Summary
Lo scopo del presente protocollo è quello di dimostrare il posizionamento di un dispositivo costrittivo in ritardo (un constrictor ameroid) intorno a un'arteria coronaria in un modello di suina. Questo dispositivo crea una zona ischemica del cuore che è utile per lo studio di nuove tecniche di imaging diagnostiche e nuovi metodi di trattamento.
Abstract
La malattia cardiovascolare rimane la causa numero una della mortalità negli Stati Uniti. Esistono numerosi approcci per il trattamento di queste malattie, ma indipendentemente dall'approccio, è necessario un modello in vivo per testare ogni trattamento. Il maiale è uno dei più utilizzati grandi modelli animali per la malattia cardiovascolare. Il suo cuore è molto simile a quello di un essere umano anatomia e funzione. La tecnica di posizionamento ameroid crea un'area ischemica del cuore, che ha molte applicazioni utili nello studio di infarto miocardico. Questo modello è stato utilizzato per la ricerca chirurgica, studi farmaceutici, tecniche di imaging e terapie cellulari.
Ci sono diversi modi di indurre un'area ischemica nel cuore. Ognuno ha i suoi vantaggi e svantaggi, ma il posizionamento di un constrictor ameroid rimane la tecnica più ampiamente usata. I vantaggi principali di usando il ameroid sono la sua prevalenza nella ricerca attuale, la disponibilità in varie dimensioni per ospitare l'anatomia e le dimensioni della nave per essere ristretto, la chirurgia è una procedura relativamente semplice e monitoraggio post-operatorio è minimo, poiché non sono presenti periferiche esterne per mantenere. Questo documento fornisce una panoramica dettagliata della tecnica corretta per il collocamento del constrictor ameroid.
Introduction
Malattia coronarica (CAD), che conduce ad ischemia del miocardio, è la principale causa di invalidità, morte e spese sanitarie intorno il mondo4 e attribuibile per circa 1 su ogni 3 morti in US1,2 , 3 , 4 , 5 , 6. anche se ci sono stati molti progressi nei trattamenti sia percutanei e chirurgici, oltre un terzo dei pazienti affetti da CAD non sono idonei per questi trattamenti a causa di età, cattive condizioni di salute o suboptimale anatomia4, 5 , 6 , 7. al fine di valutare nuovi metodi di formazione immagine diagnostica o trattamento, lo sviluppo di un modello animale adeguato è fondamentale.
Quando si sviluppa un modello animale per una malattia, è possibile che il disordine indotto strettamente dovrebbe emulare le caratteristiche anatomiche e fisiologiche del disordine in esseri umani8,9. Uno dei grandi animali per studi cardiovascolari più ampiamente usati è il maiale. Il cuore di maiale è più strettamente analogo al cuore umano in termini di dimensioni, anatomia e fisiologia3,6. Simile al cuore umano, il miocardio del cuore del maiale non possiede un' ampia circolazione collaterale6. Per questo motivo, il cuore di maiale non tollera bene l'occlusione coronaria acuta, ma può tollerare un graduale occlusione coronarica. Se un'arteria coronaria è occlusa lentamente, può essere utilizzato come modello per ischemia del miocardio cronica, cronica di infarto miocardico e insufficienza cardiaca5,6,9,10, 11 , 12 , 13. ischemia miocardica cronica può essere indotta tramite impianto di stent o il posizionamento di un sistema idraulico di occlusione, occlusione una stenosi fissa o un constrictor ameroid. Ci sono vantaggi e svantaggi per tutti questi metodi che sono descritte in dettaglio in varie pubblicazioni6,9,13 , ma il metodo più comunemente usato è il ameroid posizionamento5, 6,10,11.
Il constrictor ameroid è costituito da materiale di caseina racchiuso all'interno di un acciaio inossidabile, plastica o anello di titanio. Una volta collocato intorno un'arteria (di solito la sinistra arteria coronaria discendente anteriore (LAD) o l'arteria coronaria circonflessa sinistra (LCX)), il materiale di caseina assorbe il liquido circostante, causando il lume interno restringere gradualmente, che imita la stenosi lenta di un arteria e conseguente infine in pieno l'occlusione9,13,14. Questa procedura utilizzata da sola o in combinazione con altri metodi risultati in una regione di ischemia del miocardio cronica e/o infarto del ventricolo sinistro del cuore che è stato utile per sviluppare e valutare nuove tecniche imaging8, 10,15, trattamenti terapeutici7,16,17,18 e procedure chirurgiche19,20.
