément et à plusieurs souris. De plus, le développement d'un modèle murin ouvre la porte à des recherches au-delà de la réanimation et à de plus grands mécanismes de pathophysie en hémorragie incontrôlée avec le potentiel d'un modèle rentable à haut débit utilisant des techniques moléculaires avancées.
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Protocol
Les souris ont été logées conformément aux directives de soins aux animaux de l'Université de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, États-Unis) et aux Instituts nationaux de santé (NIH, Bethesda, MD, États-Unis) dans des conditions spécifiques sans pathogène avec 12 h de cycles lumière-obscurité et accès gratuit à Alimentation standard et eau. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées et menées conformément aux lignes directrices énoncées par le comité de recherche et de soins des animaux de l'Université de Pittsburgh.
1. Champ chirurgical et configuration de l'instrument
- Stérilisez tous les instruments chirurgicaux, suture, gaze, applicateurs de coton, tubulures et tubulures avant la procédure.
- Stériliser les instruments chirurgicaux, les sutures, la gaze et les applicateurs de coton dans un autoclave. Stériliser les tubes et les connecteurs de tubes avec de l'oxyde d'éthylène.
- Champ chirurgical
- Allumez un coussin chauffant à circulation d'eau et réglez à 37 ° C. Placez un surgiCal blue pad sur le dessus et ensuite un drap stérile sur le dessus bleu chirurgical.
- Ouvrez tous les instruments stérilisés sur le drap stérile. Utilisez des gants stériles pour éviter de briser la stérilité pendant cette étape.
- Remplissez un bol en acier inoxydable avec 70% d'éthanol et mis de côté. Cela servira à nettoyer les instruments entre les animaux.
- Allumez le stérilisateur de microbilles et laissez chauffer à 150 ° C. Cela servira également à nettoyer les instruments entre les animaux. Si vous effectuez une intervention chirurgicale sur plus de 5 souris, assurez-vous de changer d'instrument pour un nouvel ensemble stérile.
- Installation du transducteur
- Branchez un transducteur stérile, un tube PE-50, deux aiguilles 23G et un luer mâle-mâle et un robinet à trois voies. 6
- Calibrer et zéro le transducteur selon les instructions du fabricant.
2. Traitement chirurgical de la lacération du foie
- Induction et positionnement de l'anesthésie
- Injecter le pentobarbital de sodium par voie intrapéritonéale à la dose de 70 mg / kg. L'anesthésie devrait prendre effet entre 5 à 10 minutes; Évaluer la profondeur de l'anesthésie avec un pincement de l'orteil. Si la souris a répondu à la pincée, un temps supplémentaire ou une anesthésie est nécessaire. Si une anesthésie supplémentaire est nécessaire pendant la procédure, complétez le pentobarbital de sodium. Ne pas donner de suppléments en plus grande quantité que 0,05 mL pour éviter un surdosage.
- Une fois que la souris est complètement sous anesthésie, positionnez la souris en position couchée sur un panneau chirurgical. Fixez les quatre branches de la souris à la carte avec du ruban adhésif.
- Raser l'abdomen et les ailes bilatérales avec un rasoir.
- Faire tremper la gaze stérile avec de la betadine et appliquer sur l'abdomen et les ailes bilatérales pour la chirurgie. Pour les expériences de survie, prépare l'abdomen et les aines avec de la betadine suivie d'éthanol pour un total de trois cycles de préparation.
- Insérez une sonde de température rectale pour surveiller la température de base tout au long de la procédure. Gardez le cTempérature du minerai entre 35-37 ° C.
- Pour la mise en place du cathéter veineux: remplissez le tube PE-10, une aiguille de 30 G et un robinet à trois voies avec la solution de Ringer lacté à partir d'un sac IV.
- Pour la mise en place du cathéter artériel: remplir le tube PE-10 et l'aiguille 30G avec une solution salée héparinée (dilution 1:10 de 1 000 U d'héparine). L'héparine-solution saline est nécessaire pour prévenir la coagulation.
- Placez la souris sous un microscope à dissection.
- Faire une incision longitudinale de 4 à 5 mm sur le muscle de l'aine à l'aide de ciseaux d'iris chirurgicaux. L'utilisation de pinces Dumont saisit le tissu adipeux relié au muscle adducteur et tire latéralement pour une exposition propre du faisceau fémoral. Ne pas disséquer à travers le tissu adipeux car cela entraînera des lésions vasculaires.
