Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

إصابة القائم على البالون لحمل ميوينتيمال تضخم في الشريان الاورطي البطني الماوس

doi: 10.3791/56477 Published: February 7, 2018

Summary

يوضح هذا المقال نموذج مورين لدراسة وضع تضخم ميوينتيمال (MH) بعد إصابة البالون الابهري.

Abstract

من الضروري استخدام نماذج حيوانية لفهم أفضل لمتولي حسن، أحد الأسباب الرئيسية لتضيق الشرايين. في هذه المقالة، نبدي نموذج تعرية بالون مورين، وقابلة للمقارنة مع نماذج إصابة السفينة الراسخة في الحيوانات الكبيرة. نموذج تعرية الشريان الاورطي بالقسطرة البالونية يقلد الإعداد السريرية، ويؤدي إلى تغييرات مماثلة في باثوبيولوجيكال والفسيولوجية. بإيجاز، بعد إجراء شق أفقي في أبدوميناليس الشريان الاورطي، قسطرة بالون سيتم إدراجها في السفينة، وتضخم، وعرض ريتروجراديلي. تضخم البالون سيؤدي إلى إصابة البطانية والذي من السفينة. بعد إزالة القسطرة، سيتم إغلاق شق الابهري مع غرز واحد. النموذج الموضح في هذه المقالة استنساخه، من السهل القيام به، ويمكن أن تنشأ بسرعة وبشكل موثوق. ومناسبة خاصة لتقييم تكلفة العوامل العلاجية التجريبية، التي يمكن تطبيقها بطريقة اقتصادية. باستخدام الماوس خروج المغلوب سلالات مختلفة، يمكن تقييم تأثير جينات مختلفة في التنمية MH.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

وقد تضيق الشرايين في الشرايين التاجية والطرفية لها أثر كبير على معدلات الاعتلال والوفيات بين المرضى1. هو إحدى الآليات المرضية الكامنة وراء تضخم ميوينتيما (MH)، التي تتسم بزيادة الانتشار والهجرة وتوليف البروتين المصفوفة خارج الخلية من الخلايا (SMC) العضلات الملساء والأوعية الدموية2. SMC تقع في طبقة وسائط الإعلام من السفينة وتهاجر إلى التحفيز على سطح التجويف. وتشمل عوامل النمو، السيتوكينات، وخلية خلية الاتصال، الدهون، عناصر المصفوفة خارج الخلية، والقص الميكانيكية إشارات محفزة وتمتد القوات3،4،،من56. الإصابات الناجمة عن الجدار السفينة، مرضية أو علاجية المنشأ، تتسبب الخلايا البطانية وتلف الخلايا العضلية الملساء وتحفيز ردود الفعل الملتهبة، ويؤدي بالتالي إلى MH7.

نماذج حيوانية مختلفة متاحة حاليا لدراسة إصابات الشرايين وتضخم ميوينتيما. الحيوانات الكبيرة مثل الخنازير أو الكلاب لديها ميزة مشاركة الشريان مماثلة وتشريح الشرايين التاجية مع البشر، وهي مناسبة خاصة للتحقيق في أساليب وإجراءات وأجهزة قسطرة8دراسات. بيد النماذج خنزير يكون العيب من أعلى ثرومبوجينيسيتي9،10، بينما الكلاب لا تملك إلا استجابة معتدل للسفينة إصابة11. وبالإضافة إلى ذلك، تتطلب كافة نماذج حيوانية كبيرة المساكن الخاصة والمعدات والموظفين، التي ترتبط بارتفاع التكاليف ولا تتوفر دائماً في مؤسسة. وتشمل نماذج حيوانية صغيرة الجرذان والفئران. مقارنة بالجرذان، الفئران لها مزايا انخفاض التكلفة ووجود مجموعة متنوعة من ضرب نماذج. يمكن أن يكون النموذج المبين في هذا الفيديو جنبا إلى جنب مع الذين-/--الفئران التي تتغذى على اتباع نظام غذائي غربي لتقليد عن كثب وضع قسطرة في سفن تصلب الشرايين12السريرية. النماذج السابقة الناجمة عن إصابة الأوعية الدموية عبر أسلاك إصابة13أو جفاف السوائل14، ربيع15أو الكفة إصابة16. نظراً لطبيعة الضرر الذي سوف تؤثر بشكل كبير على التنمية والدستور من MH، استخدام قسطرة بالون للحث على إصابة السفينة هو أفضل طريقة لمحاكاة الإعداد السريرية.

