Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Ballon-baserede skade til at fremkalde Myointimal hyperplasi i mus Abdominal Aorta

doi: 10.3791/56477 Published: February 7, 2018

Summary

Denne artikel viser en murine model for at studere udviklingen af myointimal hyperplasi (MH) efter aorta ballon skade.

Abstract

Anvendelsen af dyremodeller er afgørende for en bedre forståelse af MH, en væsentlig årsag til arteriel stenose. I denne artikel viser vi en murine ballon denudation model, der kan sammenlignes med etablerede fartøj skade modeller i store dyr. Aorta denudation model med ballon katetre efterligner de kliniske omgivelser og fører til sammenlignelige pathobiological og fysiologiske ændringer. Kort, efter at have udført et vandret snit i aorta abdominalis, en ballonkateter vil være indsat i fartøjet, oppustet og indført retrogradely. Oppustning af ballonen vil føre til intima skade og overdistension af fartøjet. Efter fjernelse af kateteret, vil aorta indsnit blive lukket med enkelt masker. Modellen i denne artikel er reproducerbare, nem at udføre og kan etableres hurtigt og pålideligt. Det er specielt velegnet til at vurdere dyre eksperimentelle terapeutiske agenter, der kan anvendes på en økonomisk måde. Ved hjælp af forskellige knockout-mus stammer, kan virkningerne af forskellige gener på MH udvikling vurderes.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Arteriel stenose i koronar og perifere arterier har en stor effekt på sygelighed og dødelighed af patienter1. En underliggende patologiske mekanisme er myointima hyperplasi (MH), som er karakteriseret ved øget spredning, migration og syntese af ekstracellulære matrix proteiner fra vaskulære glatte muskelceller celler (SMC)2. SMC er beliggende i media lag af fartøjet og overfører ved stimulation til overfladen af lumen. Stimulerende signaler inkluderer vækstfaktorer cytokiner, celle-celle kontakt, lipider, ekstracellulære matrix komponenter og mekaniske shear og strække styrker3,4,5,6. Skader af karvæggen, patologiske eller iatrogen, forårsage endotel celle og glatte muskulatur celleskader og stimulere inflammatoriske reaktioner, og således føre til MH7.

Forskellige dyremodeller er i øjeblikket tilgængelig at studere arteriel skade og myointima hyperplasi. Store dyr som grise eller hunde har fordelen, at sharing en lignende arterie og koronar anatomi med mennesker og er specielt velegnet til studier undersøger angioplastik teknikker, procedure og enheder8. Gris modeller har dog Ulempen ved højere thrombogenicity9,10, mens hunde kun har en mild reaktion fartøj skade11. Desuden, kræver alle store dyremodeller særlige boliger, udstyr og personale, som er forbundet med høje omkostninger og er ikke altid tilgængelige på en institution. Lille dyremodeller omfatter rotter og mus. Sammenlignet med rotter, har mus fordelene ved lavere omkostninger og eksistensen af en bred vifte af knock ud modeller. Den model, der er beskrevet i denne video kan kombineres med ApoE-/-mus fodret med en vestlig kost at nøje efterligne de kliniske omgivelser for ballonudvidelse i aterosklerotisk fartøjer12. Tidligere modeller induceret vaskulære skade via wire skade13, flydende udtørring14, foråret15eller manchet skade16. Da arten af skaden vil høj grad påvirke udviklingen og forfatning af MH, er ved hjælp af en ballonkateter for at fremkalde fartøj skade den bedste måde at efterligne de kliniske omgivelser.

I denne artikel beskriver vi en ny metode for at fremkalde MH med en ballonkateter i mus. Brug af et ballonkateter (1,2 mm x 6 mm) med en RX-Port (figur 1A) tillader skrabning af det intima lag og samtidig induktion af en overdistension af fartøjet. Begge disse faktorer er vigtige udløsere for udviklingen af MH. Observationstidspunkt for denne model er 28 dage17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Dyr modtaget Human pleje i overensstemmelse med Guide for principper af forsøgsdyr, udarbejdet af Institute Laboratory Animal ressourcer og udgivet af National Institutes of Health. Alle dyr protokoller blev godkendt af det ansvarlige lokale myndighed ('' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Kontoret for sundhed og forbrugerbeskyttelse) Hamburg'').

1. kateter forberedelse

Bemærk: Henvise til Bordet af materialer til oplysninger vedrørende kateteret.

  1. Tage kateter fra indehaveren af kateter.
  2. Træk guidewire fra lumen gennem den distale port ud.
  3. Sat i en dråbe Cyanocrylat lim på den distale ende af kateter.
    Forsigtig: Bære latex eller nitril handsker.
  4. Placer guidewire på RX-port af kateteret og rykke det lumen til den distale port. Bagefter, trække guidewire tilbage lidt for at forlade et rum af ~ 5 mm til slutningen.
  5. Vent 5 min. for at gøre det muligt klæbende til tørre.
  6. Flytte guidewire, det bør være fast. Hvis det er stadig mobile, skal du gentage trin 1.3-1.6.
  7. Udfylde en 3-mL sprøjte med 1,5 mL 0,9% saltvand og tilsluttes ballon inflation port.
  8. Skubbe sprøjte stemplet til at teste ballon inflation. Forlade 0,6 mL saltvand i sprøjten.

2. mus forberedelse

  1. Få mandlige mus i en alder af 14 uger vejer ca. 30 g.
    Bemærk: Vi brugte dyr fremstillet fra Institut for forsøgsdyr. Vi brugte C57BL/6J her.
  2. Bruge en induktion kammer til anaesthetize mus med 2,0-2,5% isofurane (500 mL/min ilt flow sats).
  3. Placer musen på ryggen på en varmepude og vedligeholde anæstesi med en ansigtsmaske, der dækker munden og næsen af musen. Check for tilstrækkelig dybde af anæstesi ved at klemme den bagben fødder og hale til at verificere fravær af reflekser.
  4. Fjerne abdominal hår ved hjælp af en hår trimmer.
  5. Sprede bagbenene og fastsætte deres position ved hjælp af tape.
  6. Desinficer den abdominale område ved hjælp af povidon-jod, efterfulgt af 80% ethanol. Gentag dette trin to gange mere.
  7. Bruge en kirurgisk drapere for at sikre operationsstedet ikke blive forurenet. Åbn hud og muskel lag langs den linea alba med en saks (eller skalpel) at udsætte den abdominale organer.
  8. Lægge tarmene i 0,9% saltvand fugtet handske og wrap for at holde dem fugtige.
  9. Bruge to fine pincet til at fjerne fedtvæv ovenfor den abdominale aorta.
  10. Bruge en insulin sprøjte (30G), injiceres 250 µL af heparin løsning (50 U/mL) til den ringere Vena Cava (IVC) og vente 3 min for sin systemisk distribution. Heparin vil undertrykke hæmostase og forhindre uønskede blodpropper under kirurgi.
  11. Bruger to pincet, dissekere infrarenal aorta ned til sin bifurkation og dens udgående gren fartøjer.
  12. Ligate side fartøjer, som forventes at være placeret i området fastspændt med en høj temperatur cauterizer.
  13. Stoppe blodgennemstrømning af fastspænding infrarenal aorta direkte under nyrearterier.
  14. Placer en anden klemme på en distal position lige over til aorta bifurkation.
  15. Udføre en lille vandret snit ved hjælp af saks ved midtpunktet mellem klemmerne langs skibet.
    Bemærk: Størrelsen af snittet skal være svarende til 1/3 af omkredsen af fartøjet.
  16. Indsæt en sprøjte med en (30G) nål i snit og skylle aorta med 250 µL heparin løsning (50 U/mL).
  17. Bruger 10-0 sutur, placere en enkelt knude på hver side af snittet.
  18. Spile aorta ved at indsætte et fartøj dilator i snit og sprede fartøjet lidt. Gentag dilatation 2 til 3 gange.
  19. Fugte ballonkateter med 0,9% saltvand.
  20. Indsæt den fladtrykte ballonkateter i aorta og fremme det mod den proksimale klemme på aorta.
  21. Da den nåede den proximal clamp, omhyggeligt åbne proximal clamp og puste ballonen for at forhindre blod lækage, ved at indsprøjte ~0.6 mL saltvand.
    Bemærk: Forholdet mellem den oppustede ballon til fartøj er 1.5:1.
  22. Rykke kateteret retrograd for ca. 2 cm.
  23. Træk den udvidede kateter tilbage, mens deflatere ballonen lidt ved at frigive sprøjten.
  24. Vedhæfte den proximal clamp, når kateteret når indsnit i aorta. Deflatere ballonen helt og fjerne den.
  25. Skyl aorta med 250 µL heparin løsning (50 U/mL) ved hjælp af en 30G sprøjte.
  26. Luk aorta snit bruger 10-0 sutur. Sted afbrudt masker på hver lateral side, efterfulgt af en eller to sting på den ventrale side.
  27. Åbn den distale klemme. I tilfælde af blødning, lukkes klemmen igen og placere yderligere Sting.
  28. Åbn den proximal clamp omhyggeligt.
  29. Placer to svaberprøver på sutur at støtte det og stoppe enhver blødninger.
  30. Placer resorberbare hemostats på sutur til at opretholde den.
    Bemærk: En aorta puls skal være synlige distalt fra indsnittet.
  31. Placer tarmene tilbage ind i maven.
  32. Skyl bughulen med steril 0,9% saltvand, der har været præ opvarmet til 37 ° C.
  33. Luk den mavemuskel lag ved hjælp af 6-0 kører suturer.
  34. Lukke huden med 5-0 kører suturer.
  35. Injicere 4-5 mg/kg Carprofen subkutant før at lade musen til at vågne op. Overvåge dyret, indtil det har fået bevidsthed, opretholde brystbenet recumbency. Holde dyret alene i et bur indtil fuldstændig helbredelse.
  36. Tilføj Metamizol til drikkevand (50 mg/100 mL) som smertestillende medicin i 3 dage og overvåge dyret dagligt. Normalt mus som søde smag af Metamizol og begynde at drikke umiddelbart efter operationen. Hvis foretrukne, vedvarende-release injicerbare agenter kan bruges i stedet for Metamizol.
    Bemærk: Observationsperioden for denne model er 28 dage.

3. histopatologi

  1. Høste ballon-såret aorta efter 28 dage ved at forberede mus som beskrevet i trin 2.2 til 2.9.
  2. Brug saks til at fjerne den ballon-såret aorta (mellem bifurcation og 0,3 mm over de renale fartøjer) og aflive mus ved at skære sit hjerte.
  3. Skyl lumen af fartøjet med 0,9% NaCl.
  4. Fix det høstede fartøj i 4% PARAFORMALDEHYD (PFA) natten over og dehydrere den i stigende koncentrationer ethanol, startende med 70% ethanol for 2 timer, 80% ethanol for 1 time, 95% ethanol i 2 timer, og 100% ethanol i 5 timer. Derefter inkuberes prøver i xylen i 2 timer 3 gange, før infiltrerer prøver med paraffin.
    Bemærk: i stedet for rødmen høstede fartøjet med 0,9% NaCl, det kan blive skyllet med 4% PFA.
    Forsigtig: PFA og xylen er giftige og bør håndteres med særlig omhu.
  5. Integrere prøven i paraffin og skæres i skiver af 5 µm tykkelse ved hjælp af en mikrotom.
  6. Deparaffinize dias med xylen 3 gange i 5 minutter.
  7. Rehydrere væv dias ved hjælp af en faldende serie af ethanol. Starter med 100% ethanol 2 gange for 5 min, efterfulgt af 3 minutter af 95%, 80% og 70% ethanol.
  8. Pletten dias med Masson's trichrome farvning som beskrevet18.
  9. Dehydrere farves dias i 100% ethanol 2 gange i 10 min. Klar med xylen 2 gange i 10 min og montere i montering medium.
  10. Se dias med et lysfelt mikroskop. Bruge en linse hos 5 x forstørrelse og en numerisk blænde på 0,12 for en oversigt over billedet eller en linse med 20 x forstørrelse med en numerisk blænde af 0,35 for detaljeret observation.

4. immunofluorescens mikroskopi

  1. Rehydrere væv dias ved hjælp af en faldende serie af ethanol. Starter med 100% ethanol 2 gange for 5 min, efterfulgt af 3 min. 95%, 80% og 70% ethanol.
  2. Udføre antigen-hentning ved at opvarme dias i antigen-hentning løsning i en damper i 20 min.
  3. Lad dias køle ned til stuetemperatur.
  4. Efter vask diasene for tre gange med fosfatbufferet saltopløsning (PBS), skal du anvende antigen blokerende løsning på sektioner i 30 min.
  5. Vask dias tre gange for 5 min med PBS.
  6. Inkuber sektioner med primær antistof fortyndet i primære antistof fortyndingsmiddel.
    Bemærk: Den rigtige koncentration og inkubering tidspunkt bør vælges separat for hver antistof.
  7. Vask dias tre gange for 5 min med PBS fjerne ubundne antistof.
  8. Inkuber sektioner med en pre konjugeret sekundær antistof fortyndet i sekundær antistof fortyndingsmiddel.
    Bemærk: Den rigtige koncentration og inkubering tidspunkt bør vælges separat for hver antistof.
  9. Fjerne ubundne antistoffer ved at vaske diasene i 5 min. tre gange.
  10. Counterstain af cellekerner, ved hjælp af 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) for 15 min; den endelige DAPI koncentrationen skal 350 nM.
  11. Montere dias i immunofluorescens kompatibel montering løsning.
    Bemærk: Ved hjælp af forkert montering løsning kan sløre fluorescens signal.
  12. Se dias med et fluorescens mikroskop. Bruge en 40 x forstørrelse linsen med en numerisk blænde af 1.3.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ballon denudation er en velegnet model til at studere udviklingen af MH i mus. Dyr inddrive godt fra kirurgi og vise en fremragende fysisk tilstand efter operationen. Vi etableret denne model i 50 mus med mindre end 3% dødelighed på grund af den kirurgiske procedure. Tal 1B -C Vis de vigtigste kirurgiske skridt. Efter en hud indsnit langs den linea alba, identificere aorta abdominalis. Placer microsurgical klemmer (figur 1B). Gør et lille snit i midten af aorta, sætte en ballonkateter i det fartøj, og skub det retrograd, mod retning af blodgennemstrømningen (figur 1 c). Flytning af den oppustede ballon fører til skrabning af intima og samtidig overdistension af fartøjet. Aorta indsnit vil blive lukket med enkelt masker. En aorta puls skal være synlige distalt fra indsnittet.

MH udvikler sig gradvist i graften over tid. Histologiske farvning med Masson's trichrome viser myointima dannelse inde i den indre elastisk lamina (figur 2A). Myointimal læsioner bestod hovedsagelig af cellulære komponenter positiv for SM22 og nogle ekstracellulære matrix komponenter (figur 2B). Myointimal celler vurderes yderligere ved immunfluorescens farvning. Den største befolkning i myointima består af glatte muskelceller (glat muskel aktin (SMA) positive) og myofibroblasts (fibroblast aktivering protein (FAP) positive) celler (figur 2B).

Figure 1
Figur 1. Skemaer af kateteret og dens implantation. (A) detaljerede skematisk af kateteret. Distale port, ballon, hurtig udveksling port (RX-port), guidewire, enkelt lumen til RX-port, dobbelt lumen fra RX-Port til ballon, hub, ballon inflation port. (B) skematisk illustration af kirurgisk procedure. Blodgennemstrømning af Aorta abdominalis er stoppet med to mikro klemmer og et lille snit er udført. C. oppustede kateter inde aorta abdominalis. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2. Myointima dannelse inde i den indre elastisk lamina. (A) Denuded mus aortas er høstet, paraffin indlejret, og et repræsentativt tværsnit er vist i trichrome farvning. (B) dobbelt immunofluorescens farvning af ballon-undveg aortae er vist. Den øverste række skildrer myointimal læsioner farvet for SM22 og kollagen III. I den nederste række farves fartøjer for SMA og FAP. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne artikel viser en murine model for at studere udviklingen af myointimal hyperplasi og giver mulighed for udforskning af de underliggende patologiske processer og afprøvning af nye lægemidler eller terapeutiske muligheder.

Det mest afgørende skridt i denne protokol er denudation af aorta. Særlig omsorg bør lægges under dette trin, da overdreven denudation vil føre til aneurisme dannelse og model fiasko. På den anden side, hvis denudation udføres tilstrækkeligt, vil for lidt myointima udvikle. Intensiteten af denudation trin er derfor afgørende for udfaldet og succes af denne dyremodel.

Med hensyn til den kirurgiske procedure er det kritisk, de to vægge af fartøjet ikke er gennembrudt ved at sætte masker, hvilket kan resultere i tidlig svigt af fartøjet passage. Vi har tidligere beskrevet en musemodel, hvor vi induceret fartøj stenose i mus18abdominalt aorta. Dog giver dette og de fleste andre modeller kun meget små mængder af væv til analyse. En fordel ved denne metode er den forholdsvis store mængde væv fremstillet (~ 1 cm fartøj segment). En enkelt fartøj graft kan således opdelt i flere dele og bruges til forskellige analyser, effektivt at reducere antallet af forsøgsdyr kræves.

Desuden kan velegnet knock-out dyr bruges til at studere udviklingen af myointima hyperplasi i forskellige sygdomstilstande. De genetiske baggrunde kan også kombineres med denne dyremodel til at forstå mekanismerne bag myointimal hyperplasi i en bred vifte af indstillinger eller virkningen af visse gener.

Sammenfattende model beskrevet her er reproducerbare, nem at udføre og kan etableres hurtigt og pålideligt. Testede behandling muligheder i denne model kan bekræftes yderligere i store dyre modeller19.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Forfatterne takke Christiane Pahrmann for hendes teknisk bistand.

DW blev støttet af Max Kade Foundation. T.D. modtaget tilskud fra andet Kröner Fondation (2012_EKES.04) og Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. modtaget forskningslegater fra Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10-0 Ethilon suture Ethicon 2814G
3 mL Syringe BD Medical 309658
37% HCl Sigma-Aldrich H1758
5-0 prolene suture Ethicon EH7229H
6-0 prolene suture Ethicon 8706H
Acid Fuchsin Sigma-Aldrich F8129-25G Trichrome staining
Antigen retrieval solution Dako S1699
Azophloxin Waldeck 1B-103 Trichrome staining
Bepanthen Eye and Nose ointment Bayer 1578675 Eye ointment
Betadine Solution Betadine Purdue Pharma NDC:67618-152
C57BL/6J Charles River Stock number 000664
Clamp applicator Fine Science Tools 18056-14 JAW DIMS: 4 x 0.75 mm LENGTH: 13 mm
Collagen 3 abcam ab7778 Antibody
DAPI Thermo Fischer D1306
Donkey anti-Goat IgG AF555 Invitrogen A21432 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A21206 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A11055 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF555 Invitrogen A31572 Secondary antibody
Ethanol 70% Th. Geyer 2270
Ethanol 96% Th. Geyer 2295
Ethanol absolute Th. Geyer 2246
FAP abcam ab28246 Antibody
Forceps fine Fine Science Tools 11251-20
Forceps standard Fine Science Tools 11023-10
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 537020
Hair clipper WAHL 8786-451A ARCO SE
Heparin Rotexmedica PZN 3862340 25.000 I.E./mL
High temperature cautery kit Bovie 18010-00
Image-iT FX Signal Enhancer Invitrogen I36933 Blocking solution
Light Green SF Waldeck 1B-211 Trichrome staining
Microsurgical clamp Fine Science Tools 18055-04 Micro-Serrefine - 4mm
MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange Abbott 1012268-06U
Molybdatophosphoric acid hydrate Merck 1.00532.0100 Trichrome staining
NaCl 0,9% B.Braun PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Needle holder Fine Science Tools 12075-14
Novaminsulfon Ratiopharm PZN 03530402 Metamizole
Orange G Waldeck 1B-221 Trichrome staining
Paraffin Leica biosystems REF 39602004
PBS pH 7,4 Gibco 10010023
PFA 4% Electron Microscopy Sciences #157135S
Ponceau S solution Serva Electrophoresis 33427 Trichrome staining
Primary antibody diluent Dako S3022
Prolong Gold Mounting solution Thermo Fischer P36930 Mounting solution for immunofluorescence stained slides
Replaceable Fine Tip Bovie H101
Resorcin-Fuchsin Weigert Waldeck 2E-30 Trichrome staining
Rimadyl Pfizer 400684.00.00 Carprofen
Scissors Fine Science Tools 14028-10
Scissors Vannas-style Fine Science Tools 15000-03
Secondary antibody diluent Dako S0809
Fast acting Adhesive MINIS 3x1g UHU 45370 Cyanoacrylate
Slide Rack Ted Pella 21057
SM22 abcam ab10135 Antibody
SMA abcam ab21027 Antibody
Staining dish Ted Pella 21075
Surgical microscope Leica M651
Tabotamp fibrillar Ethicon 431962 Absorbable hemostat
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
U-100 Insulin syringe BD Medical 324825
Vessel Dilator Fine Science Tools 18603-14
Vitro-Clud Langenbrinck 04-0001
Weigerts iron hematoxylin Kit Merck 1.15973.0002 Trichrome staining
Xylene Th. Geyer 3410

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60, (3), 1-116 (2011).
  2. Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 6, (2), 369-375 (1985).
  3. Greenwald, S. E., Berry, C. L. Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties. J Pathol. 190, (3), 292-299 (2000).
  4. Majesky, M. W., Schwartz, S. M. Smooth muscle diversity in arterial wound repair. Toxicol Pathol. 18, (4 Pt 1), 554-559 (1990).
  5. Owens, G. K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells. Physiol Rev. 75, (3), 487-517 (1995).
  6. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiol Rev. 84, (3), 767-801 (2004).
  7. Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice. Cardiovasc Res. 79, (3), 360-376 (2008).
  8. Karas, S. P., et al. Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis. J Am Coll Cardiol. 20, (2), 467-474 (1992).
  9. Ip, J. H., et al. The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 17, (6 Suppl B), 77B-88B (1991).
  10. Mason, R. G., Read, M. S. Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation. J Biomed Mater Res. 5, (1), 121-128 (1971).
  11. Lafont, A., Faxon, D. Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials? Cardiovasc Res. 39, (1), 50-59 (1998).
  12. Matter, C. M., et al. Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice. Stroke. 37, (10), 2625-2632 (2006).
  13. Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circ Res. 73, (5), 792-796 (1993).
  14. Simon, D. I., et al. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty. J Clin Invest. 105, (3), 293-300 (2000).
  15. Sata, M., et al. A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia. J Mol Cell Cardiol. 32, (11), 2097-2104 (2000).
  16. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. J Clin Invest. 101, (6), 1225-1232 (1998).
  17. Painter, T. A. Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors. Artif Organs. 15, (2), 103-118 (1991).
  18. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. J Vis Exp. (87), e51459 (2014).
  19. Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509, (7502), 641-644 (2014).
Ballon-baserede skade til at fremkalde Myointimal hyperplasi i mus Abdominal Aorta
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).More

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter