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Cancer Research

Sektion Mammary Gland Ganze Mounts für Läsion Identifizierung

doi: 10.3791/55796 Published: July 24, 2017

Summary

Wir entwickelten eine Methode zur erfolgreichen Entfernung, Verarbeitung, Sektion und Flecken, zur histopathologischen Auswertung, Mammagewebe, das ursprünglich auf Rutschen als ganze Reittiere fixiert worden war. Diese Methode kann die Sammlung und Auswertung von Brustdrüsen-Vollbehältern in Reproduktions- und Entwicklungsprüfungsstudien fördern.

Abstract

Die normale Brustdrüsenentwicklung kann durch die Exposition gegenüber Umweltgiftstoffen und pharmazeutischen Produkten, übermäßige Exposition gegenüber Hormonen und genetischen Veränderungen verändert werden. Mamma-Drüsen-Vollmontage sind eine kostengünstige Methode, um die Progression von morphologischen Veränderungen, die nach der Exposition auftreten können, zu erfassen. Allerdings, im späteren Leben, wenn Anomalien anfälliger zu entwickeln sind, kann alleiniges Vertrauen auf diese eine Methode nicht immer genug Informationen liefern, um eine korrekte Diagnose der Anomalie zu machen. Historisch gesehen wird bei chemischen Prüfrichtungsstudien eine einzelne Brustdrüse bei Nekropsie entfernt und als Hämatoxylin- und Eosin (H & E) -befleckter Abschnitt hergestellt. Die Einbeziehung der kontralateralen Mamma-Ganzkörpersammlung und -analyse verringert die Wahrscheinlichkeit einer falsch-negativen Bewertung. Die Auswertung des ganzen Berges ist durch die Anwesenheit von ein oder zwei ganzen Brustdrüsen auf einer Folie begrenzt, und in einigen Fällen sind die Anomalien, die im ganzen Berg beobachtet werden, neinT gleichmäßig im H & E-Bereich vertreten. Das Ziel dieser Studie war es, ein Protokoll für die Umwandlung von Deckel-Mamma-Vollbefestigungen zu H & E-gefärbten Abschnitten zu entwickeln, so dass Läsionen, die sonst verpasst wurden oder schwer zu diagnostizieren sind, identifiziert werden können. Hier beschreiben wir eine Methode zur Herstellung eines hochwertigen, von Paraffin eingebetteten H & E-Abschnitts aus einer Brustdrüse, die zunächst als Ganzes hergestellt wurde. Im Vergleich zu einem Gewebe, das absichtlich auf H & E-Schnitt vorbereitet wurde, erfordert die gesamte Halterung eine zusätzliche Vorbereitung für die Gewebeentfernung und -verarbeitung. Allerdings wird diese Methode als preiswert angesehen, da es übliche Laborreagenzien und wenig zusätzliche Zeit erfordert. Infolgedessen kann diese Methode wertvolle Informationen darüber liefern, wie chemische und umweltbedingte Expositionen die normale Mamma-Entwicklung verändern, sowie Anzeigeänderungen, die aufgrund genetischer Veränderungen auftreten.

Introduction

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Das Mamma-Ganzes ist eine nützliche und preiswerte Methode, die in vielen Ratten- und Maus-Studien durchgeführt wird, um sowohl normale als auch chemisch induzierte, abnormale Entwicklung zu verstehen. Im Allgemeinen wird eine in verschiedenen Stadien während der Nagetierentwicklung gesammelte Brustdrüse ( dh Adoleszenz, Pubertät, Mittel- bis Spätschwangerschaft und Involutionsphase) morphologische Veränderungen in der Gewebe- und Zellarchitektur zeigen, die durch parokrine, endokrine und autokrine Faktoren beeinflusst werden 1 In der alternden Ratte werden die epithelialen und stromalen Teile der Drüse immer dichter, was die Messung morphologischer Parameter in einem ganzen Berg schwierig macht. So ist es üblich, eine Drüse zur histologischen Auswertung zu sammeln, um Veränderungen auf mikroskopischer Ebene zu identifizieren. Beide Verfahren sind besonders nützlich bei Studien mit chemischer Exposition ( dh Umwelt oder Pharma) oder zur Untersuchung der morphologischen Veränderungen, begleitet von genetischen VeränderungenAtions

Techniken und Fähigkeiten zur Verwendung der Brustdrüse bei der Risikobewertung entwickeln sich weiter. Während die Vollmontagevorbereitung routinemäßig und standardisiert ist, gehen die Modifikationen zum Schnitt weiter 2 , 3 . Viele Forschungsgruppen aus verschiedenen Bereichen ( das heißt, die Wissenschaft, die Regierung und die Industrie) haben koronale / Längsschnitte von Brustgeweben als ein bevorzugtes Verfahren angepasst, während einige Labors noch Querschnittschnitt durch die 4 Haut. Die letztere Methode führt zu einer unangemessenen Darstellung der Epidermis (Haut), anstatt des Gewebes von Interesse: das Brustdrüsenepithel 2 . Koronale oder Längsschnitte sind für die Charakterisierung des normalen Gewebes 5 nützlicher und verbessern den Nachweis von Anomalien und Läsionen aufgrund der erhöhten Oberfläche und der Anzahl der vorhandenen Strukturen erheblich. Insgesamt macht das das ganze moEine geeignete Methode für die vergleichende histopathologische Beurteilung der Brustdrüse 1 , 2 . Ob mit einer Maus oder eine Ratte, Abrufen und Erhaltung des 4. und 5. Inguinaldrüsen hoch für den Vergleich der gesamten empfohlen montieren zu einem kontralateralen H & E Abschnitt.

Bei der Verwendung in Kombination, die H & E Abschnitt und ganze Mount bieten eine genaue Darstellung der zellulären und morphologischen Veränderungen durch Umweltbelastung induziert. Dies trifft besonders bei bestimmten Nagetierstämmen zu, bei denen das Modell eine geringe Anfälligkeit für die Tumorbildung besitzt oder ein Tumor nicht grob sichtbar ist. Unter bestimmten Umständen kann das Erhalten des erforderlichen Gewebes nicht immer mit beiden Techniken ( dh unzureichende Gewebemenge, Ressourcen oder unerwartete experimentelle Ergebnisse) möglich sein. In unserem Fall wurden Anomalien in der Mamma ganze Berg beobachtet, während HistopathoLogische Befunde in der kontralateralen H & E-Drüse waren meist normal. Die überwältigende Diskrepanz zwischen den kontralateralen Drüsen führte uns dazu, ein wirtschaftliches und effizientes Verfahren zu entwickeln, um die Anomalien in den ganzen Bergen zu identifizieren. Unter Verwendung eines modifizierten Verarbeitungs- und Einbettungsverfahrens wurden qualitativ hochwertige H & E-gefärbte Abschnitte aus Paraffin-eingebetteten ganzen Montierungen hergestellt. Wir stellen uns vor, dass dieses Protokoll zu einem leistungsfähigen Erkennungsinstrument für chemische Expositionseffekte wird, die Inter-Lab-Vergleiche verbessern.

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Protocol

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Alle Tiernutzungen und -verfahren für diese Studie wurden vom NIEHS Laboratorium genehmigt

Pflege und Nutzung Ausschuss und durchgeführt in einer Vereinigung für die Bewertung und Akkreditierung von

Labor-Tierpflege-akkreditierte Einrichtung.

1. Mamma Vollständige Vorbereitung 2 , 3 , 6 , 7

  1. Entfernen Sie die Leisten-Brustdrüsen von einer Seite einer nicht-schwangeren CD-1-weiblichen Maus, wie in Referenz 3 beschrieben , und legen Sie sie auf eine elektrostatisch aufgeladene Folie.
  2. Decken Sie die Drüse mit Antihaft-Papier oder Film und legen Sie eine weitere Folie auf die Oberseite. Fügen Sie Druck ( dh Wassergewichte) auf die Folie, um die Drüse flach zu verbreiten, so dass die Drüse an der Folie zur Fixierung haften bleibt.
  3. Tauchen Sie die Folien in Fixiermittel ein ( z. B. 100% Ethanol, Chloroform und Eisessig im Verhältnis 6: 3: 1)Übernachtung bei Raumtemperatur.
  4. Die Drüsen aus dem Fixiermittel entfernen und in Ethanol für 15-30 min waschen. Nach der 30-minütigen Waschung wechseln Sie allmählich in Wasser, indem Sie 1/3 des Ethanols ausgießen und Wasser zugeben. Lassen Sie die Wäsche für ca. 5 min jedes Mal sitzen, und wiederholen Sie mit dem Zusatz von Wasser 3 mal.
  5. Fleck ( zB Karmin-Alaun-Lösung) für 12-24 h.
    HINWEIS: Dickere Gewebe benötigen längere Färbezeiten. Siehe Referenz 3 zum Färben von Details.
  6. Gießen Sie den Fleck nach der zugeteilten Zeit aus und spülen Sie die Rutschen in Wasser für 30 s. Dehydrieren der Gewebe durch Waschen der Objektträger in 70% Ethanol für 15 min, gefolgt von einer 15 min Waschung in 95% Ethanol und einer abschließenden Wäsche in 100% Ethanol für 20 min.
  7. Lösche das Fett aus den Geweben, indem du sie in Xylol für mindestens 24 Stunden oder länger, wenn das Gewebe dick ist, so dass alle opaken oder weißen Flächen entfernt werden.
  8. Entfernen Sie das Gewebe aus dem Xylol und fügen Sie schnell m hinzuTrägermedium zum Schieber, um Gewebetrennung zu vermeiden; Legen Sie ein Deckglas auf die Oberseite. Lassen Sie die Folie mindestens 48 Stunden lang trocknen.
  9. Bewerten Sie das gesamte Gewebe für Anomalien, wie in 2 beschrieben .
    HINWEIS: Wenn Läsionen in ganzen Montierungen erkannt werden und eine Sektion notwendig ist, um ihre Identität zu etablieren, sollten die folgenden Schritte befolgt werden.

2. Abbau der Mamma-Ganzer Mount von einer Glasrutsche

  1. Entfernen Sie das Deckglas und das Montagemedium, indem Sie den Mamma-Vollgleitschieber in ein mit Xylol über Nacht gefülltes Glasfärbeglas eintauchen.
    HINWEIS: Dickere Gewebe und Folien mit übermäßiger Montagelösung können zusätzliche Zeit für die Deckelentfernung benötigen.
  2. Nach dem anfänglichen Überleben einweichen, die Folien in frisches Xylol geben und 6 h einwirken lassen. Führen Sie ein letztes Einweichen in frischem Xylol über Nacht.
    HINWEIS: Das Deckglas wird nach dem letzten Einweichen leicht von der Rutsche fallen.
  3. Mit agGeliebte Hand, halten Sie die Folie und entfernen Sie vorsichtig das Deckglas mit einer Pinzette, um sicherzustellen, dass es in einem Stück entfernt wird.
    HINWEIS: Für den Fall, dass das Deckglas noch an der Glasrutsche befestigt ist, weiter einweichen, bis es mit geringem Aufwand entfernt werden kann.
  4. Sobald das Deckglas entfernt ist, halten Sie die Folie senkrecht zu einer Glas Petrischale mit Xylol, nehmen Sie sorgfältig eine scharfe, wegwerfbare Rasierklinge und schieben Sie die Klinge in einer einzigen Bewegung auf die Folie.
  5. Sobald das Gewebe entfernt ist, tauchen Sie schnell die Mamma-Pad in eine Xylol-gefüllte Glas Petrischale, um sicherzustellen, dass das Gewebe nicht an der Luft trocknet.
    HINWEIS: Sei vorsichtig mit diesem Schritt. Die gesamte Halterung ist dünn (≤ 1 mm) und zerbrechlich aus der Xylolverarbeitung. Alle Eindrücke oder Tränen können die Morphologie des Gewebes verändern und spätere Auswertungen komplizieren.

3. Gewebeverarbeitung

  1. Sobald das Gewebe in der Petrischale ist, muss es sorgfältig übertragen werdenZu einer etikettierten Histologiekassette. Ergreifen Sie den Rand des Fettkissens mit stumpfen Nasen, gezahnten Zangen, um Gewebeschäden zu minimieren.
    1. Mit einem Rasiermesser, schneiden Sie größere Gewebe (vor allem für Ratten) in der Hälfte und legen Sie sie in zwei separate etikettierte Kassetten, die die Gewebegröße unterbringen wird. Legen Sie das Gewebe nach rechts (verwenden Sie den Lymphknoten als Referenz). Stellen Sie sicher, dass das Gewebe ohne Lymphknoten in der gleichen, aufrechten Position gehalten wird, wenn es auf die Kassette übertragen wird.
  2. Legen Sie die Kassette bis zu 2 Stunden in einen Behälter aus Xylol, bevor Sie sie in den Gewebeprozessor legen.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, die Proben am selben Tag zu verarbeiten, an dem sie in die Kassette gelegt werden. Verlängertes Einweichen in Xylol wurde nicht geprüft.
  3. Laden Sie die maximale Anzahl der Kassetten von Hand in den Gewebeprozessor.
  4. Bevor Sie beginnen, programmieren Sie alle Reagenzien, die für diesen Prozess in die Reagenzliste des Prozessors verwendet werden. Um die Bewegung zu automatisierenVon einer Station zur nächsten, verwenden Sie die Menüoptionen und erstellen Sie ein neues Programm. Wenn alle Schritte abgeschlossen sind, wählen Sie 'OK', um fortzufahren.
    HINWEIS: Der Prozessor erlaubt die Überprüfung aller Stationsdetails vor dem Start.
    1. Automatisieren Sie den Prozessor, um die Kassetten in Xylol für 30 min bei 37 ° C einzuweichen, gefolgt von einem zweiten Einweichen in frischem Xylol unter den gleichen Bedingungen. Automatisieren Sie den Prozessor, um die Kassetten aus der Xylol-Lösung zu entfernen und übertragen Sie die Gewebe auf die nächste Station, die ein 1: 1 Xylol: geschmolzenes Paraffingemisch enthält, das auf 60 ° C für 30 min eingestellt wurde.
      HINWEIS: Der Prozessor überträgt dann die Kassetten in eine neue Kammer, die 1 h geschmolzenes Paraffin enthält. Nach 1 h werden die Proben automatisch in eine neue Kammer aus frischem geschmolzenem Paraffin überführt und für weitere 2 h verarbeitet. Beide Schritte werden bei 60 ° C durchgeführt.
    2. Der Prozessor überträgt dann die Kassetten an die Station, die geschmolzene Para enthältFfin für 1 h. Dann werden die Proben automatisch auf die endgültige Station von frischem geschmolzenem Paraffin übertragen und für weitere 2 h verarbeitet. Beide Schritte werden bei 60 ° C durchgeführt.

4. Einbetten des verarbeiteten Mammagewebes

  1. Legen Sie die Kassetten in den 58 ° C-Paraffin-Haltetank der Einbettstation, bis sie bereit sind, das Gewebe in die Form einzubetten.
  2. Entfernen Sie die Kassettenabdeckung, um die beste Formgröße für das Gewebe zu bestimmen. Stellen Sie sicher, dass die Form groß genug ist, um das Gewebe aufzunehmen, und lassen Sie genügend Platz, um eine gewebefreie Grenze von Paraffin um den Umfang zu haben.
  3. Füge 3-4 mm geschmolzenes Paraffin der Form hinzu und orientiere die Mamma-Vollmontage-Oberfläche, die angrenzt an den Boden des Glasschiebers und den Boden der Kassette, nach oben in der Form.
  4. Übertragen Sie die Form auf eine Kühlplatte und richten Sie das Gewebe nach Bedarf schnell ein, so dass es parallel zur Form ist. BOttom
    HINWEIS: Sobald das Paraffin aushärtet, wird das Gewebe an Ort und Stelle gebaut.
  5. Mit warmer Pinzette, legen Sie die beschriftete, untere Hälfte der Kassette auf die Oberseite der Form; Mit der Pinzette fest drücken.
  6. Füge zusätzliches geschmolzenes Paraffin der Form in einer kontinuierlichen Bewegung hinzu, um die gesamte Kassette zu bedecken. Bewegen Sie die Form von der warmen Platte zu einer kalten Platte, um die Aushärtung des Blocks zu vervollständigen.
  7. Entfernen Sie den Block aus der Form, wenn das Paraffin vollständig verfestigt, um Risse oder Luftblasen zu vermeiden.
    HINWEIS: Das Paraffin-eingebettete Gewebe bei Raumtemperatur aufbewahren, bis es fertig ist.

5. Schnitt des Paraffin-eingebetteten Mamma-Gewebes auf dem Mikrotom

  1. Vor dem Schneiden die Paraffinblöcke bei -20 ° C für 1 h inkubieren.
    ANMERKUNG: Es wird ein restliches Befestigungsmedium in dem Block aus dem ursprünglichen, abgedeckten, vollständig montierten Gewebe geben. Das Kühlen des Blocks verbessert die Blockierung und das Rippen.
  2. Bereiten Sie das Mikrofon vorRotom durch Einschalten des Wasserbades, mit frischem destilliertem Wasser, und Einstellung der Temperatur auf 42-45 ° C. Legen Sie eine frische, flache Klinge auf das Mikrotom und legen Sie sie auf 4 μm.
    HINWEIS: Die Abschnittsqualität wird mit Abschnitten, die dicker als 4 μm sind, aufgrund des Vorhandenseins des restlichen Befestigungsmediums im Gewebe reduziert.
  3. Setzen Sie den Block in das Mikrotom ein, wobei das Wachs der Klinge zugewandt ist und mit der vertikalen Ebene ausgerichtet ist. Dann befeuchten Sie einen Abschnitt von Gaze-Pad in kaltem Wasser und legen Sie es auf den Block für einige Minuten.
  4. Sektionieren Sie den Block, indem Sie das große Rad im Uhrzeigersinn drehen, in Kombination mit dem groben fortgeschrittenen Rad, bis eine volle Fläche oder ein repräsentativer Blockabschnitt erhalten wird.
    HINWEIS: Das Gewebe ist dünn, weil Xylol Clearing während der Voll-Mount-Prozess. Blockieren Sie den Block ordnungsgemäß mit der Klinge, um die Anzahl der Schnitte bei der Erlangung eines repräsentativen Abschnitts zu minimieren.
  5. Wähle das BandSchneiden Sie das Band sorgfältig in das warme (45 ° C) Wasserbad (vorbereitet), lassen Sie Gewebefalten abführen und sorgfältig einen Abschnitt auf eine saubere Glasrutsche schweben.
  6. Legen Sie die Objektträger aufrecht auf ein Trockengestell, um überschüssiges Wasser zu entfernen. Die Schläuche in einer leicht geöffneten Schiebebox über Nacht bei 37 ° C inkubieren.

6. Automatisierte und manuelle H & E-Färbung von Sektions-Mamma-Geweben

  1. Vor der Färbung werden die Objektträger bei Raumtemperatur gelagert.
  2. Für automatisierte Färbung wählen Sie H & E aus den Fleckoptionen im Hauptmenü. Deparaffinierung, Färbung und Dehydratation sind alle auf dem automatisierten Stainer abgeschlossen. Verwenden Sie das Montagemedium und ein Deckglas, um die Abschnitte zu montieren.
  3. Wenn man die Schieber manuell färbt, deparaffiniere man die Schnitte durch Eintauchen der Schieber in Xylol für 5 min. Überführung in frisches Xylol und Wiederholung für 5 min.
  4. Rehydrieren Sie die Dias durch Eintauchen von ThEm zweimal in 100% Ethanol für jeweils 3 min gefolgt von zwei Wiederholungen in frischem 95% igem Ethanol und zwei getrennten Waschungen in 1X Waschpuffer bei jeweils 5 min.
  5. Spülen Sie die Folien in destilliertem Wasser.
  6. Füge die Folien dem Hämatoxylin für 1-2 min hinzu. Entfernen Sie die Folien und spülen Sie sie mit laufendem Leitungswasser für 5 min.
    HINWEIS: Hämatoxylin vor jedem Gebrauch filtrieren.
  7. Legen Sie die Objektträger in 1% Eisessig für 30 s, um die Farbdifferenzierung zu fördern, und dann im laufenden Leitungswasser für 1 min ausspülen.
  8. Fügen Sie Folien zu 1X PBS für 30 s bis 1 min hinzu, um die Gewebeabschnitte zu blau, gefolgt von einem 5 min Spülen in Leitungswasser und dann in 95% Alkohol für 15 - 20 s.
  9. Gegenfärbung mit Eosinlösung für 30 s bis 1 min. Danach dehydrieren die Dias zweimal in frischem 95% igem Ethanol, gefolgt von zwei frischen Wiederholungen in 100% Ethanol. Führen Sie jede Wäsche für 5 min.
  10. Die Rutschen in Xylol, mit zwei Änderungen in Xylol für jeweils 5 min.
  11. DeckelDer Gewebeabschnitt mit Montagemedium und trockene Wohnung über Nacht bei Raumtemperatur.

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Representative Results

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Diese Methode ist wirksam bei der Unterstützung von Diagnosen, die sonst verpasst worden sein könnten, wenn der ursprüngliche kontralaterale H & E-Abschnitt des Mamma-Pad keine histologischen Veränderungen zeigte. Allerdings ist das Ergebnis nur dann sinnvoll, wenn während der anfänglichen Vollmontagevorbereitung sowie bei der Vorbereitung des Gewebes für die histologische Auswertung geboten wird. Paraffin Einbettung wird Schutz bieten und wird dazu beitragen, das Gewebe für zukünftige Abschnitte zu bewahren.

Um die ideale Dicke des Milchgewebes zu bestimmen, wurden 4 & mgr; m und 6 & mgr; m Abschnitte hergestellt. Wir haben Tiefen getestet, die größer waren als die Fehlergrenze von ± 1 μm auf dem Mikrotom. Abschnitte mit einer Dicke von 6 & mgr; m ( 1A ) waren mit kompakten Zellen sehr dicht. Insgesamt fehlten den Folien deutliche zelluläre Details, die notwendig waren, um eine korrekte Identifizierung zu machenIkation Die optimale Dicke betrug 4 μm ( Abbildung 1B ). Diese Gewebe lieferten die besten Ergebnisse, wo sich epitheliale und stromale Bereiche und entsprechende Zelltypen leicht unterscheiden konnten.

Folien aus einer großen, laufenden Studie wurden verwendet, um die Leichtigkeit und Nützlichkeit dieser Methode zu veranschaulichen. In einigen Fällen wurde festgestellt, dass die ursprüngliche H & E-Sektion von 14 Monate alten weiblichen CD-1-Nachkommen im Vergleich zu dem kontralateralen Mamma-Vollmond aus demselben Tier widersprüchliche Befunde hatte. Läsionen waren in der ganzen Berge sichtbar, konnten aber nicht ohne weitere Abschnitte und Färbung identifiziert werden. Proben von zwei verschiedenen Tieren wurden als repräsentative Fälle ausgewählt. In beiden Fällen wurde ein einzelner Abschnitt für die Färbung verwendet, aber es wurden mehrere Schnitte hergestellt, bis ein repräsentativer Abschnitt erhalten wurde. Es waren nur wenige Schnitte notwendig, um einen repräsentativen Abschnitt zu erhalten, da vorherige Vollmontagevorbereitungen moSt des fetten Kissens, so dass die Drüse sehr dünn im Vergleich zu einer Brustdrüse ursprünglich für Paraffin Einbettung vorbereitet, die von einem dicken Fett Pad umgeben ist. Abbildung 2 A und Abbildung 3 A illustrieren histologische Abschnitte von Drüsen, die als normal beurteilt wurden. Beide Drüsen zeigen duktale Strukturen, die von einer robusten und homogenen adipozytenreichen Population umgeben sind. Jeder Kanal ist von einer einzigen Schicht von einfachen quaderförmigen Epithelzellen ausgekleidet und wird von einer zweiten Schicht von Basalzellen gehalten, die hauptsächlich aus myoepithelialen Zellen zusammengesetzt ist, aber auch die Stamm- und Vorläuferzellpopulationen umfasst. Die repräsentativen kontralateralen Ganzlager ( Fig. 2B und Fig. 3 B ) zeigten Kanäle und Stroma mit erhöhter Opazität. Allerdings war es schwierig zu bestimmen, ob die Opazität die Folge von hyperplastischen, entzündlichen oder neoplastischen Veränderungen warUt mit einem H & E Abschnitt, der unterschiedliche zelluläre Details liefern könnte.

Kontralaterale ganze Halterungen von denselben Tieren wurden verwendet, um das hier beschriebene Verfahren zu implementieren und können in den Fig. 2C und D und Fig. 3C und D beobachtet werden . Die Proben in Abbildung 2 C & D wurden als perivaskuläre Entzündung aufgrund der erhöhten Anzahl von Lymphozyten diagnostiziert, die um ein großes Blutgefäß in der Brustdrüse Abschnitt vorhanden waren. Für den zweiten Fall wurde die lückenförmige Architektur der Brustdrüse beibehalten, wurde aber multifokal durch die erhöhte Anzahl und Größe der normalen Alveolen und Kanäle (lobuloalveoläre Hyperplasie) vergrößert. Alveolare Epithelzellen waren gut differenziert, rund, oft-vakuoliert und bildeten eine konzentrische Schicht um ein Lumen, das typischerweise proteinhaltige Flüssigkeit enthielt. DucTs wurden von säulenförmigen Zellen ausgekleidet und waren ähnlich wie Alveolarzellen, mit einem gut differenzierten Epithel, das eine konzentrische Schicht bildete. Dieser Phänotyp wird am häufigsten in den Brustdrüsen von mittelschwangeren Mäusen und Ratten beobachtet. Dies sollte nicht mit lobuloalveolären Strukturen in den Brustdrüsen der erwachsenen männlichen Ratten verwechselt werden 8 . In der erwachsenen männlichen Brustdrüse sind Alveolen prominent und Kanäle sind selten, aber die Alveolen und Kanäle sind durch geschichtetes Epithel, mit hohen, vakuolierten quaderförmigen bis kurzen säulenförmigen Epithelzellen ausgekleidet.

Abbildung 1
Abbildung 1 : Empfohlene Dicke für Maus-Brustdrüse Vollmontage an H & E-Abschnitten A) 6 μm und B) 4 μm. Die Auflösungen der Brustdrüsenstrukturen waren nicht optimal für die histopathologische Auswertung mit dem dickeren (6 - & #181; m) Abschnitte, so dass der 4-μm-Abschnitt empfohlen wird. Diese Figur wurde von Tucker et al. 9 Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2 : Vollständige Befestigung an der H & E-Sektion der perivaskulären Entzündung Dieses Bild ist eine Maus-Brustdrüse, die in Diestrus gesammelt wurde. A) Formalin-fixierte H & E-Brustdrüse Abschnitt ohne histopathogische Veränderungen. B) Kontralaterale Ganzmontage, mit Gebieten mit erhöhter Opazität (Schachtelfläche). C) 20fache Vergrößerung eines H & E-Abschnitts von einer Mamma-Vollmontage (Boxbereich). Cluster von mononuklearen Zellen umgeben das Blutgefäß und erstreckten sich in das umgebende Fettgewebe. D) ThE 40-fache Vergrößerung eines H & E-Abschnitts aus einer Mamma-Vollmontage (Boxenbereich) zeigt ausführlicher, dass der Großteil der mononuklearen Population aus Lymphozyten besteht und die Schwere der perivaskulären Entzündung hervorhebt. Diese Figur wurde von Tucker et al. 9 Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 3
Abbildung 3 : Ganze Montage auf H & E-Abschnitt der lobulären Alveolar-Hyperplasie . Dieses Bild ist eine Maus-Brustdrüse, die in Diestrus gesammelt wurde. A) Formalin-fixierter H & E-Brustdrüsenabschnitt ohne histopathologische Veränderungen. B) Kontralateraler Vollmontageabschnitt mit erhöhter Opazität in den Duktal- und Stroma-Bereichen (verpackt)ein). C) 20fache Vergrößerung eines H & E-Abschnitts von einer Mamma-Vollmontage (Boxbereich). Die lobuläre Architektur wurde beibehalten, wurde aber multifokal durch die erhöhte Anzahl und Größe der normalen Alveolen und Kanäle (lobuloalveoläre Hyperplasie) vergrößert. D) Die 40-fache Vergrößerung eines H & E-Abschnitts von einer Mamma-Vollmontage (Schachtelfläche) zeigt, dass die vergrößerten Läppchen eine erhöhte Anzahl von Alveolen und Kanälen enthalten, die durch gut differenzierte, oftvakuolierte Epithelzellen, die Lumen bilden, ausgekleidet sind Proteinhaltige Flüssigkeit. Diese Figur wurde von Tucker et al. 9 Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Discussion

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Die Brustdrüsen-Vollmontage ist ein mächtiges Werkzeug, das verwendet werden kann, um die normale Mamma-Entwicklung und morphologische Veränderungen zu veranschaulichen, die auftreten können und bestehen nach der Exposition gegenüber Chemikalien, einschließlich endokriner Disruptoren. Wenn ein ganzer Berg und ein H & E-Abschnitt aus demselben Tier zusammen beurteilt werden, können sie einen genauen visuellen Schnappschuss von frühen Veränderungen liefern, die in einen krankeren Zustand übergehen können.

Die Fähigkeit, diese nützliche Information zu erhalten, liegt darin, sicherzustellen, dass sorgfältig darauf geachtet wird, die Drüsenmorphologie beim Entfernen des Gewebes zu bewahren und nicht zu kompromittieren. Während die Nager mehrere Brustdrüse Standorten befinden bilateral entlang der dorsalen Wand hat, wird empfohlen , die 4. und 5. Drüsen zu sammeln , um Muskelgewebe Erholung zu minimieren. Der Nippel-Befestigungsbereich und der Lymphknoten sollten auch vorhanden sein, da sie als nützliche morphologische Landmarken dienen. Die Drüse sollte auch ausgebreitet und gestreut werdenÜber eine ebene Fläche ( dh eine Glasrutsche , ein Karton oder ein Tuch), um die natürliche Struktur des Gewebes in situ genau nachzuahmen. Anomalien innerhalb der Milchdrüse sind meist nicht sichtbar, bis die Drüse in Xylol entfettet oder karmingefärbt worden ist. Im Gegensatz zu Mamma-Gewebe, das ursprünglich für die histologische Schnitte vorbereitet wurde, wird eine ganze, aus dem Glas entfernte Pflanze für die Paraffineinbettung extrem dünn und zerbrechlich. Pinzetten Eindrücke und Gewebe-Tränen sollten vermieden werden, da sie möglicherweise zelluläre Morphologie verändern und histopathologische Auswertungen des fertigen Produktes schwierig machen.

Sobald die gesamte Halterung Paraffin eingebettet ist, wird vor dem Schneiden empfohlen, die Blöcke bei -20 ° C für 1 h zu inkubieren. Dieser Schritt verbessert die Fähigkeit, einen optimalen repräsentativen Gewebeabschnitt in einem Band zu erhalten. Schnitt des Gewebes bei 6 μm ( Abbildung 1A ) 9 Fig. 1B ) 9 wurden alle zellulären Merkmale, einschließlich Epithelgewebe und umgebende Stromaz infiltrate, leicht identifiziert. Es ist auch anzumerken, dass, obwohl diese Abschnitte vorher karmingefärbt waren, der Fleck nach dem Schneiden nicht sichtbar war und die H & E-Färbung nicht störte. Daher war in dem Protokoll kein Entfärbungsschritt erforderlich. Obwohl Gewebeschnitten nur mit H & E gefärbt wurden, erwarten wir mit geringfügigen Modifikationen, andere histochemische und möglicherweise immunhistochemische Flecken können anwendbar sein, sobald die Schnitte abgeschlossen sind. Allerdings war es jenseits des Umfangs dieses Protokolls und erfordert weitere Untersuchungen, um die optimalen Bedingungen für diese Flecken zu bestimmen.

Diese Prozedur wurde entwickelt, weil wir die diskrepanten Erkenntnisse zwischen routinemäßig gesammelt beobachtetenLe mounts und kontralaterale H & E-gefärbte Milchdrüsenabschnitte aus demselben Tier. Ähnliche Mamma-Protokolle existieren 6 , 10 ; Allerdings waren die Verfahren nicht detailliert oder leicht zu folgen. Diese Methoden haben eine Grundlage für die Entwicklung unseres Protokolls geschaffen. Die normale Drüsenmorphologie wurde in den H & E-gefärbten Gewebeschnitten beobachtet ( Abbildung 2 A und Abbildung 3 A ) 1 , während die komplementären Gesamtlagerungen zahlreiche abnorme morphologische Merkmale zeigten ( Abbildung 2 B und Abbildung 3 B ) 9 . Durch die Durchführung der Histologie auf den ganzen Montierungen konnten wir die abnormen Eigenschaften klassifizieren. Zum Beispiel wurden perivaskuläre Entzündungen und lobuloalveoläre Hyperplasie in zwei getrennten Fällen identifiziert, die im Vergleich zu th unterschiedlich warenE H & E-Befunde in den kontralateralen Seiten beobachtet ( Abbildung 2 C und D und Abbildung 3 C und D ) 9 .

Für die Kenntnisse der Autoren gibt es keine bekannten Berichte über Brustdrüsen-Diskrepanzen ähnlich denen, die in unserer laufenden Studie beobachtet wurden. Dies kann jedoch auf experimentelle Designprobleme zurückzuführen sein, anstatt Mangel an Vorkommen, da die Milchdrüse oft nur für eine Anwendung oder Analyse gesammelt wird, die keine Morphologie wie RT-PCR oder Western Blots beinhaltet. Allerdings enthalten viele Experimente mehrere Anwendungen, die eine ausreichende Menge an Gewebe für jeden Endpunkt erfordern. Die Leistendrüsen sind die bevorzugte Wahl für ganze Montierungen und nachgeschaltete Anwendungen, weil sie selten verunreinigende umliegende Gewebe wie die Brustdrüsen ( dh Muskelkontamination) haben und weil die Leisten-Mamma-Lymphknoten Valu liefernFähige Orientierungspunkte für Orientierung und Vergleich über Drüsen. Daher wird die Entscheidung, welche Drüse und wie viel der Drüse für jede Anwendung gewidmet wird, die Präzision des Nachweises beeinflussen. Priorisierungs für die Verwendung der Milchdrüse sollte sein: 1) eine Gesamtheit der gesamten 4. und 5. Drüsen bestehend Montage, 2) Histologie des kontralateralen 4. gland einige Lymphknoten zur Verwendung als Orientierungspunkt enthält, und 3) die kontralaterale 5. Drüse (ohne kontaminierende Lymphknoten) für Downstream - Anwendungen (dh RNA, DNA und Protein). Wenn eine Anomalie bei der Nekropsie sichtbar ist, sollte eine ganze Berge die Histologie-Sammlung vorziehen.

Wie bei jedem Protokoll gibt es begleitende Einschränkungen; Die Notwendigkeit, den ganzen Berg während des Schnittes dauerhaft zu zerstören und mit begrenztem Gewebe für den Einsatz in alternativen Analysen zu versehen. So empfehlen wir ausführlich dokumentieren ganze Montierungen mit einem Desktop sCanner, um digitale Bilder für zukünftige Analyse und Referenz zu produzieren. Auch wenn die Färbung innerhalb eines Monats nicht stattfindet, beschränken Sie die Anzahl der geschnittenen Abschnitte, um das Gewebe für zukünftige Analysen zu bewahren. Die Vorteile dieser ganzen Mount-to-H & E-Sektion Methode überwiegen die Grenzen, so dass es universell auf Mamma-Studien mit mehreren Disziplinen, vor allem Toxikologie angewendet werden kann. Mehrere Studien mit Chemikalien mit bekannten endokrinen Wirkungen haben eine modifizierte Version dieses Protokolls enthalten, die ihre Anwendbarkeit 11 , 12 , 13 demonstriert. Die Ergebnisse aus diesen Studien können dazu beitragen, die Chancen eines falschen Negativs bei der chemischen Prüfung zu reduzieren, können aber auch neue oder zusätzliche Informationen liefern, die für regulatorische und Risikobewertungsentscheidungen verwendet werden können.

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Disclosures

Die Autoren haben keine gegensätzlichen Interessen, um in Bezug auf die Forschung, die Autorenschaft und / oder die Veröffentlichung dieses Artikels zu erklären.

Acknowledgments

Die Autoren möchten Pam Ovwigho, Tenette Jones und Natasha Clayton, NIEHS, für ihre technische Kompetenz und Unterstützung bei diesem Projekt anerkennen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Xylene Sigma-Aldrich 214736
Permount Thermo Fisher Scientific SP15-100 mounting media for coverslipping whole mounts and H&E sections
Leica automated processor Leica Biosystems Model # ST5020
HM 355S Automatic Microtome Thermo Fisher Scientific  905200
Paraffin Leica Biosystems EM-400
Superfrost plus microscope slides Thermo Fisher Scientific 4951PLUS-001 electrostatically charged
Fisher Finest 24x60x1 Thermo Fisher Scientific 12-548-5P coverslips
Varistain Gemini ES Automatic slide stainer Thermo Fisher Scientific A78000014
Sta-On Leica Biosystems 3803107 liquid adhesive; used in water bath at sectioning
Modified Harris Hematoxylin 72711 Richard-Allan Scientific (Part of Thermo Scientific) 72711
Eosin Leica Biosystems 3801600
Lithium Carbonate SkyTech Laboratories LCQ500
Glacial Acetic Acid Thermo Fisher Scientific A38-500 needed in Carnoy's fixative
Chloroform Macron Fine Chemicals 4440-04 needed in Carnoy's fixative
100% Ethanol The Warner Graham Company 6505001050000 needed in Carnoy's fixative and washing slides
95% Ethanol The Warner Graham Company 6505011137320190
Carmine Alum Sigma-Aldrich C1022-25G
Aluminum potassium sulfate dodecahydrate, Sigma Ultra Sigma-Aldrich A7210-500G
Automation wash buffer, 20X Biocare Medical TWB945

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References

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Sektion Mammary Gland Ganze Mounts für Läsion Identifizierung
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Tucker, D. K., Foley, J. F., Bouknight, S. A., Fenton, S. E. Sectioning Mammary Gland Whole Mounts for Lesion Identification. J. Vis. Exp. (125), e55796, doi:10.3791/55796 (2017).More

Tucker, D. K., Foley, J. F., Bouknight, S. A., Fenton, S. E. Sectioning Mammary Gland Whole Mounts for Lesion Identification. J. Vis. Exp. (125), e55796, doi:10.3791/55796 (2017).

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