- Discute soigneusement le nerf loin de l'artère et de la veine avec la pince Dumont. Il y a un coussinet gras adjacent au nerf. Prenez ceci avec un Dumont forcep anD tire latéralement; Cela attire le nerf de l'artère créant un avion pour la dissection. Avec d'autres Dumont forcep disséquent le tissu conjonctif entre le nerf et l'artère.
- Ne pas saisir le nerf pendant cette partie de la dissection.
- Bouclez trois sutures de soie 6-0 autour de l'artère et de la veine proximale au décollage de la femelle profonde.
- Placez la suture 1 le plus proche et laissez-la.
- Placez la suture 2 le plus distalement et attachez-la immédiatement.
- Placez la suture 3 entre les sutures 1 et 2 et laissez-les lâcher.
- Faire une artériotomie sur la surface ventrale du vaisseau. L'utilisation de ciseaux microvasculaires est recommandée pour provoquer une artériotomie pour éviter la transection du vaisseau.
- Insérez le cathéter à trois voies dans l'artère. Imprimez immédiatement les sutures 1 et 2 pour fixer le cathéter en place.
- Connectez le cathéter à trois voies au transducteur et collectez les données de la tension artérielle de base.
- Répétez les étapes 2.2.4 - 2.2.6 sur l'aine opposée. Canule la veine fémorale d'une manière similaire à celle de l'artère. Effectuer une venotomie sur la surface ventrale du vaisseau suivie de l'insertion du cathéter. Ce cathéter peut être utilisé pour l'administration de fluide ou de médicament.
- Pré-peser un tube contenant 0,5 ml de PBS, trois triangles d'absorption et un bateau de pesée par souris.
- Faire une incision de laparotomie de la ligne médiane ventrale à partir du processus de xyphoïde et s'étendre de manière caudale pour permettre l'exposition complète du foie.
- Insérez un triangle d'absorption dans l'abdomen contre la paroi abdominale droite. Répétez sur le côté gauche.
- Assurez-vous que le triangle d'absorption est éloigné du foie pour éviter un effet hémostatique d'emballage après la détérioration du foie.
- Prenez soigneusement le lobe gauche du milieu du foie et détériorez 75% du lobe avec des ciseaux d'iris chirurgicaux. Placez le laceréD dans un tube contenant du PBS.
- Fermez la paroi abdominale avec des agrafes par l'intermédiaire d'un applicateur de base. Saisissez la peau et les muscles ensemble et essuyez l'agrafe. Faites cela le plus rapidement possible après la lacération du foie pour éviter la perte de sang à l'extérieur de l'abdomen. Dans les expériences de survie, l'abdomen est fermé en deux couches. Une suture absorbable en cours d'exécution pour le muscle suivie d'une couche de suture non absorbable pour la peau assure une fermeture adéquate.
- Pour les souris qui sont pour des temps de survie supérieures à 30 min, les cathéters fémoraux doivent être enlevés, l'artère et la veine liées avec la suture 3 de l'étape 2.2.6. Les ailes bilatérales sont ensuite fermées en deux couches comme décrit dans l'étape précédente.
- Après une période d'intérêt spécifique pour l'hémorragie (30 min jusqu'à 72 h), enlever les agrafes. Retirer les triangles d'absorption et les mettre dans les bateaux de pesée pré-pesés correspondants. Utilisez des triangles d'absorption supplémentaires pour absorber tout sang non absorbé.
- Laissez les souris qui doivent être sacrifiées à 30 min sur le panneau chirurgical et sous surveillance constante et sous anesthésie complète jusqu'au moment du sacrifice. Les souris sont euthanasiées avec une combinaison de ponction cardiaque et un surdosage d'isoflurane inhalé.
- Placez des souris qui sont pour des points de temps de survie plus longs dans une cage de récupération au-dessus d'un coussin chauffant circulant à l'eau. Surveillez constamment les souris pendant la récupération et ne laissez pas sans surveillance jusqu'à ce qu'elles retrouvent conscience pour maintenir le recul sternal. Ne remettez la souris dans l'espace de la cage qu'avec d'autres souris qu'une fois qu'elle a récupéré de l'anesthésie.
- Administrer une analgésie post-opératoire avec 0,1 mg / kg de buprenex par injection sous-cutanée une fois réveillée par anesthésie et toutes les 12 h après le moment du sacrifice.
- Autoriser les souris à accéder gratuitement aux aliments et à l'eau après leur retour à leurCages normales post-opératoires.
- Au moment du sacrifice pour les souris de survie, l'anesthésie est réalisée avec de l'isoflurane inhalé. Une fois sous anesthésie, le sang est recueilli par une ponction cardiaque cardiaque droite, la perte de sang est enregistrée comme décrit ci-dessus et enfin l'euthanasie est assurée avec une surdose d'isoflurane.
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Representative Results
Le modèle de laceration du foie entraîne une perte sanguine reproductible et constante chez la souris. La figure 1A démontre le poids constant du foie lacéré qui peut être obtenu avec un écart type de seulement 0,02 g. Cette consistance dans le poids du foie lacéré permet de reproduire le modèle entre les souris et dans différentes configurations expérimentales telles que différents protocoles de réanimation. De plus, le poids reproductible du foie lacéré, avec une erreur standard de seulement 0,01 g, fournit un modèle plus standard pour une hémorragie incontrôlée qui est souvent difficile à obtenir dans les modèles animaux.
La validation des effets saignants des différents protocoles de traitement dans le modèle est démontrée à la figure 1B . Les souris ont été prétraitées avec de l'héparine (66 unités, comme témoin positif pour la perte de sang), ou l'acide anti-fibrinolytique, tranexamique (TXA) (en tant queContrôle négatif) et une nanoparticule pro-hémostatique validée précédemment testée dans des analyses de saignement de veine de queue murine. 15 Ces résultats démontrent la capacité de ce modèle à utiliser pour évaluer les effets hémostatiques ou anticoagulants dans le cadre de l'hémorragie.
L'hémorragie incontrôlée s'accompagne souvent de troubles hémodynamiques importants à surveiller. Sur la figure 2, la pression artérielle moyenne (MAP) de souris individuelles suite à une lacération du foie démontre qu'une goutte précipitée et reproductible dans MAP après la détérioration est réalisée entraînant un état de choc hémorragique. Ceci est important car il permet les effets hémodynamiques de différentes mesures de réanimation ou d'intervention et permet un aperçu important de la physiologie entourant diverses conditions expérimentales. Bien qu'il existe des effets hémodynamiques significatifs suite à la lacération du foie, nous avons trouvé que tLe modèle peut être utilisé pour évaluer les effets de survie, car le modèle a été évalué à 72 h avec une survie de 56% à ce moment ( Figure 3 ).
Figure 1: Validation de la lacération du foie. ( A ) Poids représentatifs du foie transecté. Le poids moyen du foie était de 0,26 g avec un écart type de 0,02 g et une erreur standard de la moyenne de 0,01 g. Ces résultats démontrent la cohérence qui peut être obtenue avec l'estimation visuelle de notre lacération de 75%. ( B ) Perte de sang en grammes après prétraitement avec l'héparine, l'acide tranexamique et une nanoparticule hémostatique précédemment validée. La perte de sang moyenne était de 1,6, 0,60 et 0,65 g respectivement. Ces résultats valident l'utilité de ce modèle pour tester les effets hémostatiques ou anticoagulants d'un médicament.
Figure 2: Pression artérielle moyenne après la lacération du foie. Les tracés graphiques de souris individuelles signifient des tracés du sang artériel pendant 20 minutes qui ont subi une opération simulée ou une lacération du foie. La lacération du foie est suivie d'une baisse caractéristique et précipitée de la pression artérielle moyenne (MAP) des souris qui est absente chez les souris simulées.
Figure 3: Courbe de survie de Kaplan-Meier suite à une lacération du foie. La survie de 72 h chez la souris qui a subi la lacération du foie sans traitement a été estimée à 56%.