Protocol
le procedure qui descritte sono state approvate dal National Heart, Lung e sangue Istituto Animal Care e uso Committee presso il National Institutes of Health e sono conformi alle politiche delineate nella politica di servizio di sanità pubblica The su Un'assistenza umana e uso di animali da laboratorio, l'atto di benessere degli animali e la guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.
Nota: lo scopo di questa procedura chirurgica è quello di produrre un modello animale di ischemia del miocardio cronica che può essere utilizzato per sviluppare trattamenti che sono clinicamente rilevanti per i pazienti con grave CAD. Questo non può essere realizzato utilizzando un modello in vitro.
1. animali
- utilizzare maschio Yorkshire suina peso compreso tra 12 e 15 kg.
2. pre-surgical procedure
- per un antibiotico profilattico, utilizzare amoxicillin e clavulanate potassio (15 mg/kg) per via orale due volte al giorno cominciando 24 h prima dell'intervento chirurgico.
Nota: Questo antibiotico per via orale viene avviato prima dell'intervento chirurgico per assicurarsi che il maiale sarà ingoiarlo e anche assicurarsi che non abbiano una reazione allergica al farmaco postoperatorio. - Trattenere cibo e acqua dal maiale 12 h prima della chirurgia.
- Il giorno dell'intervento, anestetizzare il maiale con un cocktail di ketamina (33 mg/kg), midazolam (0,5 - 0,75 mg/kg) e glicopirrolato (0,01 mg/kg) dato intramuscolare (IM).
- Inserire un catetere di 20 G per via endovenosa (IV) in una vena di orecchio e intubare l'animale con un tubo endotracheale 7.0 di Fr.
Nota: Regolare le dimensioni del catetere IV e il tubo endotracheale più appropriata per le dimensioni del maiale. - Rimuovere i capelli (rasatura) sul lato sinistro del maiale dalla spalla al umbilicus e dalla linea mediana addominale alla colonna vertebrale.
- Somministrare gli antibiotici profilattici (piperacillina e tazobactam: 100 mg/kg IV) e antidolorifici (rilascio prolungato di buprenorfina: 0,2 mg/kg sottocutaneo (SC) o un transdermico di fentanil patch 25-50 µ g/h).
Nota: L'antibiotico IV è dato perché gli animali sono a digiuno per 12 h prima dell'intervento chirurgico e non ricevono l'antibiotico orale precedentemente accennato durante questo tempo. - Trasportare il maiale alla sala operatoria e collegare il tubo endotracheale per la macchina di anestesia equipaggiata con un sensore sidestream per monitorare i gas delle vie respiratorie. Meccanicamente ventilare il maiale utilizzando un volume corrente di 10 mL/kg come punto di partenza e non superare una pressione della via aerea di 30 cm H 2 O. regoli la frequenza respiratoria tra 10-20 respiri al minuto (bpm) e regolare come necessario per mantenere il fine-di marea (2 CO Livelli di PetCO 2) tra 28 e 35 mm Hg. mantenere l'anestesia con isoflurano (1-3%) o sevoflurano (2-5%).
- Posizione destra maiale giù sul tavolo operatorio. Collegare tutte le sonde necessarie per monitorare la temperatura corporea (BT), elettrocardiogramma (ECG), pulsossimetria (SpO 2), ecc.
- preparare il sito chirurgico tramite tre scrub alternati con 2% di clorexedina e 70% di alcol (si applica in un movimento circolare cominciando con il centro e lo spostamento verso l'esterno).
- Drappo il sito chirurgico utilizzando una tecnica asettica 21.
3. Procedura chirurgica
- esporre il cuore con un thoracotomy di sinistra.
- Fare un'incisione della pelle parallela a 4 th e 5 th intercostale spazio circa 8-9 cm di lunghezza con una lama da bisturi n. 10.
- Tagliare attraverso del dorsi di latissimus e serratus ventralis muscoli utilizzando un paio di forbici Metzenbaum curve e forcipe Adson Brown. Utilizzare l'elettrocauterio per mantenere l'emostasi come necessario.
- Entrare nella cavità pleurica attraverso i muscoli intercostali tra le 4 th e 5 th costole con il taglio di forbici Metzenbaum lungo il lato anteriore della nervatura th 4. Per ridurre la possibilità di danneggiare accidentalmente il polmone, spegnere il ventilatore della espirazione appena prima di entrare nella cavità pleurica. Una volta che è stata violata, la cavità pleurica, accendere il ventilatore indietro.
- Utilizzare un piccolo divaricatore Finochietto per diffondere le costole a pezzi, esponendo il cuore.
- Uso Debakey pinze per afferrare e sollevare il pericardio. Usare le forbici Potts per fare un piccolo buco nel pericardio, permettendo all'aria di entrare nello spazio pericardico. Continuare l'incisione con le forbici di Potts sopra la giunzione delle arterie LAD e LCX.
- Forcipi Babcock di uso per ritrarre l'auricola sinistra. Utilizzo di Debakey e piccolo angolo retto forcipe, sezionare l'arteria LCX dal tessuto circostante prima o prossimale al ramo marginale ottuso 1 st.
- Posto due lacci vascolari sotto l'arteria dissecata LCX, uno ad ogni estremità. Tenere un constrictor di ameroid 3,0 mm di dimensione con il forcipe di piccolo angolo retto e sollevare i loop di nave per guidare delicatamente l'arteria LCX attraverso l'apertura del constrictor. Ruotare delicatamente il constrictor così l'apertura è rivolta verso l'alto. Rimuovere gli anelli di nave. Vedere la Figura 1.
Nota: Adeguata dissezione dell'arteria è essenziale per evitare attorcigliamenti. Selezionare il restringitore di dimensione adeguato per il singolo animale. Il constrictor adeguato dimensione strettamente circonderà la nave senza comprimere inizialmente la nave. Suini domestici da 12 a 15 kg richiedono constrictor ameroid dimensioni: 2,5-3,5 mm. La posizione del constrictor ameroid sul vaso dipende la dimensione desiderata della zona ischemica. - Ri-approssimare il pericardio e chiudere con punti di sutura in polipropilene 4-0.
- Ristabilire la pressione toracica negativa con l'inserimento di un tubo della cassa 12 Fr o equivalente nello spazio pleurico con la fine uscendo tra gli strati di chiusura, generalmente due spazi intercostali posteriori al sito toracotomia.
Nota: Osservare il polmone per atelectasia prima di chiudere le costole. Se si osservano segni di sottogonfiaggio, ri-gonfiare i polmoni manualmente fino ad una pressione di 30 mm Hg. - Vicino al petto con punti di sutura in polipropilene 1 per lo strato dell'intercostale, 0 punti di sutura in polipropilene per il serratus e strato fascia, suture in polipropilene 2-0 per lo strato sottocutaneo e suture in polipropilene 3-0 per lo strato di subcuticular. Graffetta o suturare la pelle.
- Allegare un gallo di tre vie fermata alla fine del tubo della cassa ed evacuare l'aria nel petto con una siringa di 40-60 cc finché non si ottiene un sigillo negativo. L'animale sul suo lato sterno o opposto a facilitare la rimozione di tutta l'aria del rullo. Una volta che il petto mantiene la pressione negativa, rimuovere il tubo della cassa e suturare il sito d'uscita. Se gli animali sono alloggiati singolarmente postoperatorio, l'incisione può essere bendato per diversi giorni.
4. Post-operatorio
- a seguito di chiusura, infiltrare l'incisione lungo entrambi i lati del sito toracotomia con bupivacaina 0,25%.
- Svezzare l'animale fuori dal ventilatore e spegnere l'anestesia. Rimuovere il tubo endotracheale, una volta che l'animale sta respirando in proprio e la deglutizione.
