Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Summary

Unkontrollierte Blutung, eine wichtige Ursache der Mortalität bei Trauma-Patienten, kann mit einer Standard-Leber-Laceration in einem Maus-Modell modelliert werden. Dieses Modell führt zu gleichbleibendem Blutverlust, Überleben und ermöglicht die Prüfung von hämostatischen Mitteln. Dieser Artikel bietet den Schritt-für-Schritt-Prozess, um dieses wertvolle Modell durchzuführen.

Abstract

Unkontrollierte Blutung ist eine wichtige Ursache für vermeidbare Todesfälle bei Trauma-Patienten. Wir haben ein murines Modell der unkontrollierten Blutung durch eine Leberverzerrung entwickelt, die zu gleichbleibendem Blutverlust, hämodynamischen Veränderungen und Überleben führt.

Mäuse unterziehen sich einer standardisierten Resektion des linken Mittellappens der Leber. Sie dürfen ohne mechanische Eingriffe bluten. Hämostatische Mittel können als Vorbehandlung oder Rettungstherapie je nach Interesse des Ermittlers verabreicht werden. Während der Zeit der Blutung wird eine Echtzeit-hämodynamische Überwachung über eine linke Oberschenkel-Arterienlinie durchgeführt. Mäuse werden dann geopfert, Blutverlust wird quantifiziert, Blut wird zur weiteren Analyse gesammelt und Organe werden zur Analyse der Verletzung geerntet. Experimentelles Design wird beschrieben, um das gleichzeitige Testen mehrerer Tiere zu ermöglichen.

Leberblutung als Modell der unkontrollierten Hämorrhagie existiert iN der Literatur, vor allem in Ratten- und Schweinemodellen. Einige dieser Modelle nutzen hämodynamische Überwachung oder quantifizieren Blutverlust, aber es fehlt an Konsistenz. Das vorliegende Modell beinhaltet die Quantifizierung des Blutverlusts, die Echtzeit-hämodynamische Überwachung in einem murinen Modell, das den Vorteil bietet, transgene Linien und einen Hochdurchsatzmechanismus zu verwenden, um die pathophysiologischen Mechanismen bei unkontrollierter Blutung weiter zu untersuchen.

Introduction

Trauma ist die führende Todesursache und Behinderung bei Jugendlichen weltweit. ¹ Unkontrollierte Blutung bleibt eine führende Ursache der Mortalität bei schwer verletzten Trauma-Patienten. ² Management des hämorrhagierenden Trauma-Patienten ist zweifach: Kontrolle der chirurgischen Blutungen und Reanimation und Ersatz von Blut verloren.

Tiermodelle des hämorrhagischen Schocks sind der Grundstein für die Traumaforschung und können bei der Bewertung der Pathophysiologie und Behandlung des traumatischen / hämorrhagischen Schocks eingesetzt werden. ^{3 , 4} Schock in Tiermodellen kann breit durch zwei Methoden erreicht werden: kontrollierte Blutung und unkontrollierte Blutung. ^{5 , 6} Kontrollierte Hämorrhagie wird durch Entfernung eines festen Blutvolumens oder durch Blutentfernung durchgeführt, um einen bestimmten Blutdruck zu erreichen (Festdruck). WährendSe-Modelle sind nützlich bei der Bewertung in den Mechanismen und Immun-Veränderungen bei hämorrhagischen Schock, sie sind nicht anwendbar auf die Prüfung von hämostatischen Mitteln und nicht imitieren das klinische Szenario der Blutung nach Trauma. In diesem Ausmaß haben wir versucht, ein Modell der unkontrollierten Blutung zu entwickeln, das es uns erlauben würde, hämostatische Veränderungen und Prokoagulierungsmittel in einem Mausmodell zu testen. Die Leber ist eine attraktive Option für unkontrollierte Blutung, zum Teil wegen der doppelten Blutversorgung der Leber und es ist eine der am häufigsten verletzten intrabdominalen Organe sowohl bei stumpfem und durchdringendem Trauma. Angesichts der hohen klinischen Relevanz wurde die Leber als Modell der unkontrollierten Blutung verwendet, am häufigsten bei Ratten- und Schweinemodellen, aber vor kurzem auch bei Primaten. ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12} 13 ^{, 14}