في هذا المقال يصف لنا طريقة جديدة لحمل MH مع قسطرة بالون في الفئران. يسمح استخدام قسطرة البالون (1.2 مم × 6 مم) مع منفذ RX (الشكل 1A) كشط طبقة إينتيمال، وفي الوقت نفسه، تحريض الذي السفينة. كل من هذه العوامل مشغلات هامة لتطوير MH. وقت الملاحظة لهذا النموذج هو17من 28 يوما.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

الحيوانات تلقي الرعاية الإنسانية امتثالا لدليل "المبادئ الحيوانات المختبرية"، أعد المعهد "مختبر الموارد الحيوانية"، ونشرت من قبل "المعاهد الوطنية للصحة". كافة البروتوكولات الحيوان بموافقة السلطة المحلية المسؤولة ('' Amt für Gesundheit und فيربراوتشيرشوتز، هانزستات (مكتب للصحة وحماية المستهلك) هامبورغ '').

1. إعداد قسطرة

ملاحظة: تشير إلى جدول المواد للحصول على معلومات فيما يتعلق بالقسطرة.

  1. أن القسطرة من صاحب القسطرة.
  2. سحب جويديويري من التجويف من خلال منفذ القاصي بها.
  3. وضع قطره لاصق cyanoacrylate في النهاية البعيدة للقسطرة.
    تنبيه: ارتداء قفازات اللاتكس أو النتريل.
  4. المكان جويديويري في ميناء RX القسطرة والمضي قدما من خلال التجويف إلى منفذ القاصي. بعد ذلك، سحب جويديويري قليلاً ترك مسافة ~ 5 مم إلى النهاية.
  5. انتظر 5 دقائق للسماح لمادة لاصقة لتجف.
  6. الانتقال جويديويري، فإنه ينبغي أن تكون ثابتة. إذا كان لا يزال المتنقلة، كرر الخطوات 1.3-1.6.
  7. ملء المحاقن 3 مل مع المالحة 0.9% 1.5 مل وتوصيله إلى منفذ التضخم بالون.
  8. دفع المكبس حقنه للتضخم بالون اختبار. اترك 0.6 مل المالحة في المحاقن.