- Monitorare l'animale fino a quando non è completamente recuperato (sveglio e sternale). Non ci dovrebbe essere nessun anomalie o aritmie sul ECG, il BT dovrebbero essere 38,7-39,8 ° C, la SpO 2 dovrebbe essere 95-100% e la frequenza respiratoria dovrebbe essere 32-58 bpm.
- Amministra amiodarone (100 mg, per via orale due volte al giorno) e clopidogrel bisulfate (75 mg, per via orale una volta al giorno) per prevenire la trombosi e aritmie. Continuare con amoxicillina e clavulanate potassio (15 mg/kg) per via orale due volte al giorno per 10 giorni post-operazione. Dolore post-operatorio viene controllato con buprenorfina SR (rilascio prolungato) 0,2 mg/kg. SQ ogni tre giorni. La buprenorfina SR può essere completata con carprofen (4,4 mg/kg) una volta e poi (2,2 mg/kg) PO o IM BID.
- Tenere tutto materiale di biancheria da letto e foraggiamento fuori l'animale ' s zona della scatola fino a quando l'incisione è completamente guarita.
Representative Results
Dopo aver analizzato i dati ottenuti da ameroid posizionamento interventi chirurgici eseguiti nella nostra struttura per un periodo di due anni, abbiamo trovato il tasso di sopravvivenza al 80%. La procedura è stata effettuata su 25 maiali Yorkshire da 12-15 kg. Dei 25 suini 20 sopravvisse alla procedura di follow-up, 2 fibrillato e morì poco dopo la chiusura, 2 sono stati eutanasizzati per insufficienza cardiaca e l'edema polmonare, e 1 ha avuto una morte anestetica durante una radiografia di follow-up. L'autopsia ha rivelato una zona colpita da infarto del ventricolo sinistro negli animali che sono morto entro 24 ore dalla procedura. Esso è ritenuto sospetto, ma non ha potuto essere confermato che l'arteria piegato a causa della presenza dell'ameroid dal lume dell'ameroid era ancora aperto. La ameroids ottenuta da animali che sono stati sacrificati a causa di insufficienza cardiaca sono stati esaminati. C'era una chiusura totale del lume a 18 giorni.
Gli animali sopravvissuti erano imaged di Imaging a risonanza magnetica (MRI) il posizionamento dell'alberino-ameroid 28 giorni per misurare la funzione del cuore e la dimensione dell'area ischemica. Figura 2 e Figura 3 Visualizza le immagini di MRI ottenute da un maiale con un ameroid di titanio rivestito e un maiale con una plastica incassato ameroid, rispettivamente. Dopo formazione immagine, un secondo thoracotomy è stato effettuato per un'iniezione di cellule o procedura sham. Gli animali sono stati seguiti fuori finchè il posizionamento di 16 settimane post-ameroid.
Figura 1: immagini del maiale del cuore durante la procedura di posizionamento del ameroid. (A) immagine del cuore del maiale mostrando il LAD, LCX e ottuso arteria marginale (OM). (B) immagine dell'arteria dissecata LCX prima del posizionamento di ameroid. (C) immagine del posizionamento corretto di ameroid intorno le LCX con l'apertura di ameroid rivolto verso l'alto o dal cuore. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: immagine di MRI di cuore di maiale con un titanio rivestito ameroid. Immagine di MRI di un cuore di maiale preso quattro settimane dopo il posizionamento di un constrictor incassato ameroid titanio sull'arteria LCX. La freccia indica l'artefatto creato dal titanio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: immagine di MRI di un cuore di maiale con una plastica incassato ameroid. Immagine di MRI di un cuore di maiale preso quattro settimane dopo il posizionamento di un constrictor di plastica ameroid incassato sull'arteria LCX. La freccia indica il constrictor ameroid. Nessun artefatto è osservato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Discussion
AMEROID costrittori sono stati ampiamente utilizzati per creare modelli animali di ischemia del miocardio cronica, cronica di infarto miocardico e insufficienza cardiaca5,6,7,9,10 , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. Sebbene questi modelli possono essere creati mediante l'utilizzo di stent, occlusori idraulici o stenosi fissa occlusori, la prevalenza di uso di ameroid nella letteratura scientifica permette ai ricercatori di confrontare con maggiore precisione i risultati del loro lavoro con precedentemente pubblicato studi5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. un altro vantaggio di usando il constrictor ameroid è che la procedura è relativamente semplice e può essere eseguita correttamente da chiunque con ragionevole capacità chirurgiche e non richiede nessun strumenti specializzati. Altri metodi di cui sopra richiede una maggiore abilità tecniche e, nel caso il sistema di occlusione idraulica, richiede un monitoraggio post-operatorio intenso dovuto il dispositivo esternalizzati6,13.