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Discussion
Le modèle de laceration du foie murin décrit ici fournit un modèle fiable et cohérent d'hémorragie incontrôlée. Ce modèle est simple à réaliser, mais il y a des étapes importantes qui nécessitent une considération méticuleuse. La partie la plus techniquement difficile du modèle est la canulation des vaisseaux fémoraux pour la surveillance hémodynamique et l'administration de fluide / médicament. Des précautions doivent être prises lors de la dissection du nerf et de l'artériotomie / venotomie. Il est important de ne pas toucher le nerf lors de la dissection des vaisseaux afin d'éviter les lésions nerveuses et la paralysie possible, en particulier pour les modèles de survie. L'artériotomie et la venotomie nécessitent une manipulation délicate du vaisseau. Nous suggérons l'utilisation de ciseaux microvasculaires pour prévenir la transection accidentelle du vaisseau.
Bien que la lacération du foie soit moins techniquement difficile, il est important d'être cohérent dans la partie du modèle pour assurer une hémorragie reproductible et cohérente dansla souris. Notre modèle a été développé dans le but de tester les agents hémostatiques pro en cas de réanimation et, par conséquent, une considération de placement importante consiste à s'assurer que les triangles d'absorption sont placés loin du site de déchirement afin d'éviter un effet hémostatique mécanique ou d'emballage. Évitez les manipulations inutiles d'autres organes et d'autres lobes du foie afin d'éviter des blessures involontaires ou des saignements durant cette partie de la chirurgie. L'abdomen doit être rapidement fermé après la lacération pour éviter la perte de sang à l'extérieur de l'abdomen.
Les souris devraient être surveillées de manière approfondie tout au long de la procédure, mais surtout après la détérioration, en raison des changements hémodynamiques significatifs qu'elles présentent comme nous l'avons montré à la figure 2 . Notre expérience avec ces changements hémodynamiques significatifs est que la souris ne devrait pas survivre si son MAP tombe en dessous de 10 mmHg pendant> 30 s et nous recommandons le sacrifice de la souris dans lequel cet événement. Si un fluide ou un médicament doit être testé pour ses effets hémostatiques, nous recommandons l'administration peu de temps après la lacération, car les souris ont tendance à coaguler rapidement la zone lacerée. L'utilisation de la gestion de la douleur est essentielle si vous êtes intéressé par des temps-temps d'observation plus long que ceux décrits ici. De plus, les membres postérieurs doivent être surveillés pour détecter les signes d'ischémie après ligature des vaisseaux fémoraux. En raison de l'expérience approfondie de ces procédures chirurgicales, l'incidence de cette complication dans notre laboratoire est inférieure à 1% de tous les animaux testés. 4 , 6
Ce modèle comporte un certain nombre de limitations importantes, y compris l'aspect de l'hémorragie incontrôlée. Alors que nous voyons une hémorragie cohérente chez la souris en termes de perte de sang, certaines souris répondent différemment et mourront rapidement après la lacération. Une autre limitation dans le modèle est la taille de la lacération du foie. Bien que nos données démontrent une erreur standard étroiteR dans le poids du foie réséqué, lorsqu'il est réalisé par des individus différents, la possibilité d'une plus grande variabilité de la taille de la résection et donc une hémorragie existe certainement. En outre, la courbe d'apprentissage pour la dissection et la canulation microvasculaires peut être techniquement difficile et nous estimons une courbe d'apprentissage de 50 animaux de notre expérience, avec une courbe d'apprentissage estimée de 10 souris pour la reproductibilité de la lacération du foie comme décrit. De notre expérience, on peut s'attendre à une survie de 56% à 72 h. Lors de l'exécution du modèle d'analyse de survie, une attention particulière à la récupération de l'anesthésie et une gestion adéquate de la douleur sont cruciales. Dans notre modèle actuel, nous n'avons effectué aucune réanimation complémentaire de fluide ou de médicament à la souris au-delà de ce qu'elle a reçu avant la lacération du foie. Il est important de noter que les animaux devraient être surveillés de près pour détecter les signes de détresse dans la partie de survie du modèle et traités de manière appropriée pour la douleur. Pentobarbital est notre anesthésieUn choix de choix pour les points de temps qui nous intéressent, mais d'autres choix d'anesthésie sont possibles et peuvent affecter les résultats. Le contrôle de la douleur est important pour surveiller afin que les souris puissent manger et boire librement, ce qui, si elles ne sont pas contrôlées, peut entraîner une variabilité en dehors de l'hémorragie et le traitement d'intérêt. Ce modèle se prête également à être combiné avec d'autres modèles comme une lésion des tissus mous, une pseudofracture ou un modèle de polytraumatisme. De plus, ce modèle pourrait facilement être adapté pour étudier les effets des agents hémostatiques topiques par rapport à l'intraveineuse. Plusieurs modifications possibles de ce modèle sont possibles mais restent non testées. Bien que les animaux de ce modèle soient adaptés pour l'âge et le poids, il est possible que des animaux de différents poids puissent être utilisés et que la taille de la lacération du foie soit choisie en fonction du poids. On peut s'attendre à des résultats similaires à partir d'une lacération splénique pour les enquêteurs qui risquent de ne pas blesser le foie en fonction du critère des intérêts. Un incontrôlé similaireDes modèles d'hémorragie dirigée ont été utilisés chez d'autres animaux 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 apportant d'autres modifications possibles au modèle actuel. Enfin, la taille de la lacération peut être augmentée pour maximiser la perte de sang, cependant, nous avons constaté que cela augmente considérablement la mortalité et que les dommages causés aux veines hépatiques principales avec des modèles étendus ont un degré de variabilité plus élevé.
Le foie a été utilisé dans des modèles antérieurs incontrôlés; Cependant, la plupart de ces modèles ont été réalisés dans un modèle de rat. Notre développement d'un modèle incontrôlé de laceration du foie chez la souris permet aux chercheurs de profiter de la richesse des races génétiquement modifiées. D'autres avantages des modèles murins comprennent la capacité à effectuer des tests à haut débit, une rentabilité et une facilité de manutention.Notre modèle permet le suivi hémodynamique, la quantification de la perte de sang et l'évaluation de la mortalité, les études antérieures n'incluant que l'un de ces aspects de l'évaluation. Nous sommes en mesure d'effectuer ce modèle sur plusieurs souris simultanément, ce qui permet non seulement un débit élevé mais une variabilité réduite dans le modèle.
En conclusion, nous présentons ici un modèle reproductible d'hémorragie incontrôlée utilisant une lacération standard du foie dans un modèle murin. Notre modèle est idéal pour évaluer de nouveaux médicaments hémostatiques dans le cadre d'une hémorragie ou d'un traumatisme et peut être utilisé dans une évaluation à court terme de la perte de sang ou effectué pour évaluer les effets de survie.
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Disclosures
Les auteurs n'ont pas d'intérêt financier à déclarer.
Acknowledgments
Le travail de ce manuscrit a été soutenu par le financement du Dr Neal par le programme pilote de l'Institut de médecine vasculaire en hémostase et biologie vasculaire (P3HVB) et la bourse de recherche AAST. Ce travail est soutenu par les subventions américaines des instituts nationaux de santé 1 R35 GM119526-01 et UM1HL120877-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SS/45 dumonts | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| surgical scissors | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| hemostats | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| microscissors | Fine Science Tools | 15000-08 | |
| 0.8 mm curved forceps | Fine Science Tools | 11009-13 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 silk w/ needle | Owens Minor | K188H | |
| gauze 4 x 4 | can be purchased through any global vendor | ||
| cotton-tip applicator | can be purchased through any global vendor | ||
| 30 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 23 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 10 cc syringe | can be purchased through any global vendor | ||
| 50 cc conical tube | can be purchased through any global vendor | ||
| 1 cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars | VWR | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3" x 8" | VWR | 24008 | |
| sterilization pouch 5" x 10" | VWR | 24010 | |
| absorption triangles | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| 7 mm wound clip applier | Fisher Scientific | E0522687 | |
| 1,000 7 mm wound clips | Fisher Scientific | E0522687 | |
| betadine (4 oz) | can be purchased through any global vendor | ||
| sterile gloves | can be purchased through any global vendor | ||
| eppendorfs | can be purchased through any global vendor | ||
| 1/2 cc Lo-Dose insulin syringe | Fisher Scientific | 12-826-79 | |
| small weigh boat | can be purchased through any global vendor | ||
| lactated ringers | can be purchased through any global vendor | ||
| hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl) | can be purchased through any global vendor | ||
| phosphate buffered saline | can be purchased through any global vendor | ||
| pentobarbital | can be purchased through any global vendor | ||
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| microbead instrument sterilizer | VWR | 11156-002 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18 x 26 | Harvard | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 |
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