2. إعداد الماوس

  1. الحصول على الفئران الذكور في سن ال 14 أسبوعا من وزنها حوالي 30 جرام.
    ملاحظة: قمنا باستخدام الحيوانات التي تم الحصول عليها من المعهد "الحيوانات المختبرية". كنا C57BL/6J هنا.
  2. استخدام دائرة التعريفي لتسكين الماوس مع 2.0-2.5% إيسوفوراني (معدل تدفق الأوكسجين 500 مل/دقيقة).
  3. ضع الماوس على ظهرها وسادة تدفئة والحفاظ على التخدير مع فاسيماسك تغطي الفم والأنف من الماوس. الاختيار للعمق الكافي للتخدير معسر القدمين الخلفيتين وذيل للتحقق من عدم وجود ردود الفعل.
  4. إزالة شعر البطن استخدام المتقلب شعر.
  5. تنتشر الخلفيتين وتصحيح موقفهم باستخدام الشريط.
  6. تطهير منطقة البطن باستخدام بوفيدون، تليها الإيثانول 80%. كرر هذه الخطوة مرتين أخريين.
  7. استخدام ثني جراحية للتأكد من عدم الحصول على الملوثة موقع الجراحية. فتح طبقات الجلد والعضلات على طول لينيا ألبا مع مقص (أو مشرط) للكشف عن أجهزة البطن.
  8. يكمن في الأمعاء في قفازات رطبة مالحة 0.9% والتفاف لإبقائها رطبة.
  9. استخدام الملقط غرامة اثنين لإزالة الأنسجة الدهنية فوق الشريان الاورطي البطني.
  10. استخدام حقنه الأنسولين (30 جرام)، ضخ 250 ميليلتر من الهيبارين الحل (50 U/mL) في الوريد الأجوف السفلي (IVC) وانتظر 3 دقائق لتوزيعه الجهازية. سوف الهيبارين قمع الأرقاء ومنع تخثر الدم غير مرغوب فيه أثناء الجراحة.
  11. استخدام الملقط اثنين، تشريح الشريان الاورطي إينفرارينال وصولاً إلى أن التشعب وسفنها في الفرع السابق.
  12. سد الأوعية الجانبية، التي من المتوقع أن توضع في منطقة فرضت، مع كوتيريزير درجة حرارة عالية.
  13. وقف تدفق الدم قبل لقط الابهر إينفرارينال مباشرة تحت الشرايين الكلوية.
  14. مكان المشبك ثاني في موقف القاصي فقط فوق التشعب الابهري.
  15. إجراء شق أفقي صغير باستخدام مقص في نقطة الوسط بين المشابك على طول السفينة.
    ملاحظة: يجب أن يكون حجم الشق يساوي 1/3 محيط السفينة.
  16. إدراج الشق حقنه بإبرة (30 جرام) وتدفق الشريان الاورطي مع 250 ميليلتر الهيبارين الحل (50 U/mL).
  17. استخدام خيوط 10-0، مكان عقده واحدة واحدة على كل جانب من الشق.
  18. تمدد الشريان الاورطي عن طريق إدراج ديلاتور سفينة في الشق وانتشار السفينة قليلاً. كرر التمدد 2 إلى 3 مرات.
  19. ترطيب البالون-القسطرة مع المالحة 0.9 في المائة.
  20. إدراج مسطح البالون-القسطرة في الشريان الاورطي والمضي قدما نحو المشبك الدانية في الشريان الاورطي.
  21. عندما تصل إلى المشبك الدانية، بعناية فتح المشبك الدانية وتضخيم البالون لمنع تسرب الدم، عن طريق حقن ~0.6 مل من المحلول الملحي.
    ملاحظة: نسبة تضخم البالون للسفينة 1.5: 1.
  22. النهوض بالقسطرة إلى الوراء لحوالي 2 سم.
  23. سحب القسطرة الموسعة إلى الوراء، بينما نزع فتيل البالون قليلاً عن طريق الإفراج عن المحاقن.
  24. إعادة إرفاق المشبك الدانية عندما تصل القسطرة إلى الشق من الشريان الاورطي. انتفاخ البالون تماما وإزالته.
  25. شطف الشريان الاورطي مع 250 ميليلتر الهيبارين الحل (50 U/mL) استخدام المحاقن 30 جرام.
  26. إغلاق شق الابهري باستخدام خيوط 10-0. مكان توقف غرز في كل من الجانب الأفقي، تليها غرز واحد أو اثنين على الجانب البطني.
  27. فتح المشبك البعيدة. في حالة حدوث نزيف، أغلق المشبك مرة أخرى ووضع غرز إضافية.
  28. فتح المشبك الدانية بعناية.
  29. وضع مسحات اثنين على خياطة إلى دعمها ووقف أي نزيف.
  30. ضع هيموستاتس قابلة للامتصاص على الخياطة المحافظة عليها.
    ملاحظة: يجب أن تكون مرئية ديستالي من الشق نبض الابهر.
  31. ضع الأمعاء مرة أخرى في البطن.
  32. شطف التجويف البطني مع عقيمة المالحة 0.9 في المائة، الذي كان المعالجون مسبقاً إلى 37 درجة مئوية.
  33. إغلاق طبقة العضلات البطن باستخدام خيوط التشغيل 6-0.
  34. إغلاق الجلد بخيوط التشغيل 5-0.
  35. حقن 4-5 ملغ/كغ والايبوبروفين تحت الجلد قبل السماح بالماوس للاستيقاظ. مراقبة الحيوان حتى فقد اكتسب وعيه، والحفاظ على ريكومبينسي القصية. الحفاظ الحيوانات وحدها في قفص حتى الشفاء الكامل.
  36. إضافة ميتاميزولي إلى مياه الشرب (50 ملغم/100 مل) كدواء للآلام لمدة 3 أيام ومراقبة الحيوانات يوميا. عادة ما تكون الفئران مثل الحلو طعم ميتاميزولي والبدء في الشرب مباشرة بعد الجراحة. إذا فضلت, يمكن استخدام وكلاء الحقن الإفراج المستدام بدلاً من ميتاميزولي.
    ملاحظة: فترة المراقبة لهذا النموذج 28 يوما.

