Summary

Dans Ovo Electroporation dans le Brainstem

Published: June 09, 2017
doi:

Summary

Les neurones auditifs du tronc cérébral des oiseaux et des mammifères sont spécialisés pour l'encodage neuronal rapide, un processus fondamental pour les fonctions auditives normales. Ces neurones proviennent de précurseurs distincts du cerveau postérieur embryonnaire. Nous présentons des techniques utilisant l'électroporation pour exprimer des gènes dans le cerveau postérieur d'embryons de poulet pour étudier la fonction des gènes pendant le développement auditif.

Abstract

L'électroporation est une méthode qui introduit des gènes d'intérêt dans des organismes biologiquement importants comme l'embryon de poulet. Il est établi depuis longtemps que l'embryon de poulet est un modèle de recherche efficace pour l'étude des fonctions biologiques de base du développement du système auditif. Plus récemment, l'embryon de poulet est devenu particulièrement utile dans l'étude de l'expression des gènes, de la régulation et de la fonction associée à l'ouïe. L' électroporation in ovo peut être utilisée pour cibler les régions auditives du tronçon vertébral responsables de fonctions auditives hautement spécialisées. Ces régions comprennent le noyau de poulet magnocellularis (NM) et le noyau laminaris (NL). Les neurones NM et NL proviennent de précurseurs distincts des rhombomères 5 et 6 (R5 / R6). Ici, nous présentons dans l'ovo l' électroporation de gènes codés par un plasmide pour étudier les propriétés liées aux gènes dans ces régions. Nous montrons une méthode de contrôle spatial et temporel de l'expression des gènes qui favorise soit le gain, soit la perte de phénotypes fonctionnelsEs. En ciblant les régions de progéniteurs neuronaux auditifs associés à R5 / R6, nous montrons une transfection de plasmide dans NM et NL. La régulation temporelle de l'expression des gènes peut être réalisée en adoptant un système vectoriel tet-on. Il s'agit d'une procédure induite par un médicament qui exprime les gènes d'intérêt en présence de doxycycline (Dox). La technique d'électroporation in ovo – avec des analyses fonctionnelles biochimiques, pharmacologiques ou in vivo – offre une approche innovante pour étudier le développement des neurones auditifs et les phénomènes pathophysiologiques associés.

Introduction

Le codage neural rapide du son est essentiel pour les fonctions auditives normales. Ceux-ci comprennent les capacités de localisation du son 1 , la discographie dans la discrimination de bruit 2 et la compréhension d'autres signaux de communication pertinents au comportement 3 . Les neurones analogues situés dans le tronc cérébral auditif des oiseaux et des mammifères sont hautement spécialisés pour un codage neural rapide 4 . Ceux-ci incluent le noyau de poulet magnocellularis (NM), le noyau laminaris (NL) et leurs analogues de mammifères, le noyau cochléaire antéroventral (AVCN) et l'olive supérieure médiale (MSO), respectivement 5 . Cependant, les mécanismes de développement régulant le codage rapide des neurones sont mal compris dans le tronc cérébral auditif. Par conséquent, il est avantageux d'étudier des gènes spécifiques qui sont responsables de l'encodage neural rapide afin de mieux comprendre leur expression, leur régulation et leur fonction au seinDéveloppement de l'école.

L'embryon de poulet en développement est un outil de recherche efficace et bien établi pour étudier les questions biologiques fondamentales du développement du système auditif 6 , 7 . Des avancées moléculaires récentes ont abordé ces questions biologiques dans l'embryon de poulet en développement en exprimant ou en abaissant les gènes d'intérêt afin d'analyser la fonction de gène in vivo 8 , 9 . L'étude du rôle réglementaire des gènes spécifiques est un progrès important dans la compréhension des pathologies associées aux déficits auditifs. Ici, nous présentons dans l' électroporation ovo de gènes codés par plasmide dans le tronc cérébral auditif de poulet où un codage neural rapide du son se produit 10 . En ciblant les régions de progéniteurs neuronaux auditifs associés aux rhombomères 5 et 6 11 , 12 (R5 /R6), nous montrons un contrôle spatial de la transfection du plasmide dans NM et NL. En outre, nous montrons une régulation temporelle de l'expression en adoptant un système vectoriel tet-on. Il s'agit d'une procédure induite par un médicament qui exprime les gènes d'intérêt en présence de doxycycline (Dox) 8 .

Protocol

Toutes les procédures ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d'utilisation des animaux de l'Université Northwestern et ont été réalisées conformément aux Lignes directrices nationales sur les soins de santé et à l'utilisation des animaux de laboratoire. 1. Manutention des œufs Achetez des œufs fécondés d'un fournisseur local. Conserver les œufs à 13 ° C dans un réfrigérateur pendant plus de 5 jours avant l'incubatio…

Representative Results

Nous montrons ici que, dans ovo, l' électroporation permet l'expression des gènes dans un système biologique normalement développé. Les gènes codés par un plasmide sont injectés de manière focalisée dans le tube neural recouvrant R5 / R6. Un exemple schématique des emplacements des électrodes et des pipettes par rapport aux marqueurs anatomiques importants est illustré à la figure 1A . L'emplacement correct de l'injection de plasmid…

Discussion

Dans ovo, l' électroporation est une méthode d'expression ou de suppression des gènes d'intérêt afin d'analyser la fonction de gène in vivo 8 , 9 . Dans l'embryon de poulet, il s'agit d'une méthode innovante pour exprimer des gènes encapsulés en plasmides dans différentes régions du tronçonnage auditif 8 . Pour assurer une expression optimale, plusieurs étapes critiques sont requi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous tenons à remercier les Drs. Leslayann Schecterson, Yuan Wang, Andres Barria et Mme Ximena Optiz-Araya pour une assistance initiale avec la mise en place du protocole et pour la fourniture de plasmides. Ce travail a été soutenu par la subvention NIY / NIDCD DC013841 (JTS).

Materials

Fertilized white leghorn chicken eggs Sunnyside Inc. (Beaver Dam, WI)
Picospritzer Parker Hannifin 052-0500-900 Picospritzer III, single or dual channel
Current/voltage stimulator Grass Technologies SD9 SD9
Microfil syringe needles World Precision Instruments MF28G67-5 28 Gauge, 67 mm Long, (Pack of 5)
Electrode holder Warner Instruments 64-1280 MP Series: Non-Electrical Pressure Applications
Stimulating microelectrode FHC PBSA1075 PBSA1075
Air tank/regulator NU Laboratory Services Air dry 300 CF
Fast green Sigma Aldrich F7258-25G F7258-25G
Clear plastic tape Scotch 191
Doxycycline hyclate Sigma Aldrich D9891-1G
Egg refrigerator Vissani Wine Refrigerator 13.3-16.1° C (56-61° F)
Incubator Hova-Bator 37.8° C (100° F), ~50% humidity
Dissection scope Zeiss 4.35E+15 SteREO Discovery, V8 Microscope, 50.4X
Cold-light source Zeiss 4.36E+15 CL6000 LED
Micromanipulators Narishige Japan Model: MM-3 2 Micromanipulators
Capillary tubes Sutter Instrument BF150-86-10 Thick-walled borosilicate (dimensions)
Syringes 1 mL, 3 mL
Needles BD Precision Glide  27 G x 1 1/4, 19 G x 1 1/2
Forceps Stoelting No. 5 Super Fine Dumont
Egg holder Custom Made Clay base works as well
Micropipette puller Sutter Instrument Model P-97
Syringe filter Ultra Cruz sc-358811 PVDF 0.22 μm

