Summary
Descrevemos um protocolo para a realização de hepatectomy parcial (PHx) e transplante de células através do baço em NOD. SCID (ASSENTIMENTO. CB17-Prkdcscid/J) ratos. Neste protocolo, uma incisão é feita para expor e fazer a ressecção do lobo esquerdo do fígado seguido por outra incisão para o transplante intrasplenic de células.
Abstract
Hepatectomy parcial é um método versátil e pode ser reproduzido para estudar a regeneração hepática e o efeito da terapêutica de célula com base em várias condições patológicas. Hepatectomy parcial também facilita a enxertia aumentada e proliferação das células transplantadas por neovascularização acelerada e migração de células para o fígado. Aqui, descrevemos um protocolo simples para executar hepatectomy 30% e o transplante de células no baço de um não-obesos diabéticos/grave combinado NOD imunodeficientes. SCID (ASSENTIMENTO. CB17-Prkdcscid/J) rato.
Neste procedimento, são feitas duas pequenas incisões. A primeira incisão é expor e fazer a ressecção do lobo esquerdo do fígado, e outra pequena incisão para expor o baço para o transplante intrasplenic de células. Este procedimento não requer nenhuma habilidade cirúrgica especializada, e pode ser completado em 5-7 minutos com menos estresse e dor, recuperação mais rápida e melhor sobrevivência. Nós demonstramos que o transplante de hepatócitos isolados de uma proteína verde fluorescente (GFP), expressando o rato (transgénico C57BL/6-Tg (UBC-GFP) 30Scha/J), bem como hepatócito como células de origem humana (NeoHep) em parcialmente hepatectomized NOD. Ratos SCID.
Introduction
Atualmente, transplante de hepatócitos é proposto como uma alternativa ao transplante de órgão inteiro para tratar pacientes com distúrbios hepáticos graves. Acredita-se que ele pode ponte pacientes de transplante de órgão inteiro1. Além dos hepatócitos alogênico2, hepatócitos xenogénica3 e hepatócitos derivados de células-tronco4 também estão sendo investigados em modelos animais. Neste contexto, a orientação e enxertia potencial das células transplantadas no receptor é um critério importante para a terapia de célula com base na insuficiência hepática aguda (AHF).
Para investigar o transplante de hepatócitos ou células hepatócito5, AHF é criada em um modelo animal por cirúrgica6 ou procedimentos farmacológicos7 , seguidos de transplante de células. Tornar-se um modelo animal de AHF por reagentes farmacológicos, hepatotoxinas muitos como d-galactosamina8, paracetamol9, tetracloreto de carbono10, tioacetamida11, Concanavalina A12, lipopolissacarídeo13 , etc., têm sido utilizados. Desta lista, cada reagente gera um conjunto único de características para AHF, mas infelizmente não reagente único imita as AHF humana. Além disso, a AHF induzida por hepatotoxinas leva um longo tempo, o que coloca os animais sob estresse crônico, e obter resultados reprodutíveis são difíceis de obter.
Por outro lado, o procedimento cirúrgico de hepatectomy parcial (PHx) é dependente de habilidade, e obter resultados reprodutíveis são fáceis de obter depois de desenvolver as habilidades necessárias. Para induzir AHF por intervenção cirúrgica sozinha, ressecção de mais de 70% do fígado é necessária; no entanto, menos do que um hepatectomy 70% ainda pode ser utilizado para estudar a enxertia e proliferação de transplantadas células no fígado para analisar sua capacidade terapêutica durante dano hepático14. O transplante de hepatócitos foram realizados post hepatectomy através do peritônio15, cauda veia16, veia hepática17ou o baço18. Atualmente, infusão de veia hepática e transplante intrasplenic dos hepatócitos são os procedimentos preferenciais, porque são mais fáceis de reproduzir.
Neste trabalho, descrevemos um procedimento para uma hepatectomy parcial de 30% na NOD. SCID (ASSENTIMENTO. CB17-Prkdcscid/J) ratos em que o lobo esquerdo do fígado é extirpado. Ele é seguido por transplante de hepatócitos de rato (C57BL/6-Tg (UBC-GFP) 30Scha/J) expressando GFP 0,2 milhões, bem como origem humana NeoHep19 no baço. Este procedimento leva a enxertia das células transplantadas no fígado. Este procedimento é menos invasivo e uma técnica minimamente dolorosa.
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Protocol
Os procedimentos apresentados neste protocolo foram aprovados pelo Comitê de ética institucional Animal do Instituto Nacional de Imunologia, Nova Deli. O número de série de referência da aprovação é IAEC #319/13.
Nota: Existem excelentes recursos em procedimentos de cirurgia geral20 e protocolos específicos para a cirurgia do roedor21. Para aqueles que fazem a cirurgia animal pela primeira vez, é aconselhável extensivamente em prática procedimentos cirúrgicos em bonecos antes de operar em animais.
1. preparação
- Antes do experimento, manter estéril tampão fosfato salino (PBS) ou salino pronto.
- Monte um kit de cirurgia contendo tesouras, pinças serrilhadas, fórceps do tecido, algodão, cotonetes, fios de nylon e porta agulhas micro diferentes. O kit de cirurgia de autoclave. Cuidado especial deve ser tomado se um aceno imunológico comprometido. Rato SCID é incluído no protocolo.
- Executar todo o procedimento experimental, desde a preparação para o fim da cirurgia, da bio-segurança classe I do armário.
- Pese um aceno. Rato SCID de 6-8 semanas antes da cirurgia. Ratos com peso entre 14-18 g são utilizados neste estudo.
- Barba superior central e hipocondríaco região abdominal do mouse com o aparador de cabelo. Aplica o cabelo removendo o creme uniformemente em toda a região com uma espátula para remover completamente os pelos aparados. Remova os pelos suavemente com a ajuda de um pedaço de algodão estéril após 2-5 min.
- Posicione o mouse na câmara de isoflurano e desbloquear a válvula do cilindro de oxigênio. Manter o fluxo de oxigênio à taxa de 4 L/min e a vaporização de isoflurano em 4% para induzir anestesia.
- Certifique-se de que o mouse tem sido anestesiado corretamente beliscando suave do dedo do pé.
- Coloque uma placa de cirurgia dentro uma biossegurança do armário. Coloque o animal no quadro de cirurgia, tal que a porção ventral do mouse é voltada para cima e a porção anterior do rato é colocada dentro do cone de nariz ligado à alimentação de isoflurano e oxigênio.
- Reduzir a vaporização de isoflurano para 2% e mantê-lo durante todo o procedimento cirúrgico.
- Desinfectar a pele do rato e esterilize-limpando com algodão estéril embebida de etanol a 70%.
2. ato cirúrgico
-
Hepatectomy parcial
- Fazer uma incisão transversa de cerca de 1 cm na pele logo abaixo do esterno, perpendicular ao processo xifoide e paralelo da caixa torácica, com a ajuda de uma tesoura reta de funcionamento.
- Separe suavemente a pele anexada com a camada muscular abdominal nas imediações da zona da incisão com pinça ou dicas de algodão umedecido estéril para distinguir entre a pele e a camada muscular abdominal. Molhe a região intradérmica com PBS usando dicas de algodão estéril para evitar a dessecação.
- Expor a área do lobo esquerdo suavemente, fazendo uma incisão transversal através da camada peritoneal logo abaixo do xifoide. Use duas dicas de algodão umedecido para expor e levantar o lobo esquerdo do fígado.
- Coloque uma das pontas do algodão do lado abdominal do corte e coloque a outra ponta de algodão do lado do diafragma. Delicadamente pressione a ponta colocada para o diafragma e dar um empurrão deslizando pela outra ponta para levantar o lobo esquerdo do fígado.