3-التشريح المرضى

  1. حصاد الشريان الاورطي أصيب البالون بعد 28 يوما قبل إعداد الفئران كما هو موضح في الخطوات 2.2 إلى 2.9.
  2. استخدام مقص لإزالة الشريان الاورطي أصيب البالون (بين التشعب و 0.3 مم أعلاه الأوعية الكلوية) و euthanize الماوس عن طريق الاستغناء عن القلب.
  3. مسح التجويف السفينة مع 0.9% كلوريد الصوديوم.
  4. إصلاح السفينة المقطوع في بارافورمالدهيد 4% (PFA) بين عشية وضحاها ويذوي ذلك في زيادة تركيزات الإيثانول، بدءاً من الإيثانول 70% 2 ساعة, الإيثانول 80% لمدة ساعة واحدة, الإيثانول 95% لمدة ساعتين، و 100 ٪ الإيثانول لمدة 5 ساعات. ثم احتضان هذه العينات في زيلين نفط لمدة ساعتين 3 مرات، قبل التسلل إلى العينات مع البارافين.
    ملاحظة: بدلاً من التنظيف السفينة المقطوع مع 0.9% كلوريد الصوديوم، فإنه يمكن أن يتم مسح مع 4% منهاج عمل بيجين.
    تنبيه: منهاج عمل بيجين وزيلين نفط وهي مواد سامة وينبغي التعامل معها بعناية خاصة.
  5. تضمين العينة في البارافين ومقطعة شرائح من 5 ميكرون سمك باستخدام مبضع.
  6. ديبارافينيزي الشرائح مع زيلين نفط 3 مرات لمدة 5 دقائق.
  7. ترطيب الأنسجة الشرائح باستخدام سلسلة متناقصة من الإيثانول. بدء تشغيل مع الإيثانول 100% 2 مرات لمدة 5 دقائق، تليها 3 دقائق إيثانول 95 ٪، 80% و 70%.
  8. وصمة عار الشرائح مع ماسون لتلطيخ trichrome ك وصف18.
  9. يذوي الشرائح الملون في الإيثانول 100% 2 مرات لكل 10 دقائق. واضحة مع زيلين نفط 2 مرات لكل 10 دقيقة وجبل في وسط تصاعد.
  10. عرض الشرائح مع مجهر حقل مشرق. استخدام عدسة مع 5x التكبير وفتحه عددية من 0.12 لصورة عامة أو عدسة مع تكبير x 20 مع فتحه عددية من 0.35 للمراقبة المفصلة.

4-الفلورة الفحص المجهري

  1. ترطيب الأنسجة الشرائح باستخدام سلسلة متناقصة من الإيثانول. بدء تشغيل مع الإيثانول 100% 2 مرات لمدة 5 دقائق، تليها 3 دقيقة من الإيثانول 95 ٪، 80% و 70%.
  2. إجراء استرداد مستضد بتدفئة الشرائح في حل استرجاع مستضد في باخرة مدة 20 دقيقة.
  3. السماح لتبرد الشرائح وصولاً إلى درجة حرارة الغرفة.
  4. بعد الغسيل الشرائح لثلاث مرات مع الفوسفات مخزنة المالحة (PBS)، تطبيق حل حظر مستضد على الأقسام لمدة 30 دقيقة.
  5. تغسل شرائح ثلاث مرات لمدة 5 دقائق مع برنامج تلفزيوني.
  6. احتضان الأقسام مع جسم الابتدائي المخفف في جسم الابتدائي مادة.
    ملاحظة: الوقت تركيز واحتضان الحق ينبغي أن تختار بشكل منفصل لكل جسم.
  7. تغسل شرائح ثلاث مرات لمدة 5 دقائق مع برنامج تلفزيوني لإزالة الأجسام المضادة غير منضم.
  8. احتضان الأقسام مع جسم ثانوية قبل مترافق المخفف في جسم الثانوية مادة.
    ملاحظة: الوقت تركيز واحتضان الحق ينبغي أن تختار بشكل منفصل لكل جسم.
  9. إزالة الأجسام المضادة غير منضم بالغسيل الشرائح لمدة 5 دقائق ثلاث مرات.
  10. كونتيرستين نواة الخلية باستخدام 4 ', 6-دياميدينو-2-فينيليندولي (DAPI) لمدة 15 دقيقة؛ ينبغي أن يكون تركيز DAPI النهائي 350 نانومتر.
  11. تحميل الشرائح في الفلورة متوافق مع تصاعد الحل.
    ملاحظة: استخدام الحل تركيب خاطئ يمكن أن تحجب إشارة الأسفار.
  12. عرض الشرائح مع مجهر الأسفار. استخدام عدسة تكبير 40 x مع فتحه عددية 1.3.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

تعرية بالون نموذج مناسب لدراسة تطور MH في الفئران. الحيوانات التعافي تماما من الجراحة وإظهار حالة بدنية ممتازة بعد انتهاء عملية. قمنا بإنشاء هذا النموذج في الفئران 50 مع أقل من معدل الوفاة 3% بسبب العملية الجراحية. 1B الأرقام ج- إظهار الخطوات الجراحية الرئيسية. بعد شق جلد على طول لينيا ألبا، تحديد أبدوميناليس الشريان الاورطي. وضع المشابك ميكروسورجيكال (الشكل 1B). جعل شق صغير في منتصف الشريان الاورطي، تعيين قسطرة بالون في السفينة وشريحة من الوراء، ضد اتجاه تدفق الدم (الشكل 1). حركة البالون تضخم يؤدي إلى إلغاء البطانية، وفي الوقت نفسه، الذي السفينة. سيتم إغلاق شق الابهري مع غرز واحد. يجب أن تكون نبض الابهر مرئية ديستالي من الشق.

MH يتطور تدريجيا في الفساد على مر الزمن. تلطيخ مع ماسون في غذائها trichrome يوضح تشكيل ميوينتيما داخل الصفيحة المرنة الداخلية (الشكل 2A). ميوينتيمال الآفات تتألف أساسا من المكونات الخلوية إيجابية SM22 وبعض عناصر المصفوفة خارج الخلية (الشكل 2). كذلك يتم تقييم الخلايا ميوينتيمال تلطيخ الفلورة. السكان الرئيسية في ميوينتيما يتكون من خلايا العضلات الملساء (العضلات الملساء أكتين (SMA) إيجابية) وخلايا myofibroblasts (تنتجها الخلايا الليفية تنشيط بروتين (يندرج) إيجابية) (الشكل 2).

Figure 1
رقم 1. الخطط القسطرة وغرس به. (أ) التخطيطي المفصل للقسطرة. منفذ القاصي، بالون، التبادل السريع المنفذ (بورت RX)، جويديويري، والتجويف واحد RX-المنفذ، مضاعفة لومن من ميناء RX بالون، محور، ميناء التضخم بالون. (ب) توضيح التخطيطي لإجراء العمليات الجراحية. توقف تدفق الدم من الشريان الاورطي أبدوميناليس مع المشابك الدقيقة اثنين ويتم إجراء شق صغير. جيم مضخمة قسطرة داخل الشريان الاورطي أبدوميناليس. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 2
رقم 2. تشكيل ميوينتيما داخل الصفيحة المرنة الداخلية. (أ) دينوديد الماوس أورتاس يتم حصادها، البارافين جزءا لا يتجزأ، ويظهر مقطع العرضي ممثل في تلطيخ trichrome. (ب) وتلطيخ الفلورة مزدوجة من عورتا الجرداء بالون يرد. الصف العلوي يصور الآفات ميوينتيمال الملون ل SM22 والكولاجين الثالث. في الصف السفلي، ملطخة سفن SMA ويندرج. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

هذا المقال يوضح نموذج مورين لدراسة وضع تضخم ميوينتيمال ويتيح استكشاف العمليات المرضية الكامنة، واختبار أدوية جديدة أو الخيارات العلاجية.

أن الخطوة الأكثر أهمية في هذا البروتوكول هو تعرية للشريان الاورطي. ينبغي إيلاء عناية خاصة أثناء هذه الخطوة تعرية المفرط يؤدي إلى تشكيل الأوعية الدموية وفشل النموذج. من ناحية أخرى، إذا كان يتم إجراء تعرية غير كاف، ستضع ميوينتيما قليلة جداً. ولذلك، كثافة الخطوة تعرية حاسمة بالنسبة لنتائج ونجاح هذا النموذج الحيواني.

وفيما يتعلق بالعملية الجراحية، من الأهمية بمكان لا هي اخترقت جدران اثنين من السفينة بوضع غرز، مما قد يسفر عن الفشل المبكر سالكيه السفينة. التي وصفناها سابقا نموذج الفأر الذي نحن الناجمين عن السفينة تضيق في الشريان الاورطي البطني من الفئران18. ومع ذلك، هذا ومعظم النماذج الأخرى فقط توفير كميات صغيرة جداً من الأنسجة للتحليل. ميزة هذا الأسلوب هو كمية كبيرة نسبيا من الأنسجة التي تم الحصول عليها (الجزء المتعلق بالسفينة ~ 1 سم). وبالتالي يمكن طعم سفينة واحدة مقسمة إلى أجزاء متعددة واستخدامها لتحليلات مختلفة، الحد من فعالية العدد من الحيوانات التجريبية اللازمة.

وعلاوة على ذلك، يمكن استخدام مناسبة المغلوب الحيوانات لدراسة وضع تضخم ميوينتيما في ظروف مختلفة من المرض. يمكن أيضا الجمع بين الخلفيات الوراثية مع هذا النموذج الحيواني لفهم الآليات التي من فرط ميوينتيمال في مجموعة متنوعة من الإعدادات أو تأثير بعض الجينات.

باختصار، هذا النموذج الموصوف هنا استنساخه، من السهل القيام به، ويمكن أن تنشأ بسرعة وبشكل موثوق. نماذج العلاج بنجاح اختبار الخيارات في هذا النموذج يمكن تأكيدها كذلك في الحيوانات الكبيرة19.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgments

يشكر المؤلفون بهرمان كريستيان للمساعدة التقنية لها.