References

  1. Grothe, B., Pecka, M., McAlpine, D. Mechanisms of sound localization in mammals. Physiol Rev. 90 (3), 983-1012 (2010).
  2. Anderson, S., et al. Neural timing is linked to speech perception in noise. J Neurosci. 30 (14), 4922-4926 (2010).
  3. Shannon, R. V., et al. Speech recognition with primarily temporal cues. Science. 270 (5234), 303-304 (1995).
  4. Carr, C. E., et al. Evolution and development of time coding systems. Curr Opin Neurobiol. 11 (6), 727-733 (2001).
  5. Carr, C. E., Soares, D. Evolutionary convergence and shared computational principles in the auditory system. Brain Behav Evol. 59 (5-6), 294-311 (2002).
  6. Rubel, E. W., Parks, T. N. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: tonotopic organization of n. magnocellularis and n. laminaris. J Comp Neurol. 164 (4), 411-433 (1975).
  7. Rubel, E. W., Smith, D. J., Miller, L. C. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: ontogeny of n. magnocellularis and n. laminaris. J Comp Neurol. 166 (4), 469-489 (1976).
  8. Schecterson, L. C., et al. TrkB downregulation is required for dendrite retraction in developing neurons of chicken nucleus magnocellularis. J Neurosci. 32 (40), 14000-14009 (2012).
  9. Chesnutt, C., Niswander, L. Plasmid-based short-hairpin RNA interference in the chicken embryo. Genesis. 39 (2), 73-78 (2004).
  10. Oertel, D. Encoding of timing in the brain stem auditory nuclei of vertebrates. Neuron. 19 (5), 959-962 (1997).
  11. Cramer, K. S., Fraser, S. E., Rubel, E. W. Embryonic origins of auditory brain-stem nuclei in the chick hindbrain. Dev Biol. 224 (2), 138-151 (2000).
  12. Cramer, K. S., et al. EphA4 signaling promotes axon segregation in the developing auditory system. Dev Biol. 269 (1), 26-35 (2004).
  13. Korn, M. J., Cramer, K. S. Windowing chicken eggs for developmental studies. J Vis Exp. (8), e306 (2007).
  14. Sanchez, J. T., et al. Preparation and culture of chicken auditory brainstem slices. J Vis Exp. (49), (2011).
  15. Jhaveri, S., Morest, D. K. Neuronal architecture in nucleus magnocellularis of the chicken auditory system with observations on nucleus laminaris: a light and electron microscope study. Neuroscience. 7 (4), 809-836 (1982).
  16. Matsui, R., Tanabe, Y., Watanabe, D. Avian adeno-associated virus vector efficiently transduces neurons in the embryonic and post-embryonic chicken brain. PLoS One. 7 (11), e48730 (2012).
  17. Koppl, C. Auditory nerve terminals in the cochlear nucleus magnocellularis: differences between low and high frequencies. J Comp Neurol. 339 (3), 438-446 (1994).
  18. Hyson, R. L. The analysis of interaural time differences in the chick brain stem. Physiol Behav. 86 (3), 297-305 (2005).
  19. Jones, T. A., Jones, S. M., Paggett, K. C. Emergence of hearing in the chicken embryo. J Neurophysiol. 96 (1), 128-141 (2006).
  20. Saunders, J. C., Coles, R. B., Gates, G. R. The development of auditory evoked responses in the cochlea and cochlear nuclei of the chick. Brain Res. 63, 59-74 (1973).
  21. Woolf, N. K., Ryan, A. F. The development of auditory function in the cochlea of the mongolian gerbil. Hear Res. 13 (3), 277-283 (1984).
  22. Walsh, E. J., McGee, J. Postnatal development of auditory nerve and cochlear nucleus neuronal responses in kittens. Hear Res. 28 (1), 97-116 (1987).
  23. Uziel, A., Romand, R., Marot, M. Development of cochlear potentials in rats. Audiology. 20 (2), 89-100 (1981).

Play Video

Cite This Article
Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In Ovo Electroporation in the Chicken Auditory Brainstem. J. Vis. Exp. (124), e55628, doi:10.3791/55628 (2017).

View Video