- Passar um fio de nylon com um loop através do lóbulo esquerdo levantado e deslize o loop em direção à base do lobo esquerdo perto do hilo, com a ajuda das dicas de microfórceps ou algodão. Empurre para baixo o loop de fio de nylon na base do lobo esquerdo.
- Amarre duas extremidades do fio de nylon por cima do lobo esquerdo usando um porta-agulha microcirurgia e o micro fórceps. Faça dois nós adicionais do outro lado.
- Disse para fora o lóbulo amarrado com a ajuda de uma tesoura. Não tente cortar muito perto o thread. No caso do procedimento dura mais de 5 min, mantenha a cavidade peritoneal e órgãos úmido com PBS estéril para evitar a desidratação devido à perda de líquidos.
- Costure o peritônio por sutura contínua usando uma sutura de Catgut 4-0. Subsequentemente, feche a pele por sutura descontínuos tão rapidamente quanto possível.
-
Transplante de células
Nota: Os hepatócitos expressando GFP foram isolados de ratos transgénicos GFP (C57BL/6-Tg (UBC-GFP) 30 Scha/J), de acordo com o procedimento descrito por Lee et al. 22 e Shen et al. 23 hepatócitos células (NeoHep) de origem humana diferenciada de monócitos24 também foram utilizadas para transplante. No entanto, as células derivadas de outras fontes podem também ser utilizadas no protocolo.- Suspenda a 0,2 milhões de células viáveis em cerca de 50 µ l de modificado Dulbecco do Iscove médio (IMDM) e Aspire-lo em uma seringa de insulina 1 mL com agulha 30 G. Não deixar a seringa, colocando-o no gelo.
- Coloque o mouse em uma forma que a parte lateral esquerda enfrenta até em direção a pessoa que realizar a cirurgia. Identificar a área esplênica e transversalmente dissecar a pele perto da região hipocondríaca, seguida por uma incisão pequena através da camada peritoneal apenas para expor o baço.
- Delicadamente Levante o baço e mantenha que fora da cavidade com a ajuda de dois PBS umedecido com pontas de algodão.
- Segure o baço cuidadosamente com duas pontas de algodão com uma mão e coloque a agulha da seringa exatamente vertical para o baço. Delicadamente, perfuram o baço e empurra a agulha muito lentamente por dentro; a agulha não deve ter mais que 2 mm.
- Empurre o êmbolo da seringa lentamente para injetar as células no baço. Após transplante, manter a agulha da seringa estável e retire lentamente o baço para evitar sangramento ou perda de células.
- Depois de colocar o baço volta para a cavidade peritoneal com as pontas de algodão, feche a camada peritoneal por sutura contínua com uma sutura de Catgut 4-0. Costure a pele descontinuamente com a sutura do mesma. Evite usar clipes de ferida para o fechamento da pele; em vez disso, feche-a uma sutura de 4-0. Os clipes de ferida restringem o movimento natural do mouse, e muitas vezes clipes afrouxar-se e sair rapidamente.
3. no pós-operatório cuidados
- Depois de fechar a pele, limpe os arredores de ambos os sites de sutura com solução de iodo (betadine) usando uma ponta de algodão estéril.
- Injetar uma dose de antibiótica cefotaxima como 600 mg/kg de peso (tipicamente 12 mg cefotaxima em 100 µ l de solução salina/rato) de corpo intraperitonealmente com uma seringa de 1 mL.
- Dar doses diárias de analgésico Meloxicam como 1 mg/kg peso corporal (tipicamente 12 µ g Meloxicam em 100 µ l de solução salina/rato) ao animal intraperitonealmente, por até três dias após a cirurgia.
- Após a conclusão da cirurgia, interromper o fluxo de gás de isoflurano e posicione o mouse de volta na gaiola ventilada individualmente.
4. eutanásia e caracterizações
- Após os pontos experimentais (1 dia e 10 dias pós cirurgia), eutanásia os ratos de acordo com as orientações institucionais de ética animal.
- Colete sangue por terminal sangria dos animais, puncionando o plexo terminal ocular.
- Isole o soro do sangue.
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Representative Results
Proliferação hepatocyte após hepatectomy parcial de 30%: A proliferação dos hepatócitos nos restantes fígada após 30% hepatectomy foi examinada por imuno-histoquímica (IHC) mancha para um marcador de proliferação celular, Ki-67. Post um dia hepatectomy, os ratos foram sacrificados, os lóbulos de fígado restantes foram extirpados e cortes de parafina foram obtidos. As seções foram coradas com anticorpo Ki-67, seguido de rotulagem com anticorpo secundário conjugado de horseradish peroxidase (HRP). Di-Amino benzidina (DAB) foi usado como substrato para o desenvolvimento de cor marrom para HRP para identificar células manchadas. O núcleo foi contador corados com hematoxilina e visto sob um microscópio de objetiva X 20. A Figura 1 mostra uma imagem representativa de IHC de uma seção de fígado. Aproximadamente 13% das células (13.66 ± 0.317, N = 3) foram Ki-67 positivo, que confirmou que um hepatectomy 30% facilita a proliferação de hepatócitos no fígado do rato.
Estudo anatômico: Uma imagem representativa do fígado de um aceno. Rato SCID, 10 dias post hepatectomy é mostrado na Figura 2. Esta imagem confirmou que o fígado remanescente era saudável com nenhuma anormalidade visível.
Presença de células transplantadas durante a primeira hora de cirurgia: A orientação das células transplantadas foi confirmada com a análise de fluxo cytometric examinando a presença de hepatócitos positivos GFP 2 horas após o transplante.
Uma suspensão de célula única foi obtida o baço e o fígado do rato hospedeiro após digestão enzimática do tecido excisado borne 2 horas de transplante de hepatócitos de GFP. A porcentagem de células positivas de GFP transplantadas foi estimada utilizando um citômetro de fluxo. Um portão de dispersão foi selecionado entre o enredo de ponto correspondente do FSC-SSC para eliminar as células de detritos e gibão. O portão do quadrante da trama foi criado pela intensidade fluorocromo fundo de suspensões celulares obtidas o baço e o fígado de um rato de controle no qual não há células foram transplantadas. Cerca de 1,7% positivos hepatócitos GFP foram encontrados no baço, e nenhum hepatócitos GFP foram encontrados no fígado 2 horas após o transplante. Dados representativos são mostrados na Figura 3.
Imuno-histoquímica: Pós-operatório de dez dias, os ratos foram sacrificados e o lóbulo lateral direita, o lóbulo direito e os lóbulos medial esquerdos do fígado foram extirpados e cryo-seccionamento foi realizada para obter 5 µm de seções. Estas seções foram examinadas em seguida para o homing e enxertia das células transplantadas. A Figura 4 mostra as imagens representativas de imuno-histoquímica (IHC) mancha contra anti-GFP (vermelho) para identificar o GFP expressando hepatócitos de ratos (painel A, Be C); e contra a albumina humana (vermelha), bem como anti-humano connexin 32 (verde), para identificar os hepatócitos células (NeoHep) de origem humana (painel D, E, Fe G). O núcleo foi counterstained com 4' 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, azul) em ambos os casos. Estes painéis de imagem, alguns GFP engrafted expressando hepatócitos (painel A, Be C) e NeoHep (painel D, E, Fe G) são claramente visíveis.
Análise bioquímica do fígado secretado enzimas: Para verificar a funcionalidade do fígado após o procedimento cirúrgico, realizou-se análise bioquímica diferentes enzimas do fígado secretadas. Os gráficos de barra na Figura 5 representam o valor médio de aspartato aminotransferase (AST), alanina aminotransferase (ALT) e fosfatase alcalina (fosfatase alcalina) no soro de NOD saudável. Os ratos SCID e diferentes grupos de parcialmente hepatectomized ratos. É evidente a partir do gráfico que após 1 dia de hepatectomy, os níveis das enzimas AST, ALT e fosfatase alcalina aumentaram significativamente, quando comparado com os ratos saudáveis.
Os níveis de enzima ALT e AST foram restaurados ao normal, enquanto os níveis de fosfatase alcalina permanecidos altos pós-operatório de dez dias em ratos não-transplantados. No entanto, os níveis de todas as três enzimas caiu ao normal em ratos transplantados após 10 dias.
Estudo histológico do fígado: As amostras de fígado dos ratos transplantados e hepatectomized foram processadas para análise histológica estudar o pós-operatório de alterações anatômicas. A Figura 6 mostra o campo brilhante representante imagens de hematoxilina e eosina (H e E) manchadas seções fígadas de ratinhos saudáveis sem cirurgia, dia 1 post hepatectomy parcial e 10 dias postar hepatectomy parcial e transplante de NeoHep. Nestas imagens, danos no fígado devido à proliferação suave de fibrose ou tecido conjuntivo peri-biliar foi observado após 1 dia de hepatectomy parcial e sem anomalias foram observadas pós-cirurgia de dez dias.
Figura 1 : Uma imagem representativa de Ki-67 coloração de NOD. Seção de SCID fígado após 1 dia de 30% hepatectomy. Seção estava manchada com anticorpo Ki-67, peroxidase de rábano (HRP) conjugado anticorpo secundário, DAB (marrom) foi usado como substrato HRP e núcleos foram counterstained pela hematoxilina (azul). As setas indicativas apontam algumas das células Ki-67 positivas (marrons). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Regenerado fígados lóbulos de um aceno. SCID rato 10 dias depois da cirurgia. R: caudado lobo (processo caudado), b: direito lóbulo lateral, c: no mesmo lóbulo, d: lóbulo, coração e:, f: restante do lobo lateral esquerdo após hepatectomy e g: lobo caudado (processo papilar). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Percentagem de GFP positivas do mouse heptatocytes no baço e no fígado de um aceno. Rato SCID. Os painéis superiores mostram o perfil de célula de um rato de controle combinado de idade em que não há células foram transplantadas. Painéis inferiores mostram o perfil de célula após 2 horas de transplante de hepatócitos GFP em um rato hepatectomized. Eixo y das parcelas denota a intensidade de fluorescência da GFP (canal FITC) medida em unidades arbitrárias em uma escala logarítmica, e o eixo x denota o forward scatter (FSC) em unidades arbitrárias em uma escala linear. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : A orientação de GFP transplantado expressando hepatócitos de rato e NeoHep no fígado regenerado host. Imagens representativas de fígado seções de um parcialmente hepatectomized NOD. SCID mouse transplantado com hepatócitos de rato positivo de GFP (A-C), mostrando a enxertia de célula e de orientação. Painel r: núcleo (azul: DAPI), painel b: anti-GFP (vermelho: Alexa Fluor 594), imagem do painel c: mesclada. Painéis (D-G) mostram a seção fígada da parcialmente hepatectomized NOD. Rato SCID em qual NeoHep foram transplantadas. Painel d: núcleo (azul: DAPI), e: painel humano anti-Connexin 32 (verde: Alexa Fluor 488), f: painel humano antialbumina (vermelho: Alexa Fluor 594) e imagem mesclada de g: painel. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Análise bioquímica do fígado diferente secretados enzimas no soro de ratos. Coluna barras representam os valores médios de diferentes enzimas (AST/SGOT, ALT/SGPT, fosfatase alcalina). O ponto de tempo de estudo pós-cirurgia é mostrado no eixo X. No grupo controle, houve idade correspondido NOD. Realizou-se ratos SCID e sem cirurgia. Barras de erro significam o erro padrão da média, N = 3 e * indica p< 0.05, NS indica não-significância em p> 0,05. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6 : Estudo histopatológico de cortes de tecido do fígado de ratos. Imagens de microscopia de campo claro representante de hematoxilina e eosina (H e E) manchadas de secções de tecido hepático de NOD. Camundongos SCID sob 20 X da lente objetiva. Painel A mostra uma seção de fígado de um aceno de cabeça saudável. Rato SCID da mesma idade sem qualquer cirurgia. Painel B mostra uma seção de fígado 1 dia post parcial hepatectomy. Nesta imagem, cabeças de seta para indicam a região de proliferação de fibrose ou tecido conjuntivo peri-billiary suave. Painel C mostra uma seção de fígado dez dias post parcial hepatectomy e célula de transplante. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Hepatectomy parcial é uma técnica estabelecida para investigar regeneração hepática e hepatectomy excessiva é relatado para imitar o modelo de AHF. Entre modelos animais de AHF, roedores, sobretudo ratos, são o modelo mais pesquisado. Para obter um modelo de lesão hepática em ratos, até um 70% hepatectomy tem sido relatado com uma taxa de sobrevivência bom25,26. No entanto em nude e outro rato imunodeficientes, um hepatectomy 70% foi relatado como fatal e animais morreram dentro de 24 horas27.
Mitchell e Willenbring28 demonstraram um método reprodutível e bem tolerado para 2/3 hepatectomy parcial em camundongos. Para NOD. Os ratos SCID, obtivemos uma taxa de sobrevivência de 100% quando a hepatectomy era restrito até a ressecção do lobo hepático esquerdo, que é perto de 30% da massa total do fígado. Em consonância com as observações em camundongos27, observamos que qualquer aumentar ainda mais no percentual de hepatectomy na NOD. Rato SCID leva a uma redução dramática da taxa de sobrevivência. Além disso, post de lóbulos de proliferação dos hepatócitos nos restantes fígado 1 dia de hepatectomy parcial 30% confirmou a utilidade deste procedimento no transplante e enxertia estudos.
Em um estudo mais recente, Universidade Ahmed et al 29 demonstraram um procedimento para xenografts de carcinoma hepatocelular colestase em camundongos imunodeficientes. Eles têm mostrado um procedimento para o transplante de células tumorais em vários órgãos, incluindo o baço e executada hepatectomy para facilitar a enxertia de colestase.
Nos procedimentos relatados por Mitchell28 e Ahmed29, há uma oportunidade para refinamentos fazendo incisões muito menores, como pequenas incisões são geralmente preferidas em cirurgia. Não há evidência de30 que um menor incisão cirúrgica de comprimento leva à menor secreção de hormônios do estresse, como cortisol e catecolaminas. Além disso, achamos que os procedimentos que envolve uma incisão maior exigem um maior nível de habilidades e são mais difíceis de reproduzir, em comparação com procedimentos tendo duas incisões menores.
Neste trabalho, descrevemos um procedimento em que a incisão mínima é necessária para expor o lobo esquerdo do fígado e, depois de realizar uma hepatectomy de 30%, outra pequena incisão foi feita para expor o baço, onde as células foram implantadas. Este procedimento não requer nenhuma habilidade cirúrgica especializada e pode ser concluído em 5-7 min. Além disso, não encontramos nenhuma evidência de qualquer anormalidade morfológica ou anatômica na restante massa hepática, como evidenciado por estudos histológicos. Além disso, havia uma ausência de isquemia ou necrose durante o procedimento cirúrgico da semana 6-8-velho imunológico comprometido de ratos. A indução da lesão hepática após hepatectomy parcial é confirmada pelos níveis elevados de enzimas hepáticas AST, ALT e ALK-PHOSin ratos soro. Uma rota de intrasplenic foi escolhida para o transplante de células sobre outras vias venosas, porque o sistema venoso portal tem maior acessibilidade para o fígado córtex do que outros sistemas venosos. Demonstrámos que o transplante de hepatócitos isolados de um rato transgênico de GFP e NeoHep que são diferenciadas de hepatócitos células de origem humana, em parcialmente hepatectomized NOD. Animais do SCID. O procedimento não restringe o tipo de células usado para transplante.
No entanto, este procedimento não cria a condição de AHF em um rato, como é realizada apenas uma hepatectomy parcial de 30%. Esta limitada hepatectomy fornece um potencial proliferativo para hepatócitos presentes no fígado remanescente, que desse modo oferece oportunidades adicionais para hepatócitos transplantados para enxertia. Isso só demonstra a migração e a enxertia de hepatócitos e NeoHep do baço para o fígado, e nenhum dano adicional ao fígado é feito pelo procedimento de transplante.
Acima de tudo, este procedimento é simples e pode ser praticado e dominado facilmente para obter resultados reprodutíveis. O potencial regenerativo das várias fontes de celulares (células-tronco ou células hepatócito) no contexto de lesão hepática, ou o estudo de regeneração hepática, pode ser facilmente avaliado com este procedimento cirúrgico.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado pela subvenção núcleo recebida do departamento de biotecnologia, governo da Índia para o Instituto Nacional de Imunologia, Nova Deli. Endereço atual do Dr. Bhattacharjee é a divisão de Gastroenterologia, Hepatologia e nutrição, Hospital Los Angeles das crianças.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Weighing machine | Goldtech ; India | Local Procurement | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | Local Procurement | |
| Hair Trimmer | Panasonic ; Japan | ER-GY10 | |
| Straight operating scissor with sharp /sharp blades | Major Surgicals; India | Local Procurement | |
| Forceps with Serrations | Major Surgicals; India | Local Procurement | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| 1 ml insulin syringe with 30G *5/16 needles | Dispo Van; India | ||
| 1 ml syringe with 26 G * 1/2 needle | BD ; US | REF 303060 | |
| Nylon Threads | Mighty ; India | (1-0) Local Procurement | |
| MERSUTURES 4-0 Sterilised Surgical Needled Suture | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| TRUGUT 76 cm 4-0 absorbable surgical suture | Sutures India Pvt. Ltd; India | SN 5048 | Sterilised Surgical Needled Suture Catgut Chromic |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | Local Procurement | |
| Surgical Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | ||
| Confocal laser scanning microscope | Carl Zeiss ; Germany | LSM 510 META | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Flow Cytometer | BD ; US | BD FACSverse | Assesment of presence of cells post transplantation |
| Veet hair removal cream | Reckitt Benckiser , India | ||
| FORANE | Abbott ; US | isoflurane USP 99.9% | |
| Taxim | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection | |
| Povidone-Iodine solution | Win-Medicare; India | Betadine | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM) | Life technologies, Thermo Fisher scientific ; US | 12200-036 | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Tissue-Tek | Sakura; US | 25608-930 | O.C.T compound |
| DAPI | Himedia; India | MB 097 | |
| anti-Albumin goat Polyclonal | Thermo Scientific,Pierce, US | PA126081 | |
| anti-connexin 32/GJB1 Polyclonal | abcam, UK | ab64609-500 | |
| antiGFP rabbit polyclonal | Santa Cruz biotechnology; US | SC 8334 | |
| Alexa Fluor 594 donkey anti-goat | Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ; US | A11058 | |
| Alexa Fluor 488 donkey anti-sheep | Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ; US | A11015 | |
| Alexa Fluor 594 chicken anti rabbit | Molecular Probes , Thermo Fisher Scientific ; US | A21442 | |
| Goat anti rabbit IgG HRP | Invitrogen, Thermo Fisher Scientific; US | 65-6120 | |
| anti-Ki67 antibody | abcam, UK | ab15580 | |
| Antigen Unmasking Solution, Citric acid base | Vector laboratories, US | H-3300 | |
| ProLong Diamond antifade mountant | Life technologies, Thermo Fisher scientific ; US | P36966 | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | ||
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | ||
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | ||
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Melonex (Pain Killer) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | Meloxicam injection | |
| DAB enhanced liquid substrate system tetrahydrochloride | Sigma ; US | D3939 |
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