وأيد جاف مؤسسة القاضي ماكس. T.D. تلقي المنح من مؤسسة كرنر آخر (2012_EKES.04) والألمانية الأوقيانوغرافية (DE2133/2-1_. س. س. وتلقى المنح البحثية من الأوقيانوغرافية الألمانية (DFG؛ SCHR992/3-1، SCHR992/4-1).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10-0 Ethilon suture Ethicon 2814G
3 mL Syringe BD Medical 309658
37% HCl Sigma-Aldrich H1758
5-0 prolene suture Ethicon EH7229H
6-0 prolene suture Ethicon 8706H
Acid Fuchsin Sigma-Aldrich F8129-25G Trichrome staining
Antigen retrieval solution Dako S1699
Azophloxin Waldeck 1B-103 Trichrome staining
Bepanthen Eye and Nose ointment Bayer 1578675 Eye ointment
Betadine Solution Betadine Purdue Pharma NDC:67618-152
C57BL/6J Charles River Stock number 000664
Clamp applicator Fine Science Tools 18056-14 JAW DIMS: 4 x 0.75 mm LENGTH: 13 mm
Collagen 3 abcam ab7778 Antibody
DAPI Thermo Fischer D1306
Donkey anti-Goat IgG AF555 Invitrogen A21432 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A21206 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A11055 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF555 Invitrogen A31572 Secondary antibody
Ethanol 70% Th. Geyer 2270
Ethanol 96% Th. Geyer 2295
Ethanol absolute Th. Geyer 2246
FAP abcam ab28246 Antibody
Forceps fine Fine Science Tools 11251-20
Forceps standard Fine Science Tools 11023-10
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 537020
Hair clipper WAHL 8786-451A ARCO SE
Heparin Rotexmedica PZN 3862340 25.000 I.E./mL
High temperature cautery kit Bovie 18010-00
Image-iT FX Signal Enhancer Invitrogen I36933 Blocking solution
Light Green SF Waldeck 1B-211 Trichrome staining
Microsurgical clamp Fine Science Tools 18055-04 Micro-Serrefine - 4mm
MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange Abbott 1012268-06U
Molybdatophosphoric acid hydrate Merck 1.00532.0100 Trichrome staining
NaCl 0,9% B.Braun PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Needle holder Fine Science Tools 12075-14
Novaminsulfon Ratiopharm PZN 03530402 Metamizole
Orange G Waldeck 1B-221 Trichrome staining
Paraffin Leica biosystems REF 39602004
PBS pH 7,4 Gibco 10010023
PFA 4% Electron Microscopy Sciences #157135S
Ponceau S solution Serva Electrophoresis 33427 Trichrome staining
Primary antibody diluent Dako S3022
Prolong Gold Mounting solution Thermo Fischer P36930 Mounting solution for immunofluorescence stained slides
Replaceable Fine Tip Bovie H101
Resorcin-Fuchsin Weigert Waldeck 2E-30 Trichrome staining
Rimadyl Pfizer 400684.00.00 Carprofen
Scissors Fine Science Tools 14028-10
Scissors Vannas-style Fine Science Tools 15000-03
Secondary antibody diluent Dako S0809
Fast acting Adhesive MINIS 3x1g UHU 45370 Cyanoacrylate
Slide Rack Ted Pella 21057
SM22 abcam ab10135 Antibody
SMA abcam ab21027 Antibody
Staining dish Ted Pella 21075
Surgical microscope Leica M651
Tabotamp fibrillar Ethicon 431962 Absorbable hemostat
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
U-100 Insulin syringe BD Medical 324825
Vessel Dilator Fine Science Tools 18603-14
Vitro-Clud Langenbrinck 04-0001
Weigerts iron hematoxylin Kit Merck 1.15973.0002 Trichrome staining
Xylene Th. Geyer 3410

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60, (3), 1-116 (2011).
  2. Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 6, (2), 369-375 (1985).
  3. Greenwald, S. E., Berry, C. L. Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties. J Pathol. 190, (3), 292-299 (2000).
  4. Majesky, M. W., Schwartz, S. M. Smooth muscle diversity in arterial wound repair. Toxicol Pathol. 18, (4 Pt 1), 554-559 (1990).
  5. Owens, G. K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells. Physiol Rev. 75, (3), 487-517 (1995).
  6. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiol Rev. 84, (3), 767-801 (2004).
  7. Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice. Cardiovasc Res. 79, (3), 360-376 (2008).
  8. Karas, S. P., et al. Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis. J Am Coll Cardiol. 20, (2), 467-474 (1992).
  9. Ip, J. H., et al. The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 17, (6 Suppl B), 77B-88B (1991).
  10. Mason, R. G., Read, M. S. Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation. J Biomed Mater Res. 5, (1), 121-128 (1971).
  11. Lafont, A., Faxon, D. Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials? Cardiovasc Res. 39, (1), 50-59 (1998).
  12. Matter, C. M., et al. Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice. Stroke. 37, (10), 2625-2632 (2006).
  13. Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circ Res. 73, (5), 792-796 (1993).
  14. Simon, D. I., et al. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty. J Clin Invest. 105, (3), 293-300 (2000).
  15. Sata, M., et al. A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia. J Mol Cell Cardiol. 32, (11), 2097-2104 (2000).
  16. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. J Clin Invest. 101, (6), 1225-1232 (1998).
  17. Painter, T. A. Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors. Artif Organs. 15, (2), 103-118 (1991).
  18. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. J Vis Exp. (87), e51459 (2014).
  19. Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509, (7502), 641-644 (2014).
إصابة القائم على البالون لحمل ميوينتيمال تضخم في الشريان الاورطي البطني الماوس
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).More

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter