Summary
Кислотное посткондиционирование защищает от церебральной ишемии. Здесь мы представляем две модели для выполнения APC. Они достигаются, соответственно, путем переноса кортикотратальных срезов в кислый буфер после лишения кислород-глюкозы in vitro и при вдыхании 20% CO 2 после окклюзии средней церебральной артерии in vivo .
Abstract
Инсульт является одной из ведущих причин смертности и инвалидности во всем мире, с ограниченными терапевтическими подходами. В качестве эндогенной стратегии нейропротекции лечение после кондиционирования оказалось многообещающей терапией против церебральной ишемии. Однако сложные процедуры и потенциальные проблемы безопасности ограничивают их клиническое применение. Чтобы преодолеть эти недостатки, мы разработали кислотное посткондиционирование (APC) в качестве терапии экспериментальной фокальной церебральной ишемии. APC относится к легкой терапии ацидозом при вдыхании CO 2 во время реперфузии после ишемии. Здесь мы представляем две модели для выполнения APC in vitro и in vivo , соответственно. Для имитации церебральной ишемии применяли лечение личинки кислород-глюкозы (OGD) у мышей и окклюзию кортикостриала и окклюзию средней мозговой артерии (MCAO) у мышей. APC может быть просто достигнута путем переноса срезов мозга в кислый буфер, барботированный 20% CO 2 , oГ мышами, вдыхающими 20% CO 2 . APC показал значительные защитные эффекты против церебральной ишемии, что отразилось на жизнеспособности тканей и объеме инфаркта головного мозга.
Introduction
Инсульт является одной из ведущих причин смертности и инвалидности во всем мире. Большие усилия были предприняты для того, чтобы найти эффективные методы лечения инсульта в последние десятилетия, однако достижение довольно неудовлетворительное. Postconditioning - это процесс, которым манипулируют субтоксические стрессы после ишемического эпизода. Посткондиционирование, включая ишемическую, гипоксическую, низкую глюкозу и отдаленное ишемическое посткондиционирование, вызывает эндогенные адаптивные механизмы и, как доказано, является перспективной терапией против церебральной ишемии 1 , 2 , 3 , 4 . Однако ишемическое посткондиционирование может привести к дополнительным травмам. Конечное ишемическое посткондиционирование конечности обычно требует нескольких циклов окклюзии и реперфузии 5-20 минут на ипсилатеральных или двусторонних задних конечностях 5 , 6 , 7 . ThПоэтому эти посткондиционирующие манипуляции опасны или непрактичны в клинической практике. Чтобы преодолеть эти недостатки, мы разработали APC как терапию фокальной церебральной ишемии у мышей 8 . Индуцированный просто при вдыхании 20% CO 2 , APC значительно снижает ишемическое повреждение головного мозга более эффективным и безопасным способом. Недавно мы доказали, что APC расширяет окно реперфузии, подчеркивая важность APC для терапии инсульта 9 .
Здесь мы представляем две экспериментальные модели для изучения нейропротекции АРС против церебральной ишемии. Первая из них - модель лишения кислород-глюкозы (OGD) у мышей кортикостриала. Быстрая подготовка и передача срезов мозга в искусственную среду, обычно искусственную спинномозговую жидкость (ASCF), могут поддерживать жизнеспособность клеток и нейронную схему, что позволяет изучать функцию мозга in vitro 10 <Sup>, 11 . OGD в ASCF имитирует церебральную ишемию и индуцирует ишемическое повреждение 12 , 13 , 14 . После OGD срезы мозга обновляются в регулярном ASCF (r-ASCF), чтобы обеспечить реперфузию, а затем обработаны APC с использованием кислого ASCF, барботированного 20% CO 2 . Кортикостриальный срез сохраняет интактную гистологическую характеристику по сравнению с первичными культивируемыми клетками.
Для изучения функции мозга in vivo используется мышь средней мозговой артерии (MCAO). Средняя мозговая артерия блокируется вставкой мононити с пламенем через общую сонную артерию. В качестве одной из наиболее широко используемых моделей инсульта модель MCAO демонстрирует клиническую значимость, и применение мононити облегчает достижение реперфузии. Просто путем вдыхания нормального смешанного газа, содержащего 20% CO 2 после начала реперфузииN, APC продемонстрировал значительные защитные эффекты против церебральной ишемии, отмеченной уменьшенными объемами инфаркта головного мозга.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты были одобрены и проведены в соответствии с этическими принципами Комитета по экспериментальному эксперименту для животных в Чжэцзянском университете и полностью соответствовали Руководству Национального института здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных. Были предприняты усилия для сведения к минимуму любой боли или дискомфорта, и использовалось минимальное количество животных.
1. OGD кортикоспитальных срезов
- Подготовка раствора:
- Подготовить 1000 мл r-ACSF (124 ммоль / л, NaCl, 5 ммоль / л KCl, 1,25 ммоль / л KH 2 PO 4 , 2 ммоль / л MgSO 4 , 26 ммоль / л NaHCO 3 , 2 ммоль / л CaCl 2 , 10 ммоль / л глюкозы, конечный рН 7,4). Пузырь с 5% CO 2 и 95% O 2 в течение всего эксперимента.
- Подготовьте 200 мл без глюкозы ACSF (gf-ACSF), как указано выше, но исключая глюкозу, барботируют 5% СО 2 и 95% N 2 . Пузырьковые газы в течение 30 минут перед нанесением на brЧтобы уменьшить содержание кислорода в растворе. Продолжайте пузыриться до завершения процедуры OGD.
- Подготовьте кислотный ACSF (a-ACSF) путем уравновешивания 200 мл r-ACSF с 20% CO 2 и 80% O 2 . Пузырьковые газы в течение 30 минут перед нанесением на срезы головного мозга для снижения рН раствора до рН 6,8 и продолжения барботирования до завершения процедуры APC.
- Поместите три держателя ткани в r-ACSF, gf-ACSF, a-ACSF, соответственно.
- Подготовка ломтика головного мозга:
Примечание. В этом исследовании использовались 8-недельные мышиные мыши C57Bl / 6J. Животных помещали под контролируемую температуру (22 ± 2 ° C), с 12-часовым периодом темно-темного цикла и доступом к гранулированным пищевым продуктам и воде.- Пожертвуйте мышью с передозировкой изофлураном в индукционной камере. Обезглавить мышь. Рассеивайте мозг с помощью маленьких ножниц и щипцов. Удалите мозг тонким шпателем и осторожно опустите его в стеклянный стаканВыдерживая ледяную r-ACSF, уравновешенную 5% CO 2 и 95% O 2 .
ПРИМЕЧАНИЕ. Эти шаги должны выполняться как можно быстрее, но тщательно. - Держите мозг в ледяной r-ACSF в течение 5 мин. Отрегулируйте давление газа, чтобы избежать движения мозга.
- Поместите криопреципитат клей на пластину вибратора двумя полосками. Поместите кусок 3% агарозы на клейкую полоску от лезвия для поддержки мозга.
- Инвертируйте 10-сантиметровую чашку Петри на лед, а затем нанесите на тарелку фильтровальную бумагу. Смочите фильтровальную бумагу капли ледяного r-ACSF.
- Перенесите мозг в фильтровальную бумагу с помощью щипцов. Отрежьте лобный столб и мозжечок лезвием и щипцами.
ПРИМЕЧАНИЕ. Поперечные сечения должны быть как можно более гладкими и вертикальными по отношению к сагиттальной плоскости. - Поместите оставшуюся ткань головного мозга вертикально на другую полоску клея и держите мозг, прислонившись к агарозе. Добавить ледяной r-ACSF в режущий резервуар доПогрузите мозг и добавьте лед в зону хранения льда. Держите r-ACSF в резервуаре, барботированном 5% CO 2 и 95% O 2 .
- Поднимите резервуар и отрегулируйте положение бритвы, чтобы поместить бритву как можно ближе к мозгу, а также чуть выше мозга.
- Выберите режим «CONT», чтобы разрезать секции мозга непрерывно. Установите толщину резания до 400 мкм, частота вибрации до 6 - 8 и скорость до 3 - 4. Нажмите кнопку «Пуск / Стоп», чтобы начать автоматическую резку.
- Отрежьте кончик 3-миллилитровой пипетки Пастера, чтобы сделать отверстие, соответствующее размеру срезов мозга.
ПРИМЕЧАНИЕ. Открытие должно быть достаточно большим, чтобы избежать дополнительного повреждения срезов мозга. - Вырежьте пять кусочков мозга один за другим с помощью пипетки tip-cutPasteur и поместите их в держатель ткани в ледяной r-ACSF, барботированный 5% CO 2 и 95% O 2 . Не собирайте первый разрез. Отрегулируйте давление газа до avoiD движений срезов мозга.
ПРИМЕЧАНИЕ. Ломтики мозга не должны покрывать друг друга. - Поместите срезы мозгов с r-ACSF при комнатной температуре в течение 30 минут, а затем при 37 ° C на водяной бане еще на 10 минут для восстановления синаптических функций.
- Пожертвуйте мышью с передозировкой изофлураном в индукционной камере. Обезглавить мышь. Рассеивайте мозг с помощью маленьких ножниц и щипцов. Удалите мозг тонким шпателем и осторожно опустите его в стеклянный стаканВыдерживая ледяную r-ACSF, уравновешенную 5% CO 2 и 95% O 2 .
- OGD и APC:
- Поместите gf-ACSF и a-ACSF в водяную баню с температурой 37 ° C и пузырьки буферов с соответствующими газами, как указано выше в 1.1.2 и 1.1.3, в течение 30 мин.
- Оставьте один срез в r-ACSF в качестве элемента управления. Перенесите остальные четыре среза мозга в держатель ткани с предварительно разогретым gf-ACSF и инкубируйте в течение 15 мин. Перенесите ломтики обратно в держатель ткани в r-ACSF для достижения реперфузии.
- Чтобы изучить временное окно APC, перенесите один срез непосредственно из gf-ACSF в a-ACSF. Сначала перенесите остальные три среза на r-ACSF, а затем перенесите два из них в держатель ткани в ACSF 5 и 15 мин после реперфузии соответственно.
- IncubatE два среза в a-ACSF в течение 3 минут, а затем переносите их обратно в r-ACSF. Инкубируйте три среза в r-ACSF еще 1 час. Установите остальные фрагменты в r-ACSF в качестве группы OGD.
- Для исследования ответа на дозу перенесите все четыре среза в держатель ткани в r-ACSF сначала после OGD и инкубируйте в течение 5 мин. Затем оставите один срез в r-ACSF в качестве группы OGD и перенесите остальные три среза в a-ACSF. Инкубируйте срезы в a-ACSF в течение 1, 3 и 5 минут соответственно, а затем передайте их обратно в r-ACSF. Инкубируйте три среза в r-ACSF еще 1 час.
- Определение жизнеспособности среза:
- Подготовьте 0,25% 2,3,5-трифенилтетразолия гидрохлорид (ТТК) нормальный физиологический раствор. Добавьте 1,25 г порошка ТТС в 500 мл нормального физиологического раствора.
ПРИМЕЧАНИЕ. После полного растворения порошка перенесите раствор в 24-луночный планшет (500 мкл на лунку), покрытый фольгой, и храните его при 4 ° C. TTC и ткани, окрашенные TTC, являются светлымиsitive. - Перенесите срезы в 24-луночный планшет (один срез на лунку), содержащий раствор ТТК, и растяните срез в растворе. Инкубируйте срезы в TTC-растворе при 37 ° C на мелководной бане в течение 30 мин.
- Перенесите ломтики в чистые 1,5 мл центрифужные пробирки, покрытые фольгой, и измерьте сухой вес ломтиков.
- Добавьте этанол / диметилсульфоксид (1: 1) в центрифужные пробирки (v: w = 10: 1) для извлечения формазана. Инкубируйте срезы в этаноле / диметилсульфоксиде при комнатной температуре вдали от света в течение 24 часов.
- Добавить все этанол / диметилсульфоксид в пробирки в 96-луночный планшет и измерить поглощение при 490 нм с помощью планшетного ридера.
- Нормализовать абсорбцию до сухого веса среза и выразить жизнеспособность как процент контрольного среза.
- Подготовьте 0,25% 2,3,5-трифенилтетразолия гидрохлорид (ТТК) нормальный физиологический раствор. Добавьте 1,25 г порошка ТТС в 500 мл нормального физиологического раствора.
2. MCAO
- Приготовление:
- Дезинфицировать рабочее место, поверхность лазерного доплеровского FlowmetrY (LDF) и его принадлежности с 70% этиловым спиртом.
- Подготовьте автоклавные инструменты: две ножницы, 10 см; Два пинцета, 10 см; Один офтальмический щипчик, 11 см; Один микро-глазной ножницы, 9 см; Один зажим микрососуда, 1,8 см; Привод на оси, r 12,5 см; Несколько хирургических швов (△ 1/2 4 × 10); ватные палочки.
- Подготовьте шприц (без иглы) с солевым раствором для поддержания области гидратации.
- Подготовьте анестезирующий газ (100% O 2 + изофлуран).
- Обнаружение потока крови головного мозга:
- Настройте инструмент LDF.
- Инъекционные анальгетики внутрибрюшинно в мышь: метамизол 200 мг / кг, карпрофен 4 мг / кг и бупренорфин 0,1 мг / кг.
- Поместите мышь в индукционную камеру с 4% изофлураном в кислороде, чтобы обезболивать ее до тех пор, пока спонтанное движение тела и вибрации не прекратится.
- Поместите мышь в положение лежа с носом, вставленным вНосовой конус и поддерживать изофлуран на 1,5% для последующей процедуры.
- Приложите глазную мазь декспантенола на оба глаза.
- Дезинфицируйте голову 70% этилового спирта.
- Сделайте правильный парамедианный разрез кожи между глазами и ушами, используя скальпель, чтобы выставить бредгу.
- Протрите череп стерильным хлопком.
- Нанесите одну-две капли хирургического клея на поверхность черепа.
- Поместите наконечник волоконно-оптического зонда 5 мм хвостовым на брегму и 6 мм в поперечном направлении к средней линии.
- Начните запись потока крови на компьютерном программном обеспечении. Подождите, пока не будет достигнут стабильный исходный уровень кровотока, а затем нанесите 20 мкл катализатора на клей для фиксации зонда.
ПРИМЕЧАНИЕ. Идеальный базовый уровень должен быть более 500 флюсов. - Если базовый уровень составляет менее 200 флюсов, аккуратно отрегулируйте положение, чтобы получить подходящую базовую линию. Держите зонд прикрепленным к черепу в течение всего эксперимента.
- Дезинфицируйте голову йодомС подключенным оптоволоконным зондом.
- MCAO:
- Поместите и зафиксируйте анестезированную мышь (с зондом LDF, прикрепленным к ее черепу) в положении лежа на спине и поддерживайте температуру тела, используя лампу накаливания во время операции. Дезинфицируйте шейку 70% этиловым спиртом.
- Сделать разрез кожи парамедиа в шею с помощью скальпеля; Тупые рассекают мягкие ткани щипцами, чтобы разоблачить сосуды. Добавьте одну каплю физиологического раствора в облученные ткани, чтобы поддерживать их влагой.
- Вырезать общую сонную артерию из окружающих тканей и блуждающего нерва с помощью офтальмологических щипцов. Будьте осторожны, чтобы не повредить блуждающий нерв. Продезинфицируйте кожу шеи снова иодофором после обнажения общей сонной артерии.
- Поместите зажим микрососуда на дистальный конец общей сонной артерии, а затем завяжите мертвый узел с 6-0 шелковыми швами на проксимальном конце. Поместите зажим как можно более проксимальным для последующих операций. Убедитесь, что длинаСосуд между зажимом и мертвым узлом как можно дольше для последующих операций.
- Сделайте временный шов, проксимальный к зажиму, связывая свободный узел. Убедитесь, что между двумя узлами достаточно места для вставки мононити.
- Сделайте небольшой продольный разрез между двумя узлами с помощью микроглазничных ножниц. Убедитесь, что разрез как можно ближе к мертвому узлу для последующих операций. Будьте осторожны, чтобы не отключить судно.
- Вставьте 12-миллиметровый мононити с затупленными концами через разрез, чтобы войти в просвет артерии и продвинуть его на несколько мм. Затяните свободный узел вокруг кончика мононити, а затем снимите зажим.
- Продвиньте нить во внутреннюю сонную артерию (10 мм, чтобы закрыть центральную мозговую артерию) с помощью офтальмологических щипцов, пока программное обеспечение LDF не продемонстрирует резкое снижение (> снижение на 80% от исходного кровотока) в кровотоке. Запишите время начала окклюзии.
ПРИМЕЧАНИЕ. Настройка прибора LDFОписанных в разделе 2.2. - Закройте среднюю мозговую артерию в течение 1 часа. Отрежьте зонд LDF и поместите мышей в инкубатор 30 ° C на время окклюзии.
- Реперфузия и АПК:
- Повторно обезжирить животных изофлюраном, как описано выше, через 55 минут после начала окклюзии. Поместите и исправьте мышей в положении лежа на спине. Откройте шейный разрез и снова выпустите общую сонную артерию.
- Аккуратно вытащите нить с помощью офтальмологических щипцов после периода окклюзии для достижения реперфузии и превратите временный шов в постоянный, затянув узел.
- Для лечения ацидоза замените газ, вдыхаемый носовым конусом, на смесительные газы, содержащие 20% CO 2 , 20% O 2 и 60% N 2 в течение 5 минут при 5, 50 или 100 минут после реперфузии. Закройте разрез прерванным хирургическим швом.
- Поместите мышей в тепловую клетку 30 ° C, пока мыши не восстановят сознаниеА затем вернуть мышей для очистки отдельных клеток. Предоставьте мышам чашку Петри с водой и смоченной пищей. Следите за мышами после операции за чрезмерную боль и смерть.
- Измерение объема инфаркта головного мозга:
- Измерьте объем инфаркта головного мозга, используя окрашивание TTC через 24 часа после реперфузии.
- Подготовьте 0,25% раствор ТТК, как указано на этапе 1.4.1, до назначенного времени жертвоприношения. Перенесите раствор в 24-луночный планшет (1 мл на лунку), покрытый фольгой, и храните его при 4 ° C.
ПРИМЕЧАНИЕ: TTC и ткань, окрашенные TTC, чувствительны к свету. - Через 24 ч после реперфузии принести в жертву животное с передозировкой изофлюраном в индукционной камере. Обезглавить мышей. Вырезайте мозг с помощью маленьких ножниц и щипцов. Изучите точки кровообращения на мозге, чтобы исключить мышей, которые подверглись субарахноидальному кровоизлиянию в Круге Уиллиса.
- Поместите мозг на чистый стеклянный предмет слайда на -20 ° ; Ледяной пакет. Поместите мозг и стекло в холодильник -20 ° C в течение 5 минут, чтобы мозг стал легче срезать.
- Выньте мозг и стеклянную ползунь от -20 ° C и положите их обратно на лед -20 ° C. Рассекайте лобный столб и мозжечок лезвием и щипцами.
- Нарезайте срезы мозга горизонтально до толщины 1 мм с помощью лезвия для производства 5 срезов. Перенесите срезы в 24-луночный планшет, содержащий раствор ТТК (1 срез на лунку) с помощью пинцета и растяните срезы в растворе. Инкубируйте срезы в TTC-растворе при 37 ° C на мелководной бане в течение 30 мин.
- Аспирируйте раствор ТТК. Добавить 10% формальдегид (1 мл на лунку) и инкубировать при комнатной температуре в течение 30 мин. Поместите кусочки в том порядке, в котором они были разрезаны на листе целлофана, и отсканируйте сегменты в фотопленку.
- Проанализируйте размер инфаркта в процентах от всего среза мозга с помощью программного обеспечения для анализа изображений ImageJLass = "xref"> 8 на основе визуальной идентификации; См. Рис. 2 (слева).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В описанной выше модели срединной кортикостриотической области выживаемость кортикостриотической части количественно определяли методом ТТК через 1 ч после реперфузии. Конверсия ТТК рассчитывалась путем нормализации поглощения на 490 нм до контрольного среза. Согласно TTC-конверсии, APC защищен от OGD-индуцированного реперфузионного повреждения в начале и в зависимости от продолжительности. Детально, как 1, так и 3 мин обработки ацидозом значительно улучшали жизнеспособность через 5 мин после 15 мин OGD, тогда как 5 мин не было (OGD: 0,609 ± 0,029, 5/1: 0,758 ± 0,034, 5/3: 0,821 ± 0,041, 5/5: 0,672 ± 0,053, данные представлены как среднее ± SEM) ( рисунок 1 A ). Нейропротекция обработкой ацидозом оставалась защитной в течение 5 мин после реперфузии, тогда как 15 мин не было (OGD: 0,584 ± 0,044, 0/3: 0,762 ± 0,036, 5/3: 0,833 ± 0,062, 15/3: 0,627 ± 0,038) Рисунок 1 B ).
В модели MCAO через 5 минут после начала реперфузии через 5 мин после выздоровления, вызванного ишемическим оскорблением, было обнаружено 5 минут лечения ацидозом, что отразилось на небольших объемах инфаркта (MCAO: 33,4 ± 4,4%, 5/5: 16,6 ± 2,7%, 50 / 5: 19,5 ± 2,1%, 100/5: 37 ± 2,1%). Нейропротекция была по-прежнему устойчивой, даже когда начальное время было отложено до 50 мин после реперфузии. Однако лечение ацидозом, начатое через 100 мин, не блокировало ишемические повреждения ( рисунок 2 ).
Все данные были собраны и проанализированы вслепую. Данные представлены как среднее ± SEM. В модели кортикостриального среза каждая группа имеет 6-8 выборок. В модели MCAO каждая группа имеет 9 - 10 образцов. Для множественных сравнений применялся односторонний анализ дисперсии с наименьшей значимой разницей.
Рисунок 1 . APC защищает от OGD-индуцированной реперфузионной травмы в кортикостриалатных срезах. Кортикотратальные срезы обрабатывались ацидозом (рН 6,8) для указанных длительностей (A) и указывали периоды восстановления (B) после OGD. Жизнеспособность клеток оценивали по анализу 3- [4,5-диметилтиазол-2-ил] -2,5-дифенилтетразолия бромида через 24 ч после реперфузии, а жизнеспособность кортикостриозального среза определяли количественно путем анализа ТТК через 1 ч после реперфузии. Значения показывают среднее значение ± SEM. N = 6 - 8 для каждой группы; * P <0,05 и ** p <0,01 в одностороннем анализе дисперсии; R, реперфузия. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2 . APC защищает от MCAO-индуцированной травмы у мышей. Животных подвергали 60 мин MCAO и обрабатывали путем вдыхания 20% CO2 в течение 5 мин при 5, 50 или 100 мин после реперфузии. Объем инфаркта определяли количественно окрашиванием гидрохлоридом 2,3,5-трифенилтетразолия через 24 часа после реперфузии (обозначено черной пунктирной линией на левой панели). Значения показывают среднее значение ± SEM. N = 8 - 10 для каждой группы; * P <0,05 и ** p <0,01 в одностороннем анализе дисперсии; R, реперфузия. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Здесь мы представляем две экспериментальные модели для изучения нейропротекции АРС против церебральной ишемии. В срезах головного мозга APC достигается путем инкубации мышей кортикостриальных срезов в кислом буфере, барботированном 20% CO 2 после начала реперфузии, тогда как в модели MCAO APC достигается путем вдыхания 20% CO 2 мышам после реперфузии. Обе модели отражают нейропротекцию АРС против церебральной ишемии. Защита была сопоставима с той, которая достигалась при ишемическом постусловии, но с более широким временным окном. В модели MCAO временное окно может составлять до 50 минут после реперфузии по сравнению с 10 мин для ишемического посткондиционирования 15 . Кроме того, процедура APC проще и безопаснее.
В модели кортико-стригальных ломтиков нежные и быстрые операции имеют решающее значение для обеспечения жизнеспособности срезов мозга в максимальной степени. Для работы MCAO мониторинг мозгового кровотокаНеобходимо, и необходимо наблюдать резкое снижение кровотока, чтобы обеспечить окклюзию средней мозговой артерии. После того, как мозг был расчленен для окрашивания ТТК, тщательное исследование мозга необходимо для исключения субарахноидального кровоизлияния.
Расширение и продолжительность ацидоза имеют решающее значение для достижения нейропротекции АПК. Длительная продолжительность лечения ацидозом не выгодна в модели кортикостриотических срезов ( рисунок 1 A ). Кроме того, наши предыдущие исследования показали , что как 10% и 20% СО 2 ингаляции, а не 30% СО 2 ингаляции придают нейропротекции на мышах 8. Это указывает на то, что мягкий ацидоз имеет решающее значение для нейропротекции АРС, и поэтому концентрация СО 2 и продолжительность АРС незаменимы для нейрозащиты ацидоза.
В дополнение к окрашиванию ТТС многие методы могут быть объединены сУдовлетворяя разнообразные исследовательские потребности. Например, внеклеточная электрическая запись может быть добавлена к заключительному этапу, чтобы наблюдать, как ишемия и ацидоз влияют на нейронный потенциал 16 . Перфузионное решение среза мозга можно также собирать для измерения изменения концентрации аминокислотных нейротрансмиттеров после АРС с помощью ВЭЖХ 17 . Ломтики определенных областей мозга могут быть подготовлены для изучения ответов конкретной области на ишемию и APC. В целом, многие альтернативы могут быть введены для освещения последствий ишемии и ацидоза.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа финансировалась Национальным фондом естественных наук Китая (81573406, 81373393, 81273506, 81221003, 81473186 и 81402907), Фондом естественных наук провинции Чжэцзян (LR15H310001) и Программой для ведущей команды инновационной команды S & T в Чжэцзяне (2011R50014).
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Sodium chloride | Sigma | S5886 | |
Potassium chloride | Sigma | P5405 | |
Potassium phosphate monobasic | Sigma | P9791 | |
Magnesium sulfate | Sigma | M2643 | |
Sodium bicarbonate | Sigma | S5761 | |
Calcium chloride dihydrate | Sigma | C5080 | |
D-(+)-Glucose | Sigma | G7021 | |
Vibratome | Leica | VT1000 S | |
2,3,5-triphenyltetrazolium hydrochloride | Sigma | T8877 | |
Absolute Ethanol | Aladdin Industrial Corporation | E111993 | |
Dimethyl sulfoxide | Sigma | D8418 | |
Laser Doppler Flowmetry | Moor Instruments Ltd | Model Moor VMS-LDF2 | |
Diethyl ether anhydrous | Sinopharm Chemical Reagent Corporation | 80059618 | |
Trichloroacetaldehycle hydrate | Sinopharm Chemical Reagent Corporation | 30037517 | |
10% Formalin | Aladdin Industrial Corporation | F111936 | |
24-well plates | Jet Biofil | TCP-010-024 |
References
- Zhao, H., Sapolsky, R. M., Steinberg, G. K. Interrupting reperfusion as a stroke therapy: ischemic postconditioning reduces infarct size after focal ischemia in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (9), 1114-1121 (2006).
- Leconte, C., et al. Delayed hypoxic postconditioning protects against cerebral ischemia in the mouse. Stroke. 40 (10), 3349-3355 (2009).
- Fan, Y. Y., et al. Transient lack of glucose but not O2 is involved in ischemic postconditioning-induced neuroprotection. CNS Neurosci Ther. 19 (1), 30-37 (2013).
- Hess, D. C., Hoda, M. N., Bhatia, K. Remote limb perconditioning [corrected] and postconditioning: will it translate into a promising treatment for acute stroke. Stroke. 44 (4), 1191-1197 (2013).
- Ren, C., Yan, Z., Wei, D., Gao, X., Chen, X., Zhao, H. Limb remote ischemic postconditioning protects against focal ischemia in rats. Brain Res. 1288, 88-94 (2009).
- Sun, J., et al. Protective effect of delayed remote limb ischemic postconditioning: role of mitochondrial K(ATP) channels in a rat model of focal cerebral ischemic reperfusion injury. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (5), 851-859 (2012).
- Li, P., et al. Remote limb ischemic postconditioning protects mouse brain against cerebral ischemia/reperfusion injury via upregulating expression of Nrf2, HO-1 and NQO-1 in mice. Int J Neurosci. , 1-8 (2015).
- Fan, Y. Y., et al. A novel neuroprotective strategy for ischemic stroke: transient mild acidosis treatment by CO2 inhalation at reperfusion. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 275-283 (2014).
- Shen, Z., et al. PARK2-dependent mitophagy induced by acidic postconditioning protects against focal cerebral ischemia and extends the reperfusion window. Autophagy. 0, (2017).
- Skolnik, J., Takacs, L., Szende, E. In vitro oxygen consumption of slices from kidney, brain, cortex and liver in hypoxia. Nature. 209 (5020), 305 (1966).
- Lynch, G., Schubert, P. The use of in vitro. brain slices for multidisciplinary studies of synaptic function. Annu Rev Neurosci. 3, 1-22 (1980).
- Zheng, S., Zuo, Z. Isoflurane preconditioning reduces purkinje cell death in an in vitro model of rat cerebellar ischemia. Neuroscience. 118 (1), 99-106 (2003).
- Yin, B., Barrionuevo, G., Weber, S. G. Optimized real-time monitoring of glutathione redox status in single pyramidal neurons in organotypic hippocampal slices during oxygen-glucose deprivation and reperfusion. ACS Chem Neurosci. 6 (11), 1838-1848 (2015).
- Medvedeva, Y. V., Ji, S., Yin, H. Z., Weiss, J. H. Differential vulnerability of CA1 vs CA3 pyramidal neurons after ischemia: possible relationship to sources of Zn2+ accumulation and its entry into and prolonged effects on mitochondria. J Neurosci. , (2016).
- Pignataro, G., et al. In vivo and in vitro characterization of a novel neuroprotective strategy for stroke: ischemic postconditioning. J Cereb Blood Flow Metab. 28 (2), 232-241 (2008).
- Zhang, X., Ding, H. Z., Jiang, S., Zeng, Y. M., Tang, Q. F. An in vitro study of the neuroprotective effect of propofol on hypoxic hippocampal slice. Brain Inj. 28 (13-14), 1758-1765 (2014).
- Niu, Y., et al. Chemical profiling with HPLC-FTMS of exogenous and endogenous chemicals susceptible to the administration of chotosan in an animal model of type 2 diabetes-induced dementia. J Pharm Biomed Anal. 104, 21-30 (2015).