Die Ratten- und Schweinemodelle der unkontrollierten Leberblutung, während sie bei der Betrachtung der Wiederbelebungspraktiken und der hämodynamischen Überwachung wertvoll sind, sind weniger vorteilhaft als ein Mausmodell aus verschiedenen Gründen wie Kosten, Anzahl der verwendeten Tiere und vor allem die relativen Mangel an transgenen Linien, die für die Analyse zur Verfügung stehen Spezifische zelluläre und molekulare Signalisierung. Das vorliegende murine Modell teilt wichtige Ähnlichkeiten mit bestehenden Leberblutungsmodellen, einschließlich standardisierter Leberverzerrung, Blutverlustquantifizierung, hämodynamisches Monitoring und die Fähigkeit, die Überlebensanalyse durchzuführen. Viele vorhandene Modelle enthalten nur einige dieser Aspekte, während unser Modell entwickelt wurde, um viele der physiologischen Varia zu messenBles gleichzeitig und bei mehreren Mäusen. Ebenso öffnet die Entwicklung eines murinen Modells die Tür zu Untersuchungen über die Wiederbelebung hinaus und in größere pathophysiologische Mechanismen bei unkontrollierter Blutung mit dem Potenzial eines kostengünstigen Hochdurchsatzmodells mit fortgeschrittenen molekularen Techniken.

Protocol

Mäuse wurden in Übereinstimmung mit der University of Pittsburgh (Pittsburgh, PA, USA) und National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD, USA) Tierpflege Richtlinien in bestimmten pathogenfreien Bedingungen mit 12 h Licht-Dunkel-Zyklen und freien Zugang zu Standardfutter und Wasser. Alle Tierversuche wurden gemäß den Richtlinien des Tierforschungs- und Pflegeausschusses an der University of Pittsburgh genehmigt und durchgeführt.

1. Chirurgisches Feld und Instrumenten-Setup

1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente, Naht-, Gaze-, Baumwollspitzen-Applikatoren, Schlauch- und Schlauchverbinder vor dem Eingriff.
   1. Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente, Naht-, Gaze- und Baumwollspitzenapplikatoren in einem Autoklaven. Sterilisier- und Schlauchverbinder mit Ethylenoxid.
2. Chirurgisches Feld
   1. Schalten Sie ein wasserzirkulierendes Heizkissen ein und stellen Sie es auf 37 ° C. Lege eine ChirurgieCal Blue Pad oben und dann eine sterile drapieren auf der chirurgischen blauen Pad.
   2. Öffnen Sie alle sterilisierten Instrumente auf die sterile Abdeckung. Verwenden Sie sterile Handschuhe, um die Sterilität während dieses Schrittes zu vermeiden.
   3. Füllen Sie eine Edelstahlschale mit 70% Ethanol und beiseite legen. Dies wird verwendet, um Instrumente zwischen Tieren zu reinigen.
   4. Drehen Sie den Mikroperle Sterilisator ein und lassen Sie ihn auf 150 ° C erhitzen. Dies wird auch verwendet, um Instrumente zwischen den Tieren zu reinigen. Bei chirurgischen Eingriffen auf mehr als 5 Mäusen, achten Sie darauf, Instrumente zu einem neuen sterilen Satz zu wechseln.
3. Aufnehmer
   1. Verbinden Sie einen sterilen Wandler, PE-50-Schlauch, zwei 23G-Nadeln und männlich-männlichen Luer und einen Dreiwege-Hahn. ⁶
   2. Kalibrieren und null den Messumformer pro Herstelleranleitung.

2. Leber-Laceration Chirurgische Vorgehensweise

1. Anästhesie Induktion und Positionierung
2. Natriumpentobarbital intraperitoneal in einer Dosis von 70 mg / kg injizieren. Anästhesie sollte zwischen 5-10 min wirksam werden; Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme. Wenn die Maus auf die Zehen-Prise reagiert, wird zusätzliche Zeit oder Anästhesie benötigt. Wenn eine zusätzliche Anästhesie während des Eingriffs erforderlich ist, ergänzen Sie Natriumpentobarbital. Geben Sie keine Ergänzungen in größeren Mengen als 0,05 ml, um eine Überdosierung zu vermeiden.
3. Nachdem die Maus vollständig unter Anästhesie ist, positioniere die Maus auf einem chirurgischen Brett. Sichern Sie alle vier Glieder der Maus an die Tafel mit Klebeband.
4. Rasieren Sie den Bauch und die bilateralen Leisten mit einem Rasiermesser.
5. Sofort sterile Gaze mit Betadin und auf den Bauch und die bilateralen Leisten für die Chirurgie anwenden. Für Überlebensexperimente, Vorbereitung der Bauch und Leisten mit Betadin gefolgt von Ethanol für insgesamt drei Vorbereitungszyklen.
6. Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Kerntemperatur während des gesamten Verfahrens zu überwachen. Halten Sie die cErze-Temperatur zwischen 35-37 ° C.