La principale limitazione di utilizzo il constrictor ameroid è la variabilità del tasso di occlusione9,13. In generale, utilizzando il constrictor ameroid maggior parte degli studi hanno trovato il tasso di stenosi ad essere più alta nelle prime due settimane e poi gradualmente diminuire fino a quando l'occlusione completa si verifica23,24. Gli studi ex vivo direttamente misura il tasso di chiusura del lume ameroid hanno confermato che la più grande riduzione di diametro del lume si verifica nelle prime due settimane e da allora in poi rallenta25,26. Tuttavia, questi stessi studi hanno anche dimostrato che che circondano le concentrazioni di glucosio e proteine possa influenzare il tasso e la completezza della chiusura ameroid, suggerendo così che condizioni in vivo sono probabilmente responsabili della variabilità in ameroid l'occlusione prezzo25,26. Altri ricercatori hanno suggerito che il trauma meccanico, infiammazione, fibrosi e formazione di trombi causati dalla procedura di posizionamento del ameroid stesso può contribuire a questa variabilità5,6,25 . Il secondo scenario è probabilmente il motivo per le morti premature e insufficienza cardiaca osservata in questo studio. Non può essere sottolineato abbastanza l'importanza di fare delicato, ma adeguata, la dissezione dell'arteria su entrambi i lati di ameroid per prevenire l'attorcigliamento della nave.
Il corretto posizionamento del constrictor ameroid è fondamentale per sviluppare un'area ischemica del cuore che è grande abbastanza per trattare, ma non così grande che essa provoca la morte. Ponendo il constrictor ameroid sul LCX prima che il primo ramo marginale ottuso sembra funzionare meglio in maiali Yorkshire. Come segnalato altrove, ciò ha provocato un'area ischemica del 25-30% circa del ventricolo sinistro6. Ponendo il ameroid qualsiasi inferiore ha portato in un'area ischemica che era insufficiente per il trattamento specifico che era indagato in questo studio.
Aritmie che si verificano durante la procedura chirurgica sono rare. Somministrazione orale amiodarone post-operazione fino alla fine dello studio, può impedire aritmie durante post-l'operazione di 2-3 settimane, quando la ameroid si sta chiudendo fuori. Inoltre, caretaking e personale medico dovrebbe essere particolarmente vigilare nel notare qualsiasi tosse durante questo tempo, che potrebbe essere un segno precoce di edema polmonare/infarto.
Nel corso degli anni, è stato migliorato il design del constrictor ameroid al momento. Ameroids sono attualmente disponibili in numerose dimensioni permettendo al chirurgo di scegliere un ameroid che corrisponde al diametro del vaso per essere occluso. L'anello esterno dell'ameroid è disponibile in acciaio inossidabile, titanio o plastica. Questo è particolarmente importante quando si valutano i cuori commoventi usando MRI. Tutto il metallo causerà un artefatto sulle immagini MRI. Titanio ameroids causare meno di un manufatto che acciaio inossidabile, mentre la plastica lascia nessuno a tutti. Immagini di risonanza magnetica che mostra la differenza tra un ameroid di titanio e un ameroid di plastica sono mostrati in Figura 2 e Figura 3, rispettivamente. L'artefatto sul lato destro del cuore nella Figura 2 è causato dall'anello di titanio che incassa il ameroid. Fino a poco tempo, l'anello di contenimento sulla plastica ameroid era troppo ingombrante da posizionare intorno un'arteria coronaria senza attorcigliamenti della nave. Il constrictor ameroid utilizzato in questo studio (Vedi Tabella materiali) sono una versione molto più semplificata, che ha lo stesso diametro esterno come il metallo ameroids.
