Summary
Le but du présent protocole est de démontrer la mise en place d’un dispositif de constriction retardé (un constrictor Améroïde) autour d’une artère coronaire dans un modèle de porcs. Ce dispositif crée une zone ischémique du coeur qui est utile pour l’étude de nouvelles techniques d’imagerie diagnostiques et nouvelles méthodes de traitement.
Abstract
Les maladies cardiovasculaires demeurent la première cause de mortalité aux Etats-Unis. Il existe de nombreuses approches pour le traitement de ces maladies, mais quel que soit l’approche, un modèle in vivo est nécessaire pour tester chaque traitement. Le porc est un des modèles animaux grands plus utilisés pour les maladies cardiovasculaires. Son coeur est très similaire à l’anatomie et la fonction à celle d’un être humain. La technique de placement Améroïde crée une zone ischémique du coeur, qui a de nombreuses applications utiles dans l’étude de l’infarctus du myocarde. Ce modèle a été utilisé pour la recherche en chirurgie, des études pharmaceutiques, techniques d’imagerie et thérapies cellulaires.
Il y a plusieurs façons d’induire une zone ischémique au cœur. Chacun a ses avantages et ses inconvénients, mais le placement d’un constrictor Améroïde reste la technique la plus largement utilisée. Les principaux avantages à l’utilisation de l’Améroïde sont sa prévalence dans les études existantes, sa disponibilité en différentes tailles pour s’adapter à l’anatomie et taille du navire pour être resserrée, la chirurgie est une procédure relativement simple et la post-operative surveillance est minime, puisqu’il n’y a aucun périphérique externe pour maintenir. Ce document fournit un aperçu détaillé de la bonne technique pour la mise en place de l’Améroïde constrictor.
Introduction
La maladie coronarienne (CAD), qui conduit à une ischémie du myocarde, est la principale cause d’invalidité, de décès et frais de santé autour du monde4 et peuvent être attribuées pour environ 1 sur chaque 3 décès en1,US2 , 3 , 4 , 5 , 6. bien qu’il y a eu de nombreux progrès dans les traitements percutanées et chirurgicales, comme un tiers des patients souffrant de CAD ne sont pas admissibles pour ces traitements en raison d’âge, mauvaise santé ou anatomie sous-optimale4, 5 , 6 , 7. afin d’évaluer de nouvelles méthodes d’imagerie diagnostique ou de traitement, le développement d’un modèle animal approprié est essentiel.
Lors du développement d’un modèle animal pour une maladie, le trouble induit devrait imiter étroitement les caractéristiques anatomiques et physiologiques de la maladie à l’être humain8,9. Parmi les grands animaux plus largement utilisé pour les études cardiovasculaires est le cochon. Le coeur de porc ressemble plus étroitement au cœur de l’homme en termes de taille, l’anatomie et physiologie3,6. Tout comme le cœur de l’homme, le myocarde de coeur de porc ne possède pas une vaste circulation collatérale6. Pour cette raison, le coeur de cobaye ne tolère pas bien les occlusion coronaire aiguë, mais elle peut tolérer une occlusion coronaire progressive. Si une artère coronaire est obstruée lentement, il peut être utilisé comme un modèle d’ischémie myocardique chronique, chronique de l’infarctus du myocarde et insuffisance cardiaque5,6,9,10, 11 , 12 , 13. l’ischémie myocardique chronique peut être induite par l’implantation de stents ou le placement d’un obturateur hydraulique, un obturateur de sténose fixe ou un constrictor Améroïde. Des avantages et des inconvénients pour toutes ces méthodes qui sont décrites en détail dans diverses publications6,9,13 , mais la méthode la plus couramment utilisée est le placement d’Améroïde5, 6,10,11.
Le constrictor Améroïde se compose de matériau de caséine encapsulé dans un acier inoxydable, plastique ou anneau titane. Une fois placés autour d’une artère (habituellement le gauche artère coronaire descendante antérieure (DAL) ou l’artère coronaire circonflexe gauche (LCX)), le matériel de caséine absorbe le liquide environnant provoquant la lumière interne de réduire progressivement, imitant la sténose lente d’un artère et résultant finalement en pleine occlusion9,13,14. Cette procédure utilisée par elle-même ou en collaboration avec d’autres méthodes de résultats dans une région d’ischémie myocardique chronique et/ou d’infarctus du myocarde du ventricule gauche du cœur qui a été utile pour l’élaboration et l’évaluation de nouvelles techniques d’imagerie8, 10,15, traitements thérapeutiques7,16,17,18 et interventions chirurgicales19,20.
Protocol
les procédures décrites ici ont été approuvés par le National Heart, Lung et Blood Institute et animalier Comité de l’urbanisme à la National Institutes of Health et sont conformes aux politiques énoncées dans la politique de Service de santé publique sur Tous les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire, la Loi sur la protection des animaux et le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
Remarque : le but de cette intervention chirurgicale consiste à produire un modèle animal d’ischémie myocardique chronique qui peut être utilisé pour développer des traitements qui sont cliniquement pertinents pour les patients atteints de grave CAD. Cela ne peut être accompli en utilisant un modèle in vitro.
1. animaux
- utiliser male Yorkshire porcs pesant entre 12 et 15 kg.
2. procédures de pré-opératoire
- pour un antibiotique prophylactique, utiliser amoxicilline et clavulanate de potassium (15 mg/kg) par voie orale deux fois par jour commençant 24 heures avant la chirurgie.
Remarque : Cet antibiotique par voie orale est démarré avant la chirurgie pour s’assurer que le cochon il avalera et pour aussi s’assurer qu’ils n’auront pas une réaction allergique aux médicaments post-opératoires. - Retenir la nourriture et l’eau du porc 12 h avant la chirurgie.
- Le jour de la chirurgie, anesthésier le cochon avec un cocktail de kétamine (33 mg/kg), midazolam (0,5 - 0,75 mg/kg) et glycopyrrolate (0,01 mg/kg), donné par voie intramusculaire (IM).
- Placer le cathéter intraveineux (IV) 20 G dans une veine de l’oreille et intuber l’animal avec un tube endotrachéal de 7.0 Fr.
Remarque : Ajuster la taille du cathéter IV et la sonde endotrachéale en fonction de la taille du cochon. - Enlever les poils (rasage) sur le côté gauche du porc de l’épaule jusqu'à l’ombilic et de la médiane abdominale à la colonne vertébrale.
- Administrer les antibiotiques prophylactiques (pipéracilline et tazobactam : 100 mg/kg IV) et les médicaments de la douleur (buprénorphine sustained release : 0,2 mg/kg sous-cutanée (SC) ou un transdermique de fentanyl patch 25-50 µg/h).
Remarque : L’antibiotique IV est donné parce que les animaux sont soumis à un jeûne pendant 12 h avant la chirurgie et ne reçoivent pas l’antibiotique oral mentionné précédemment au cours de cette période. - Le cochon dans la salle d’opération de transport et connecter la sonde endotrachéale à la machine d’anesthésie équipée d’un détecteur de fumée pour surveiller les gaz des voies respiratoires. Mécaniquement ventiler le cochon à l’aide d’un volume de marée de 10 mL/kg comme point de départ et ne pas dépasser une pression de 30 cm H 2 O. Réglez le taux respiratoire entre 10-20 respirations par minute (bpm) et ajuster au besoin pour tenir la fin d’expiration (2) CO PetCO 2) niveaux entre 28 et 35 mm Hg. maintenir l’anesthésie isoflurane (1-3 %) ou sévoflurane (2-5 %).
- Placer la cochon à droite vers le bas sur la table d’opération. Fixer toutes les sondes nécessaires pour surveiller la température du corps (BT), électrocardiogramme (ECG), oxymétrie de pouls (SpO 2), etc.
- préparer le site chirurgical via trois gommages alternantes avec alcool chlorhexidine et 70 % à 2 % (s’applique à un mouvement circulaire commençant par le centre et le déplacement vers l’extérieur).
- Drapé du site chirurgical à l’aide d’une technique aseptique 21.
3. Intervention chirurgicale
- exposer le cœur à travers une thoracotomie gauche.
- Faire une incision de la peau en parallèle à la 4 ème et 5 ème intercostale espace environ 8-9 cm de longueur à l’aide d’une lame de bistouri Swann-Morton n° 10.
- Couper à travers le grand dorsal et le serratus ventralis muscles à l’aide d’une paire de ciseaux de Metzenbaum courbes et pince Adson Brown. Bistouri électrique permet de maintenir l’hémostase au besoin.
- Entrer dans la cavité pleurale par les muscles intercostaux entre le 4 ème et 5 ème côtes avec la coupe de ciseaux de Metzenbaum le long de la face antérieure de la 4 ème côtes. Pour réduire le risque d’endommager accidentellement le poumon, désactiver le ventilateur sur l’expiration, juste avant d’entrer dans la cavité pleurale. Dès que la cavité pleurale a été arrachée, remettez le ventilateur en marche.
- Utiliser un petit enrouleur de Finochietto pour répandre les côtes, exposant le cœur.
- Forceps Debakey utilisation de saisir et de soulever le péricarde. Potts ciseaux permet de faire un petit trou dans le péricarde, permettant à l’air d’entrer dans l’espace péricardique. Continuer l’incision avec des ciseaux de Potts sur la jonction des artères LAD et LCX.
- Pince de Babcock utilisation de rétracter l’auricule gauche. À l’aide de Debakey et querre petites pinces, disséquer l’artère LCX des tissus environnants avant ou proximale à la branche marginal obtus 1 st.
- Placer deux boucles de navire sous l’artère LCX disséqué, un à chaque extrémité. Tenir un constricteur d’Améroïde taille 3,0 mm avec la pince petit angle droit et soulevez les boucles de navire pour guidez l’artère LCX grâce à l’ouverture de la constrictor. Faites tourner doucement le constrictor afin que l’ouverture soit vers le haut. Retirer les boucles de navire. Voir la Figure 1.
NOTE : Adéquate dissection de l’artère est essentielle pour ne pas s’enrouler. Sélectionnez le constricteur de taille approprié pour l’animal. Le constricteur de taille approprié sera étroitement encercler le navire sans le contraindre au départ du navire. Les porcs domestiques pesant entre 12 et 15 kg exigent Améroïde constricteurs taille 2,5 à 3,5 mm. L’emplacement de la constrictor Améroïde sur le navire dépend de la taille souhaitée de la zone ischémique. - Re-rapprocher le péricarde et fermer avec des sutures en polypropylène de 4-0.
- Rétablir la pression thoracique négative en insérant un tube de poitrine 12 Fr ou l’équivalent dans la cavité pleurale avec l’extrémité sort par entre les couches de fermeture, généralement deux espaces intercostaux postérieures au site thoracotomie.
Remarque : Observer le poumon pour atelectasis avant de fermer les côtes. Si on observe des signes d’un sous-gonflage, regonfler les poumons manuellement jusqu'à une pression de 30 mm Hg. - Fermer la poitrine à l’aide de sutures en polypropylène 1 pour la couche intercostale, 0 sutures en polypropylène pour le serratus et couche aponévrotique, sutures en polypropylène 2-0 pour la couche sous-cutanée et sutures en polypropylène de 3-0 pour la couche sous-cuticulaires. Agrafer ou suture de la peau.
- Fixer un robinet d’arrêt à trois voies à l’extrémité du tube poitrine et évacuer l’air dans la poitrine avec une seringue de 40-60 cc jusqu'à l’obtention d’un sceau négatif. Rouler l’animal sur son flanc sternum ou inverse afin d’enlever tout l’air. Une fois la poitrine maintient une pression négative, enlever le drain thoracique et le site de la sortie de la suture. Si les animaux est logés séparément après l’opération, l’incision peut être bandée pendant plusieurs jours.
4. Post-opératoire
- après la fermeture, s’infiltrer dans l’incision le long des deux côtés du site thoracotomie avec 0,25 % bupivacaïne.
- Sevrer l’animal éteint le ventilateur et hors tension de l’anesthésie. Retirer la sonde endotrachéale dès que l’animal respire seul et la déglutition.
- Surveiller l’animal jusqu'à ce qu’il est entièrement récupéré (éveillé et sternal). Il ne devrait y avoir aucune anomalie ou arythmies sur l’ECG, le BT doivent atteindre 38,7-39,8 ° C, le SpO 2 devrait être de 95 à 100 % et le taux respiratoire doit être bpm 32-58.
- Administrer amiodarone (100 mg, par voie orale deux fois par jour) et bisulfate de clopidogrel (75 mg, par voie orale une fois par jour) pour prévenir la thrombose et des arythmies. Continuer avec l’amoxicilline et clavulanate de potassium (15 mg/kg) par voie orale deux fois par jour pendant post-opération de 10 jours. La douleur postopératoire est contrôlée avec la buprénorphine SR (libération prolongée) 0,2 mg/kg. SQ tous les trois jours. La buprénorphine SR peut être complété avec le carprofène (4,4 mg/kg) une fois et puis les PO (2,2 mg/kg) ou IM.
- Garder tout matériel de literie et d’alimentation de l’animal ' s zone de logement jusqu'à ce que l’incision est complètement guérie.
Representative Results
Après avoir analysé les données obtenues par Améroïde placement chirurgies effectuées dans nos installations sur une période de deux ans, nous avons trouvé le taux de survie à 80 %. La procédure a été effectuée sur 25 porcs Yorkshire pesant entre 12-15 kg. Des 25 porcs, 20 ont survécu à la procédure de suivi, 2 fibrillées et est mort peu après la fermeture, 2 ont été euthanasiés pour insuffisance cardiaque sévère et un oedème pulmonaire, et 1 a eu une mort anesthésique lors d’une radiographie suivie. L’autopsie a révélé une zone infarcie du ventricule gauche chez les animaux qui sont morts dans les 24 heures de la procédure. Il est soupçonné, mais ne pouvait pas être confirmé que l’artère déformé en raison de la présence de l’Améroïde depuis la lumière de l’Améroïde était encore ouverte. Les ameroids obtenus à partir des animaux qui ont été euthanasiés en raison de l’insuffisance cardiaque ont été examinés. Il y avait une fermeture totale de la lumière à 18 jours.
Les animaux survivants ont été imagées par imagerie par résonance magnétique (IRM), à 28 jours post-Améroïde de placement pour mesurer la fonction cardiaque et la taille de la zone ischémique. Figure 2 et Figure 3 montrent les images d’IRM a obtenu à un cochon avec un Améroïde recouvert de titane et un cochon avec un enrobé plastique Améroïde, respectivement. Après l’imagerie, une thoracotomie deuxième a été réalisée pour une injection de cellules ou d’une intervention factice. Animaux ont été suivis sur tant que 16 semaines post-Améroïde emplacement.
Figure 1 : Images du cochon du coeur au cours de la procédure de placement d’Améroïde. (A) Image de coeur porcs montrant la LAD, LCX et obtus artère marginale (OM). (B) l’Image de l’artère LCX disséqué avant la mise en place d’Améroïde. (C) Image du positionnement correct de l’Améroïde autour de la LCX avec l’ouverture de l’Améroïde face vers le haut ou du cœur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : qualité de l’image du cœur de porc avec un titane recouvert Améroïde. Qualité de l’image d’un coeur de porc pris quatre semaines après le placement d’un constrictor Améroïde enrobé de titane sur l’artère LCX. La flèche pointe vers l’artefact créé par le titane. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : qualité de l’image d’un coeur de porc avec un plastique enfermé Améroïde. Qualité de l’image d’un coeur de porc pris quatre semaines après le placement d’un constrictor Améroïde enveloppés en plastique sur l’artère LCX. La flèche pointe vers le constrictor Améroïde. Aucun artefact n’est observée. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Discussion
Améroïde serpents Boas ont été largement utilisés pour créer des modèles animaux d’ischémie myocardique chronique, chronique de l’infarctus du myocarde et insuffisance cardiaque5,6,7,9,10 , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. bien que ces modèles peuvent être créés par l’utilisation de stents, clamps hydrauliques ou sténose fixe clamps, la prévalence d’utilisation d’Améroïde dans la littérature scientifique permet aux chercheurs de mieux comparer les résultats de leur travaux avec précédemment publié études5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. un autre avantage d’utiliser le constrictor Améroïde est que la procédure est relativement simple et peut être réalisée avec succès par toute personne ayant des compétences chirurgicales raisonnables et ne nécessite aucun instruments spécialisés. Les autres méthodes susmentionnées exige une plus grande qualification technique et, dans le cas de l’obturateur hydraulique, nécessite une surveillance postopératoire intense due à l’appareil externalisée6,13.
La principale limitation de l’utilisation de la constrictor Améroïde est la variabilité du taux d’occlusion9,13. En général, la plupart des études utilisant le constrictor Améroïde ont trouvé le taux de sténose à être plus élevé dans les deux premières semaines et ensuite progressivement conique large jusqu'à ce que l’occlusion complète produit23,24. Ex vivo études mesurer directement le taux de fermeture de la lumière Améroïde ont confirmé que la plus grande réduction de diamètre de lumière se produit dans les deux premières semaines et ralentit par la suite25,26. Cependant, ces mêmes études ont également montré qu’entourant les concentrations de glucose et de protéines peut influer sur le taux et l’exhaustivité de la fermeture d’Améroïde, ce qui laisse croire que des conditions in vivo sont très probablement responsables de la variabilité dans Améroïde, occlusion tarifs25,26. Autres chercheurs ont suggéré que le traumatisme mécanique, inflammation, fibrose et la formation du thrombus causée par la procédure de placement d’Améroïde lui-même peuvent contribuer à cette variabilité5,,6,25 . Ce dernier scénario est probablement la raison pour les décès prématurés et les échecs de coeur observées dans cette étude. Il ne peut pas être assez souligné l’importance de faire délicat, mais suffisant, dissection de l’artère de chaque côté de l’Améroïde à ne pas s’enrouler du navire.
Positionnement correct de la constrictor Améroïde est essentiel d’instaurer une zone ischémique du coeur qui est assez grand pour traiter mais pas si grand qu’il entraîne la mort. Plaçant le constrictor Améroïde sur le LCX avant que le premier volet marginal obtus semble fonctionner mieux chez les porcs de Yorkshire. Tel que rapporté ailleurs, il en est résulté une zone ischémique d’environ 25-30 % du ventricule gauche6. Plaçant l’Améroïde tout bas a entraîné dans une zone ischémique qui était insuffisante pour le traitement spécifique qui a été examiné dans la présente étude.
Arythmies survenant au cours de cette intervention chirurgicale sont rares. Administration d’amiodarone orale après les opérations jusqu'à la fin de l’étude, peut prévenir les arythmies pendant la 2 à 3 semaines après l’opération, lorsque l’Améroïde se ferme au large. En outre, gardiennage et le personnel médical devrait être particulièrement vigilant en notant toute toux pendant ce temps, ce qui pourrait être un signe précoce d’insuffisance pulmonaire oedème/cardiaque.
Au cours des années, la conception de la constrictor Améroïde a été améliorée. Ameroids sont actuellement disponibles en plusieurs tailles permettant au chirurgien de choisir un Améroïde qui correspond au diamètre du navire pour être obstrués. L’anneau externe de l’Améroïde est disponible en acier inoxydable, titane ou en plastique. Ceci est particulièrement important lorsqu’on évalue les cœurs touchés à l’aide de MRI. Tous les métaux provoquera un artefact sur les images IRM. Ameroids titane causent moins d’un artefact que l’acier inoxydable, tandis que le plastique ne laisse rien du tout. Images d’IRM montrant la différence entre un Améroïde de titane et un Améroïde en plastique sont indiquées dans la Figure 2 et Figure 3, respectivement. L’artefact sur le côté droit du cœur dans la Figure 2 est causée par la bague titane enserrant l’Améroïde. Jusqu'à récemment, la bague de retenue sur l’Améroïde en plastique était trop volumineuse pour placer autour d’une artère coronaire sans coudure du navire. Le constrictor Améroïde utilisé dans cette étude (voir Table des matières) est une version beaucoup plus simple, qui a le même diamètre extérieur comme le métal ameroids.
Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt à divulguer.
Acknowledgments
Intra-muros a été financé pour ce projet par la Division de la recherche intra-muros, National Heart, Lung and Blood Institute, les National Institutes of Health. Nous tenons à remercier Dr. James Hawkins, Dr Robert Hoyt, The NIH Division of Veterinary Resources et le personnel du programme de recherche de chirurgie cardiothoracique aux NIH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia: ketamine | Putney, INC | Dose: 25mg/kg, IM | |
| Anesthesia: midazolam | App Pharmaceuticals | Dose: 0.75mg/kg, IM | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter | Dose: 1-3%, INH | |
| Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium | WG Critical Care | Dose: 15mg/kg, IV | |
| Antibiotics: piperacillin and tazobactam | Fresenius Kabl | Dose: 100mg/kg, PO | |
| Analgesia: buprenorphine (sustained release) | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Analgesia: fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Analgesia: bupivicaine 0.25% | Hospira | Give SC at incision site for analgesia | |
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | for scrubbing surgical site |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | for scrubbing surgical site |
| Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Pediatric anesthesia circuit | Westmed | 7-8901 | www.westmedinc.com |
| Water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | |
| EKG | Medtronics- Physiocontrol | LifePak 20 | |
| Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Temperature probe | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Electrical cautery unit | Valley Labs | Force 2 | Cut-30 Coag-40 |
| Endotracheal tube | Hudson RCI | HUD510312 | Hudson brand - appropriate size for animal |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology, Inc | SC-360097 | Fluid and drug administration |
| Lactated Ringers Solution | Hospira | NDC 0409-7953-03 | |
| Macro IV drip set 15 drops/ml | Hospira | 12672-28 | |
| Surgical gowns | Kimberly Clark | 90142 | |
| Utility drapes | Kimberly Clark | 89731 | |
| Adult laparotomy drape | Medline | DYNJP3004 | |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Size 7 - use appropriate size for surgeon |
| Needle mat - sterile | Medline | NC30MBR | |
| Cautery pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Suction tip; Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Suction cannister | Cardinal Health (Allegiance) | 65651-220 | |
| Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm | Research Instruments SW, Inc. | 760-764-9411 | Types: Stainless steel, titanium, or plastic |
| 3-way stopcock | Cardinal Health (Allegiance) | 455991 | For chest tube |
| Stomach tube - 18 Fr | Cardinal Health (Allegiance) | DC4418 | For chest tube |
| 60cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35060LL | For chest tube |
| 3cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35003LL | For post-op analgesia injection |
| Skin stapler - 35W | Ethicon Endo-Surgery | PMW 35 | skin closure |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Mini silicone vessel loops 1 Pak | Aspen Surgical | 011001PBX | for elevating circumflex artery to apply ameroid |
| 1 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8425H | close ribs |
| 2-0 (polypropylene) taper | Ethicon | SH #8523 | close muscle layers |
| 4-0 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8581H | close pericardium |
| 20 gauge needle | Cardinal Health (Allegiance) | 81-200219 | post-op analgesia injection |
| antimicrobial drape | 3M | 6640EZ | |
| Finochietto rib retractor - infant size | Codman | 50-8057 | |
| Potts-Smith scissors | Roboz | RS-6043 | |
| Babcock forceps | Roboz | RS-8022 | |
| Pean hemostatic forceps curved | Codman | 30-4565 | |
| scalpel handle #7 | Codman | 11-5534 | |
| Brown Adson forceps | Roboz | RS-5231 | |
| Debakey forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Mayo scissors | Roboz | RS-6870SC | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5011 | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5016 | |
| Mayo-Hegar needle holder | Codman | 36-2017 | |
| Ryder needle holder | Codman | 36-3012 | |
| Kelly hemostatic forceps | Roboz | RS-7130 | |
| Reynolds hemostatic forcep | Roboz | RS-7211 | |
| Weitlander retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Yorkshire domestic pigs |
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