Femoralarterie und venöse Kanüle

1. Für den venösen Katheteraufbau: PE-10-Schlauch, eine 30-G-Nadel und einen Dreiwege-Hahn mit Lactated Ringer-Lösung aus einer IV-Tasche füllen.
2. Für den Arterienkatheteraufbau: PE-10-Schlauch und 30G-Nadel mit heparinierter Kochsalzlösung (1:10 Verdünnung von 1.000 U Heparin) füllen. Heparin-Kochsalzlösung ist erforderlich, um Gerinnung zu verhindern.
3. Lege die Maus unter ein Sektionsmikroskop.
4. Machen Sie einen 4-5 mm Längsschnitt über die Leisten Muskeln mit chirurgischen Iris Schere. Mit Dumont Pinzette greifen die Fettgewebe mit dem Adduktor Muskel verbunden und ziehen seitlich für eine saubere Exposition der Femoral Bündel. Nicht durch das Fettgewebe zerlegen, da dies zu Gefäßverletzungen führen wird.
5. Den Nerv vorsichtig von der Arterie und Vene mit der Dumont-Pinzette zerlegen. Es ist ein fetter Pad neben dem Nerv. Ergreifen Sie das mit einem Dumont forcep anD seitlich ziehen; Das zieht den Nerv weg von der Arterie und schafft ein Flugzeug für die Sektion. Mit anderen Dumont-Zupfen zerlegt das Bindegewebe zwischen dem Nerv und der Arterie.
   1. Ergreife den Nerv nicht während dieses Teils der Sektion.
6. Loop drei 6-0 Seidennähte um die Arterie und Vene proximal zum profunda femoris abheben.
   1. Legen Sie die Naht 1 am proximalen und lassen Sie locker.
   2. Legen Sie Naht 2 am distal und binden Sie sofort.
   3. Lege Naht 3 zwischen Naht 1 und 2 und lose los.
7. Machen Sie eine Arteriotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes. Die Verwendung von mikrovaskulären Scheren wird empfohlen, um die Arteriotomie zu vermeiden Transektion des Schiffes.
8. Setzen Sie den Dreiwege-Katheter in die Arterie ein. Sofort die Naht 1 und 2 abklemmen, um den Katheter zu befestigen.
9. Verbinden Sie den Dreiwege-Katheter mit dem Transducer und sammeln Sie die Blutdruckdaten des Grundlinders.
10. Wiederholen Sie die Schritte 2.2.4 - 2.2.6 auf der gegenüberliegenden Leiste. Cannulieren Sie die Femoralvene in ähnlicher Weise wie die Arterie. Führen Sie eine Venotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes, gefolgt von Katheter-Insertion. Dieser Katheter kann für die Fluid- oder Arzneimittelverabreichung verwendet werden.

Lebervernichtung

1. Vorwägen einer Röhre mit 0,5 ml PBS, drei Absorptionsdreiecken und einem wiegen Boot pro Maus.
2. Machen Sie eine ventrale Mittellinie Laparotomie Inzision beginnend bei der Xiphoid-Prozess und erweitern kaudal, um die Exposition der Leber vollständig zu ermöglichen.
3. Setzen Sie ein Absorptionsdreieck in den Bauch gegen die rechte Bauchwand ein. Wiederholen auf der linken Seite.
   1. Stellen Sie sicher, dass das Absorptionsdreieck von der Leber entfernt ist, um eine hämostatische Packung zu vermeiden, nachdem die Leber zerrissen ist.
4. Vorsichtig den linken Mittellappen der Leber packen und 75% des Lappens mit chirurgischer Irisschere zerreißen. Legen Sie die lacerateD-Segment in einem PBS enthaltenden Rohr.
5. Schließen Sie die Bauchwand mit Heftklammern über einen Heftklammerapplikator. Fassen Sie die Haut und den Muskel zusammen und feuern Sie die Heftklammer. Tun Sie dies so schnell wie möglich nach der Leberverzerrung, um Blutverlust außerhalb des Bauches zu vermeiden. Bei Überlebensexperimenten ist der Abdomen in zwei Schichten geschlossen. Eine laufende resorbierbare Naht für den Muskel, gefolgt von einer Laufschicht aus nicht resorbierbarer Naht für die Haut, sorgt für einen ausreichenden Verschluss.
6. Für Mäuse, die für Überlebenszeiträume länger als 30 min sind, sollten die Oberschenkelkatheter entfernt werden, die Arterie und die Vene, die mit der Naht 3 aus Schritt 2.2.6 verbunden sind. Bilaterale Leisten werden dann in zwei Schichten geschlossen, wie im vorherigen Schritt beschrieben.
7. Nach einer bestimmten Zeit für die Blutung (30 min bis 72 h), entfernen Sie die Heftklammern. Entfernen Sie die Absorptionsdreiecke und setzen Sie sie in entsprechende vorgewichtete Wägeboote ein. Verwenden Sie zusätzliche Absorptionsdreiecke, um jedes nicht absorbierte Blut aufzusaugen.

Postoperative Pflege

1. Lassen Sie Mäuse, die bei 30 Minuten auf dem chirurgischen Brett geopfert werden sollen, und unter ständiger Überwachung und unter Vollnarkose bis zum Zeitpunkt des Opfers. Mäuse werden mit einer Kombination von Herzpunktion und einer Überdosis von inhaliertem Isofluran euthanasiert.
2. Legen Sie Mäuse, die für längere Überlebenszeit Punkte in einem Wiederherstellungskorb auf einem wasserzirkulierenden Heizkissen sind. Ständig die Mäuse während der Genesung überwachen und nicht unbeaufsichtigt lassen, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt haben, um die Sternal Recumbency zu erhalten. Bringe die Maus mit anderen Mäusen in den Käfig zurück, sobald sie sich von der Anästhesie erholt hat.
3. Die postoperative Analgesie mit 0,1 mg / kg Buprenex über die subkutane Injektion nach der Anästhesie und alle 12 Stunden nach der Zeit des Opfers verabreichen.
4. Erlaube Mäusen freien Zugang zu Nahrung und Wasser, nachdem sie zu ihr zurückgebracht werdenNormale Käfige postoperativ.
5. Zum Zeitpunkt des Opfers für Überlebensmäuse wird die Anästhesie mit inhaliertem Isofluran erreicht. Einmal unter Anästhesie Blut wird über eine rechte Herz Herzpunktion gesammelt, Blutverlust wird wie oben beschrieben aufgezeichnet und schließlich Euthanasie ist mit einer Überdosierung von Isofluran versichert.

Representative Results

Das Leber-Lacerationsmodell führt zu einem reproduzierbaren und konsistenten Blutverlust bei Mäusen. Abbildung 1A zeigt das gleichbleibende Gewicht der zerrissenen Leber, die mit einer Standardabweichung von nur 0,02 g erhalten werden kann. Diese Konsistenz im zerrissenen Lebergewicht ermöglicht die Fähigkeit, das Modell zwischen Mäusen und in verschiedenen experimentellen Aufbauten wie verschiedenen resuscitativen Protokollen zu reproduzieren. Ebenso liefert das reproduzierbare Gewicht der zerrissenen Leber mit einem Standardfehler von nur 0,01 g ein Standardmodell für unkontrollierte Blutung, das in Tiermodellen oft schwer zugänglich ist.

Die Validierung der Blutungseffekte verschiedener Behandlungsprotokolle im Modell ist in Abbildung 1B dargestellt. Die Mäuse wurden mit Heparin vorbehandelt (66 Einheiten, als Positivkontrolle für den Blutverlust) oder die anti-fibrinolytische Tranexamsäure (TXA) (alsNegativkontrolle) und ein validiertes pro-hämostatisches Nanopartikel, das zuvor in murinen Schwanzvenen-Blutungstests getestet wurde. ¹⁵ Diese Ergebnisse zeigen die Fähigkeit dieses Modells, die hämostatischen oder antikoagulierenden Wirkungen bei der Hämorrhagie zu bewerten.

Unkontrollierte Blutung wird oft von hämodynamischen Störungen begleitet, die wichtig sind, um zu überwachen. In Abbildung 2 zeigt der mittlere arterielle Blutdruck (MAP) einzelner Mäuse nach der Leberverzerrung, dass ein präzipitiver und reproduzierbarer Abfall der MAP nach der Lazidation durchgeführt wird, was zu einem hämorrhagischen Schockzustand führt. Dies ist wichtig, da es die hämodynamischen Effekte verschiedener resuskitaler oder interventioneller Maßnahmen erlaubt und einen wichtigen Einblick in die Physiologie ermöglicht, die verschiedene experimentelle Bedingungen umgibt. Zwar gibt es signifikante hämodynamische Effekte nach der Leberverzerrung, die wir gefunden habenHut kann das Modell verwendet werden, um Überlebenseffekte zu bewerten, da das Modell bis zu 72 h mit einem Überleben von 56% zu diesem Zeitpunkt ausgewertet wurde (Abbildung 3 ).

Abbildung 1: Leber-Laceration-Validierung. ( A ) Repräsentative Gewichte der transekten Leber. Das mittlere Lebergewicht betrug 0,26 g bei einer Standardabweichung von 0,02 g und einem Standardfehler des Mittelwerts von 0,01 g. Diese Ergebnisse zeigen die Konsistenz, die mit einer visuellen Schätzung unserer 75% igen Zerreißung erhalten werden kann. ( B ) Blutverlust in Gramm nach Vorbehandlung mit Heparin, Tranexamsäure und einem vorher validierten hämostatischen Nanopartikel Der mittlere Blutverlust betrug 1,6, 0,60 bzw. 0,65 g. Diese Ergebnisse bestätigen den Nutzen dieses Modells, um die hämostatischen oder antikoagulierenden Wirkungen eines Arzneimittels zu testen.

Abbildung 2: Mittlerer arterieller Blutdruck nach Lebervernichtung. Graphische Spuren von einzelnen Mäusen bedeuten arterielle Blutspuren über 20 min, die entweder eine Scheinoperation oder Leberverzerrung unterzogen wurden. Auf die Leberverzerrung folgt ein charakteristischer und prägnanter Abfall des mittleren arteriellen Blutdrucks (MAP) der Mäuse, der bei scheinoperierten Mäusen fehlt.

Abbildung 3: Kaplan-Meier-Überlebenskurve nach Leber-Laceration. Das 72-h-Überleben bei Mäusen, die ohne jegliche Behandlung der Leberverzerrung unterzogen wurden, ergab 56%.

Discussion

Das hier beschriebene murine Lebervernichtungsmodell stellt ein zuverlässiges, konsistentes Modell der unkontrollierten Blutung dar. Dieses Modell ist einfach zu erledigen, aber es gibt wichtige Schritte, die akribische Betrachtung erfordern. Der technisch anspruchsvollste Teil des Modells ist die Kanülierung der Oberschenkelgefäße für die hämodynamische Überwachung und die Flüssigkeits- / Arzneimittelverabreichung. Bei der Sezierung des Nervs und der Arteriotomie / Venotomie ist Vorsicht geboten. Es ist wichtig, den Nerv nicht während der Sezierung der Gefäße zu berühren, um daraus resultierende Nervenschäden und mögliche Lähmungen zu vermeiden, vor allem für Überlebensmodelle. Die Arteriotomie und die Venotomie erfordern eine zarte Behandlung des Gefäßes. Wir empfehlen die Verwendung einer mikrovaskulären Schere, um eine versehentliche Transektion des Gefäßes zu verhindern.

Während die Leberverzerrung weniger technisch anspruchsvoll ist, ist es wichtig, im Teil des Modells konsistent zu sein, um eine reproduzierbare und konsistente Blutung zu gewährleistenDie Maus. Unser Modell wurde mit der Absicht entwickelt, pro hämostatische Mittel in der Reanimation zu testen und daher eine wichtige Platzierungsbetrachtung beinhaltet, dass die Absorptionsdreiecke von der Zerreißstelle entfernt werden, um eine Packung oder mechanische hämostatische Wirkung zu vermeiden. Vermeiden Sie unnötige Manipulationen anderer Organe und anderer Lappen der Leber, um unbeabsichtigte Verletzungen oder Blutungen während dieses Teils der Operation zu verhindern. Der Bauch sollte nach der Verletzung schnell verschlossen werden, um Blutverlust außerhalb des Bauches zu vermeiden.

Die Mäuse sollten während des gesamten Verfahrens genau beobachtet werden, aber am wichtigsten, nachdem die Verletzung durchgeführt wurde, da die signifikanten hämodynamischen Veränderungen, wie sie in Abbildung 2 gezeigt wurden, auftreten. Unsere Erfahrung mit diesen bedeutenden hämodynamischen Veränderungen ist, dass die Maus unwahrscheinlich ist, zu überleben, wenn ihre MAP unter 10mmHg für> 30 s sinkt und wir empfehlen, das Opfer der Maus zu erhalten, in dem dieses occUrs. Wenn eine Flüssigkeit oder ein Medikament auf ihre hämostatischen Wirkungen getestet werden soll, empfehlen wir die Verabreichung bald nach der Verletzung, da die Mäuse dazu neigen, den zerrissenen Bereich schnell zu klumpen. Die Verwendung von Schmerztherapie ist von wesentlicher Bedeutung, wenn es darum geht, längere Beobachtungszeitpunkte zu spielen, als hier beschrieben. Ebenso sollten die Hinterbeine nach der Ligation der Oberschenkelschiffe auf Anzeichen einer Ischämie überwacht werden. Aufgrund der umfangreichen Erfahrung mit diesen chirurgischen Verfahren ist die Inzidenz dieser Komplikation in unserem Labor weniger als 1% aller getesteten Tiere. ^{4 , 6}

Dieses Modell hat eine Reihe von wichtigen Einschränkungen, einschließlich der Aspekt der unkontrollierten Hämorrhagie. Während wir eine gleichbleibende Blutung bei Mäusen in Bezug auf den Blutverlust sehen, reagieren einige Mäuse unterschiedlich und werden nach der Zerrissenheit schnell sterben. Eine weitere Einschränkung im Modell ist die Größe der Leberverzerrung. Während unsere Daten einen schmalen Standard erro zeigenR in das Gewicht der resezierten Leber, wenn von verschiedenen Individuen die Möglichkeit für eine größere Variabilität in der Resektion Größe und daher Hämorrhagie besteht sicherlich. Darüber hinaus kann die Lernkurve für die mikrovaskuläre Dissektion und Kanüle technisch anspruchsvoll sein, und wir schätzen eine Lernkurve von 50 Tieren aus unserer Erfahrung mit einer geschätzten Lernkurve von 10 Mäusen für die Reproduzierbarkeit der Leberverzerrung, wie beschrieben. Aus unserer Erfahrung ist ein Überleben von 56% bei 72 h zu erwarten. Bei der Durchführung des Modells für die Überlebensanalyse ist die Aufmerksamkeit auf die Erholung von der Anästhesie und das richtige Schmerzmanagement entscheidend. In unserem aktuellen Modell haben wir keine ergänzende Flüssigkeit oder Drogen-Wiederbelebung an die Mäuse über das hinaus, was sie vor der Leberverzerrung erhalten haben. Es ist wichtig zu beachten, dass Tiere sorgfältig auf Anzeichen von Not in der Überlebensabschnitt des Modells überwacht und behandelt werden, um für Schmerzen. Pentobarbital ist unser AnästhesTic der Wahl für die Zeitpunkte, an denen wir interessiert waren, aber andere Entscheidungen der Anästhesie sind möglich und können die Ergebnisse beeinflussen. Schmerzkontrolle ist wichtig zu überwachen, damit die Mäuse frei essen und trinken können, was, wenn nicht kontrolliert, zu Variabilität außerhalb der Blutung und Behandlung von Interesse führen kann. Dieses Modell eignet sich auch, um mit anderen Modellen wie einer Weichgewebeverletzung, Pseudofraktur oder einem Polytrauma-Modell kombiniert zu werden. Ebenso könnte dieses Modell leicht angepasst werden, um die Auswirkungen von topischen hämostatischen Mitteln im Vergleich zu intravenös zu untersuchen. Mehrere alternative Modifikationen dieses Modells sind möglich, bleiben aber ungetestet. Obwohl Tiere in diesem Modell für Alter und Gewicht abgestimmt wurden, ist es möglich, dass Tiere unterschiedlicher Gewichte verwendet werden können und die Größe der Leberverzerrung auf der Grundlage des Gewichts gewählt wurde. Ähnliche Ergebnisse können von der Milzverzerrung für Ermittler erwartet werden, die die Leber nicht je nach Endpunkt der Interessen verletzen möchten. Ähnliche unkontrollierungLED-Hämorrhagie-Modelle wurden in anderen Tieren ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12} verwendet, die mögliche alternative Modifikationen des vorliegenden Modells bereitstellen. Schließlich kann die Größe der Zerreißung erhöht werden, um den Blutverlust zu maximieren, aber wir haben festgestellt, dass dies die Mortalität wesentlich erhöht und dass die Schädigung der Haupt-Lebervenen mit erweiterten Modellen einen höheren Grad an Variabilität aufweist.

Die Leber wurde in früheren unkontrollierten Modellen verwendet; Die meisten dieser Modelle wurden jedoch in einem Rattenmodell durchgeführt. Die Entwicklung eines unkontrollierten Lebervernichtungsmodells bei Mäusen ermöglicht es den Ermittlern, den Genuss der genetisch veränderten Rassen zu nutzen. Weitere Vorteile von murinen Modellen sind die Fähigkeit, Hochdurchsatz-Tests, Kosten-Nutzen-Verhältnis und einfache Handhabung durchzuführen.Unser Modell erlaubt die hämodynamische Überwachung, die Quantifizierung des Blutverlustes und die Auswertung der Sterblichkeit, die bisherige Studien oft nur einen dieser Aspekte der Evaluation einschließen. Wir sind in der Lage, dieses Modell auf mehrere Mäuse gleichzeitig zu machen, was nicht nur einen hohen Durchsatz, sondern eine verminderte Variabilität im Modell ermöglicht.

Abschließend präsentieren wir hier ein reproduzierbares Modell der unkontrollierten Blutung unter Verwendung einer Standardleberverzerrung in einem Mausmodell. Unser Modell ist ideal für die Bewertung neuer hämostatischer Medikamente bei der Behandlung von Blutung oder Trauma und kann in einer kurzfristigen Auswertung des Blutverlustes genutzt oder zur Bewertung von Überlebenseffekten durchgeführt werden.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
SS/45 dumonts	Fine Science Tools	11203-25
surgical scissors	Fine Science Tools	14068-12
hemostats	Fine Science Tools	13009-12
microscissors	Fine Science Tools	15000-08
0.8 mm curved forceps	Fine Science Tools	11009-13
suture reel 6-0	Fine Science Tools	18020-60
suture 4-0 silk w/ needle	Owens Minor	K188H
gauze 4 x 4	can be purchased through any global vendor
cotton-tip applicator	can be purchased through any global vendor
30 G needle	can be purchased through any global vendor
23 G needle	can be purchased through any global vendor
10 cc syringe	can be purchased through any global vendor
50 cc conical tube	can be purchased through any global vendor
1 cc syringe w/ 25G needle	Fisher Scientific	14-826-88
Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)	Fisher Scientific	14-170-12P
Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)	Fisher Scientific	14-170-12B
3-way stopcock	Fisher Scientific	NC9779127
surgical blue pad	Fisher Scientific	50-7105
Sterile Field dressings	Fisher Scientific	NC9517505
tape rolls 1"	Corporate Express	MMM26001
straight side wide mouth jars	VWR	159000-058
stainless steel tray 8" x 11"	VWR	62687-049
male-male leur lock 3-way	VWR	20068-909
sterilization pouch 3" x 8"	VWR	24008
sterilization pouch 5" x 10"	VWR	24010
absorption triangles	Fine Science Tools	18105-03
7 mm wound clip applier	Fisher Scientific	E0522687
1,000 7 mm wound clips	Fisher Scientific	E0522687
betadine (4 oz)	can be purchased through any global vendor
sterile gloves	can be purchased through any global vendor
eppendorfs	can be purchased through any global vendor
1/2 cc Lo-Dose insulin syringe	Fisher Scientific	12-826-79
small weigh boat	can be purchased through any global vendor
lactated ringers	can be purchased through any global vendor
hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl)	can be purchased through any global vendor
phosphate buffered saline	can be purchased through any global vendor
pentobarbital	can be purchased through any global vendor
Wild M650 microscope w/ boom stand	Leica
Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator	Micro-Med	SYS-400
TXD-310 (Digi-Med Transducer)	Micro-Med	TXD-300
Computer	Dell
microbead instrument sterilizer	VWR	11156-002
Oster A5 clippers w. size 40 blade	VWR	10749-020
circulating heating pad 18 x 26	Harvard	py872-5272
rectal thermometer	Kent Scientific	RET-3