Disclosures
Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi di divulgare.
Acknowledgments
Intramurale di finanziamento è stato fornito per questo progetto di divisione della ricerca intramurale, National Heart, Lung and Blood Institute presso il National Institutes of Health. Vorremmo ringraziare il Dr. James Hawkins, Dr. Robert Hoyt, la divisione NIH delle risorse veterinarie e il personale del programma di ricerca di chirurgia cardiotoracica al NIH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia: ketamine | Putney, INC | Dose: 25mg/kg, IM | |
| Anesthesia: midazolam | App Pharmaceuticals | Dose: 0.75mg/kg, IM | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter | Dose: 1-3%, INH | |
| Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium | WG Critical Care | Dose: 15mg/kg, IV | |
| Antibiotics: piperacillin and tazobactam | Fresenius Kabl | Dose: 100mg/kg, PO | |
| Analgesia: buprenorphine (sustained release) | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Analgesia: fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Analgesia: bupivicaine 0.25% | Hospira | Give SC at incision site for analgesia | |
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | for scrubbing surgical site |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | for scrubbing surgical site |
| Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Pediatric anesthesia circuit | Westmed | 7-8901 | www.westmedinc.com |
| Water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | |
| EKG | Medtronics- Physiocontrol | LifePak 20 | |
| Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Temperature probe | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Electrical cautery unit | Valley Labs | Force 2 | Cut-30 Coag-40 |
| Endotracheal tube | Hudson RCI | HUD510312 | Hudson brand - appropriate size for animal |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology, Inc | SC-360097 | Fluid and drug administration |
| Lactated Ringers Solution | Hospira | NDC 0409-7953-03 | |
| Macro IV drip set 15 drops/ml | Hospira | 12672-28 | |
| Surgical gowns | Kimberly Clark | 90142 | |
| Utility drapes | Kimberly Clark | 89731 | |
| Adult laparotomy drape | Medline | DYNJP3004 | |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Size 7 - use appropriate size for surgeon |
| Needle mat - sterile | Medline | NC30MBR | |
| Cautery pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Suction tip; Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Suction cannister | Cardinal Health (Allegiance) | 65651-220 | |
| Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm | Research Instruments SW, Inc. | 760-764-9411 | Types: Stainless steel, titanium, or plastic |
| 3-way stopcock | Cardinal Health (Allegiance) | 455991 | For chest tube |
| Stomach tube - 18 Fr | Cardinal Health (Allegiance) | DC4418 | For chest tube |
| 60cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35060LL | For chest tube |
| 3cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35003LL | For post-op analgesia injection |
| Skin stapler - 35W | Ethicon Endo-Surgery | PMW 35 | skin closure |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Mini silicone vessel loops 1 Pak | Aspen Surgical | 011001PBX | for elevating circumflex artery to apply ameroid |
| 1 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8425H | close ribs |
| 2-0 (polypropylene) taper | Ethicon | SH #8523 | close muscle layers |
| 4-0 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8581H | close pericardium |
| 20 gauge needle | Cardinal Health (Allegiance) | 81-200219 | post-op analgesia injection |
| antimicrobial drape | 3M | 6640EZ | |
| Finochietto rib retractor - infant size | Codman | 50-8057 | |
| Potts-Smith scissors | Roboz | RS-6043 | |
| Babcock forceps | Roboz | RS-8022 | |
| Pean hemostatic forceps curved | Codman | 30-4565 | |
| scalpel handle #7 | Codman | 11-5534 | |
| Brown Adson forceps | Roboz | RS-5231 | |
| Debakey forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Mayo scissors | Roboz | RS-6870SC | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5011 | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5016 | |
| Mayo-Hegar needle holder | Codman | 36-2017 | |
| Ryder needle holder | Codman | 36-3012 | |
| Kelly hemostatic forceps | Roboz | RS-7130 | |
| Reynolds hemostatic forcep | Roboz | RS-7211 | |
| Weitlander retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Yorkshire domestic pigs |
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