Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Ballon gebaseerde letsel ertoe Myointimal Hyperplasia in de muis abdominale Aorta

doi: 10.3791/56477 Published: February 7, 2018

Summary

Dit artikel demonstreert een lymfkliertest model voor het bestuderen van de ontwikkeling van myointimal hyperplasie (MH) na de ballon van de aorta blessure.

Abstract

Het gebruik van diermodellen is essentieel voor een beter begrip van MH, een belangrijke oorzaak voor arteriële stenose. In dit artikel tonen we een lymfkliertest ballon denudatie model, dat vergelijkbaar is met gevestigde schip schade modellen in grote dieren. De aorta denudatie model met ballon katheters bootst de klinische setting en leidt tot vergelijkbare pathobiological en fysiologische veranderingen. Kort na het uitvoeren van een horizontale snede in de aorta abdominalis, zal een katheter met ballon worden ingevoegd in het schip, opgeblazen en retrogradely ingevoerd. Inflatie van de ballon zal leiden tot intima letsel en overdistension van het schip. Na het verwijderen van de katheter wordt de aorta incisie afgesloten met enkele hechtingen zette. Het model weergegeven in dit artikel is reproduceerbaar, gemakkelijk uit te voeren, en snel en betrouwbaar kan worden vastgesteld. Het is vooral geschikt voor de beoordeling van dure experimentele therapeutische agenten, die kunnen worden toegepast op een economische manier. Met behulp van verschillende stammen van de knock-out-muis, kan de impact van verschillende genen op MH ontwikkeling worden beoordeeld.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Arteriële stenose in coronaire en perifere bloedvaten heeft een groot effect op de morbiditeit en mortaliteit voor patiënten1. Een onderliggende pathologische mechanisme is myointima hyperplasie (MH), dat wordt gekenmerkt door toenemende proliferatie, migratie en synthese van de extracellulaire matrix eiwitten van vasculaire vlotte spier cellen (SMC)2. SMC bevinden zich in de laag van de media van het vaartuig en migreren op stimulatie op het oppervlak van de lumen. Stimulerend signalen zijn groeifactoren, cytokines, cel-cel contact, lipiden, componenten van de extracellulaire matrix en mechanische schuintrekken en strek krachten3,,4,,5,6. Letsel van de vaatwand, pathologische of iatrogene, endothelial cel en gladde spieren celschade veroorzaken ontstekingsreacties stimuleren en dus leiden tot MH7.

Verschillende dierlijke modellen zijn momenteel beschikbaar voor de studie van arteriële letsel en myointima hyperplasie. Grote dieren zoals varkens of honden hebben het voordeel van het delen van een soortgelijke slagader en coronaire anatomie met mensen en zijn vooral geschikt voor studies die onderzoeken angioplasty technieken, procedure en apparaten8. Varken modellen hebben echter het nadeel van de hogere thrombogeniciteit9,10, terwijl honden alleen een milde reactie op schip schade11 hebben. Daarnaast vereisen alle grote dierlijke modellen speciale huisvesting, apparatuur en personeel, die zijn verbonden met hoge kosten en zijn niet altijd beschikbaar bij een instelling. Kleine dierlijke modellen zijn voorzien van ratten en muizen. Vergeleken met ratten, hebben muizen de voordelen van lagere kosten en het bestaan van een verscheidenheid van knock out modellen. Het model, als beschreven in deze video kan worden gecombineerd met ApoE-/-muizen gevoed met een westerse dieet te nauw bootsen de klinische setting van angioplasty in atherosclerotische vaartuigen12. Voorgaande modellen geïnduceerde vasculaire verwonding via draad letsel13, vloeistof uitdroging14, voorjaar15of cuff letsel16. Aangezien de aard van de schade zal sterk invloed op de ontwikkeling en de Grondwet van MH, is met behulp van een katheter met ballon voor het opwekken van schip schade de beste manier om na te bootsen de klinische setting.

In dit artikel beschrijven we een nieuwe methode om te induceren MH met een katheter met ballon in muizen. Het gebruik van een katheter met ballon (1.2 mm x 6 mm) met een RX-Port (figuur 1A) kan het schrapen van de intima laag en op hetzelfde moment, de inductie van een overdistension van het schip. Beide van deze factoren zijn belangrijk voor de ontwikkeling van MH triggers. De tijd van de waarneming van dit model is 28 dagen17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Dieren ontvangen van humane zorg met inachtneming van de gids voor de beginselen van de proefdieren, opgesteld door het Instituut van laboratorium dierlijke hulpbronnen en gepubliceerd door de National Institutes of Health. Alle dierlijke protocollen werden goedgekeurd door de verantwoordelijke lokale autoriteit ('' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, (Bureau voor gezondheid en consumentenbescherming) Hansestadt Hamburg'').

1. de katheter voorbereiding

Nota: Verwijs naar de Tabel van materialen voor informatie over de katheter.

  1. Neem katheter uit de houder van de katheter.
  2. Trek de guidewire uit de lumen via de distale poort uit.
  3. Zet in een druppel Cyanoacrylaat lijm op de distale uiteinde van de katheter.
    Let op: Latex of nitril handschoenen dragen.
  4. Plaats de guidewire in de haven van de RX van de katheter en verder het via de lumen op de distale poort. Daarna trekken de guidewire terug iets te laten een ruimte van ~ 5 mm aan het einde.
  5. Wacht 5 minuten, zodat de lijm drogen.
  6. Verplaats de guidewire, het moet worden vastgesteld. Als er nog mobiele, herhaalt u stappen 1.3-1.6.
  7. Een 3-mL spuit vullen met 1,5 mL 0.9% zout en sluit deze aan op de poort van de inflatie ballon.
  8. Duw de plunjer van de injectiespuit te testen ballon inflatie. Laat 0,6 mL zoutoplossing in de spuit.

2. muis voorbereiding

  1. Mannelijke muizen op de leeftijd van 14 weken weegt ongeveer 30 g verkrijgen.
    Opmerking: We gebruikten dieren verkregen van het Instituut van de proefdieren. We gebruikten C57BL/6J hier.
  2. Met een inductie kamer kunt anaesthetize de muis met 2.0-2.5% isofurane (500 mL/min debiet zuurstof).
  3. Plaats de muis op de rug een verwarming pad en onderhouden van verdoving met een gelaatsmasker die betrekking hebben op de mond en neus van de muis. Controleren op voldoende diepte van de verdoving door te knijpen de achtervoeten en staart om te controleren of een afwezigheid van reflexen.
  4. Verwijder het buikhaar met behulp van een tondeuse.
  5. De achterpoten zijn verspreid en monteren van hun positie met behulp van tape.
  6. Desinfecteer de buikstreek met Povidon-jodium, gevolgd door 80% ethanol. Herhaal deze stap twee meer tijden.
  7. Gebruik een chirurgische gordijn om chirurgisch site doet niet krijgen besmet. Open de lagen van de huid en spieren langs de linea alba met een schaar of scalpel, bloot de buikorganen.
  8. De darmen lag in een 0,9% zout gehydrateerd handschoen en wikkel om ze te houden vochtig.
  9. Gebruik twee fijne pincet te verwijderen van het vetweefsel boven de abdominale aorta.
  10. Met behulp van een insuline spuit (30G), injecteren 250 µL van heparine oplossing (50 U/mL) in het Inferior Vena Cava (IVC) en wacht 3 min voor zijn systemische distributie. Heparine wordt hemostase onderdrukken en te voorkomen dat ongewenste stolling tijdens de operatie.
  11. Met behulp van twee pincet, ontleden de aorta infrarenal neer aan haar bifurcatie en zijn uitgaande schepen van de tak.
  12. Afbinden kant vaartuigen, die zouden moeten worden geplaatst in het geklemd gebied met een hoge temperatuur cauterizer.
  13. Stoppen van de bloedstroom door klemmen van de aorta infrarenal direct onder de renale bloedvaten.
  14. Plaats een tweede klem op een distale positie net boven de aorta bifurcatie.
  15. Het uitvoeren van een kleine horizontale opening met behulp van schaar op het middelpunt tussen de klauwen langs het schip.
    Opmerking: De grootte van de incisie moet gelijk aan 1/3 van de omtrek van het vaartuig.
  16. Een injectiespuit met een naald (30G) aansluit op de incisie en spoel de aorta met 250 µL heparine oplossing (50 U/mL).
  17. Plaats één enkele knoop aan weerskanten van de incisie met 10-0 hechtingen.
  18. Verwijden de aorta door het invoegen van een vaartuig dilator in de incisie en verspreid het schip lichtjes. Herhaal de dilatatie 2 tot 3 keer.
  19. Hydrateren de ballon-katheter met 0,9% zout.
  20. De afgevlakte ballon-katheter invoegen in de aorta en verder het richting de proximale klem op de aorta.
  21. Bij het bereiken van de proximale klem, voorzichtig openen van de proximale klem en opblazen van de ballon om te voorkomen dat bloed lekkage, door het injecteren van ~0.6 mL zoutoplossing.
    Opmerking: De verhouding van de opgeblazen ballon op vaartuig is 1.5:1.
  22. Verder de katheter retrograde voor ongeveer 2 cm.
  23. Trek de uitgebreide katheter terug, terwijl de deflatie van de ballon iets door het vrijgeven van de spuit.
  24. Opnieuw koppelen de proximale klem wanneer de katheter de insnijding van de aorta bereikt. Volledig leeglopen van de ballon en verwijder deze.
  25. Spoel de aorta met 250 µL heparine oplossing (50 U/mL) met behulp van een injectiespuit 30G.
  26. Sluit de aorta incisie met hechtingen van 10-0. Plaats onderbroken steken op elke laterale kant, gevolgd door een of twee steken aan de ventrale zijde.
  27. Open de distale klem. In het geval van het bloeden, sluit de klem weer en plaats extra steken.
  28. Open de proximale klem zorgvuldig.
  29. Plaats twee wissers op het hechtdraad te steunen en elke bloeden te stoppen.
  30. Het plaatsen van absorbeerbare hemostats op het hechtdraad om het te ondersteunen.
    Opmerking: Een aorta puls zichtbaar moet zijn distally van de incisie.
  31. Plaats de darmen terug in de buik.
  32. Spoel de buikholte met steriele zoutoplossing 0,9%, dat is voorverwarmde tot 37 ° C.
  33. Sluit de buikspier laag met 6-0 lopende hechtingen.
  34. Sluit de huid met 5-0 lopende hechtingen.
  35. 4-5 mg/kg Carprofen subcutaan injecteren alvorens de muis om wakker te worden. Volgen van het dier totdat het bewustzijn heeft opgedaan, onderhouden sternale ligcomfort. Houd het dier alleen in een kooi tot volledig herstel.
  36. Metamizole toevoegen aan het drinkwater (50 mg/100 mL) als pijn medicatie voor 3 dagen en het dier dagelijks controleren. Meestal muizen als de zoete smaak van metamizole en beginnen drinken onmiddellijk na de operatie. Indien gewenst, kunnen aanhoudende-release injecteerbare agenten worden gebruikt in plaats van metamizole.
    Opmerking: De observatieperiode voor dit model is 28 dagen.

3. histopathologie

  1. Oogst de aorta ballon-gewond na 28 dagen door het opstellen van de muizen, zoals beschreven in stappen 2.2 tot en met 2.9.
  2. Gebruik schaar euthanaseren van de muis door te snijden zijn hart te verwijderen van de ballon-verwonde aorta (tussen de bifurcatie en 0.3 mm boven de renale bloedvaten).
  3. Spoel het lumen van het vaartuig met 0,9% NaCl.
  4. Los van het geoogste vaartuig in 4% paraformaldehyde (PFA) 's nachts en het uitdrogen in de toenemende concentraties van ethanol, beginnend met 70% ethanol voor 80% ethanol voor 1 uur, 2 uur, 95% ethanol voor 2 uur, en 100% ethanol voor 5 uur. Vervolgens, Incubeer de monsters in xyleen voor 2 uur 3 keer, voordat het infiltreren van de monsters met parafin.
    Opmerking: in plaats van het spuien van het geoogste vaartuig met 0,9% NaCl, het kan worden gespoeld met 4% PFA.
    Let op: PFA xyleen zijn giftig en met bijzondere zorg moeten worden behandeld.
  5. Het monster inbedden in paraffine en snijd in plakjes van 5 µm dikte gebruikend microtome.
  6. Deparaffinize de dia's met xyleen 3 keer voor 5 minuten.
  7. Hydrateren weefsel dia's met behulp van een afnemend aantal ethanol. Begin met 100% ethanol 2 keer voor 5 min, gevolgd door 3 minuten van 95%, 80% en 70% ethanol.
  8. De dia's met Masson van trichrome kleuring als beschreven18vlek.
  9. Dehydrateren gebeitst dia's in 100% ethanol 2 keer voor elke 10 min. Schakel met xyleen 2 keer voor elke 10 min en mount montage medium.
  10. De dia's met een heldere veld microscoop bekijken. Gebruik een lens met 5 x vergroting en een numerieke diafragma van 0,12 voor een overzichtsfoto of een lens met 20 x vergrotingen met een numerieke diafragma voor 0.35 voor gedetailleerde observatie.

4. immunofluorescentie microscopie

  1. Hydrateren weefsel dia's met behulp van een afnemend aantal ethanol. Begin met 100% ethanol 2 keer voor 5 min, gevolgd door 3 min van 95%, 80% en 70% ethanol.
  2. Uitvoeren van antigeen-ophalen door verwarming van de dia's in de oplossing van de antigeen-gegevensherwinning in een stomer voor 20 min.
  3. Laat de dia's afkoelen tot kamertemperatuur.
  4. Na het wassen de dia's voor driemaal met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS), antigeen blokkerende oplossing van toepassing op secties voor 30 min.
  5. Wassen van dia's drie keer, gedurende 5 min met PBS.
  6. Incubeer secties met primair antilichaam verdund in primair antilichaam verdunningsmiddel.
    Opmerking: De juiste concentratie en incubatie tijd moet afzonderlijk gekozen worden voor elke antilichaam.
  7. Wassen van dia's drie keer, gedurende 5 min met PBS te verwijderen unbound antilichaam.
  8. Incubeer secties met een vooraf geconjugeerd secundair antilichaam verdund in secundair antilichaam verdunningsmiddel.
    Opmerking: De juiste concentratie en incubatie tijd moet afzonderlijk gekozen worden voor elke antilichaam.
  9. Verwijder niet-afhankelijke antistoffen door de dia's gedurende 5 minuten wassen drie keer.
  10. Counterstain van de celkernen met 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) gedurende 15 minuten; de eindconcentratie van de DAPI moet 350 nM.
  11. Mount dia's in immunofluorescentie compatibel montage oplossing.
    Opmerking: Gebruik van de verkeerde montage oplossing kan verdoezelen de fluorescentie-signaal.
  12. Dia's weergeven met een fluorescentie Microscoop. Gebruik een 40 x vergroting lens met een numerieke diafragma van 1.3.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ballon denudatie is een geschikt model te bestuderen voor de ontwikkeling van MH in muizen. Dieren herstellen goed van de operatie en een uitstekende conditie na bewerking weergeven. We vastgesteld dit model in 50 muizen met minder dan 3% sterftecijfer als gevolg van de chirurgische procedure. Cijfers 1B -C tonen de belangrijkste chirurgische stappen. Na een huid incisie langs de linea alba, identificeren van de aorta abdominalis. Plaats microchirurgische klemmen (figuur 1B). Maken een kleine snede in het midden van de aorta, een katheter met ballon instellen in het vaartuig en schuif het retrograde, tegen de richting van de bloedstroom (Figuur 1 c). Verkeer van de opgeblazen ballon leidt tot schrapen van intima en, tegelijkertijd, overdistension van het schip. De aorta incisie wordt afgesloten met enkele hechtingen zette. Een aorta pols moet zichtbaar distally van de incisie.

MH ontwikkelt geleidelijk in de prothese na verloop van tijd. Histologische kleuring met Masson van trichrome toont myointima formatie binnen de interne elastische lamina (figuur 2A). Myointimal laesies bestond voornamelijk uit cellulaire componenten positief voor SM22 en sommige componenten van de extracellulaire matrix (figuur 2B). Myointimal cellen zijn verder geëvalueerd door immunofluorescentie kleuring. De belangrijkste bevolking in de myointima bestaat uit zachte spiercellen (gladde spieren actine (SMA) positieve) en myofibroblasts (fibroblast activering eiwit (FAP) positieve) cellen (figuur 2B).

Figure 1
Figuur 1. Schema van de katheter en de implantatie. (A) gedetailleerde schema van de katheter. Distale poort, ballon, snelle uitwisseling poort (RX-poort), guidewire, één lumen naar RX-haven, dubbele lumen van RX-Port aan de ballon, hub, ballon inflatie poort. (B) Schematische illustratie van chirurgische ingreep. Doorbloeding van de Aorta abdominalis is gestopt met twee micro klemmen en een kleine incisie wordt uitgevoerd. C. opgeblazen katheter binnen aorta abdominalis. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2. De vorming van de Myointima binnen het interne elastische lamina. (A) Denuded muis aortas worden geoogst, paraffine-ingebedde, en een representatieve dwarsdoorsnede in trichrome kleuring wordt weergegeven. (B) dubbele immunofluorescentie kleuring van ballon-kale aortae wordt weergegeven. De bovenste rij toont myointimal laesies gekleurd voor SM22 en collageen III. In de onderste rij, zijn vaartuigen gekleurd voor SMA en FAP. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Dit artikel toont een lymfkliertest model voor het bestuderen van de ontwikkeling van myointimal hyperplasie en laat de verkenning van de onderliggende pathologische processen en het testen van nieuwe geneesmiddelen of een therapeutische opties.

De meest kritische stap in dit protocol is de ontbossing van de aorta. Speciale aandacht moet worden besteed tijdens deze stap, zoals overdreven ontbossing tot aneurysma vorming en model falen leiden zal. Aan de andere kant, als denudatie onvoldoende wordt uitgevoerd, zal te weinig myointima ontwikkelen. Dus, de intensiteit van de ontbossing stap is cruciaal voor de resultaten en het succes van deze diermodel.

Met betrekking tot de chirurgische ingreep is het essentieel dat de twee muren van het schip zijn niet doorboord door de hechtingen zette, die kunnen resulteren in vroege falen van het vaartuig bij te stellen. Wij hebben eerder een muismodel waarin we vaartuig stenose in de abdominale aorta muizen18 geïnduceerdebeschreven. Echter, dit en de meeste andere modellen alleen voorzien in zeer kleine hoeveelheden weefsel analyse. Een voordeel van deze methode is de relatief grote hoeveelheid weefsel verkregen (~ 1 cm vaartuig segment). Een enkel vaartuig graft kan dus worden onderverdeeld in meerdere delen en gebruikt voor diverse analyses, effectieve vermindering van het aantal proefdieren vereist.

Bovendien kunnen geschikt knock-out dieren worden gebruikt om te bestuderen van de ontwikkeling van myointima hyperplasie in verschillende ziekten. De genetische achtergronden kunnen ook worden gecombineerd met deze diermodel te begrijpen van de mechanismen van myointimal hyperplasie in een verscheidenheid van instellingen of de impact van bepaalde genen.

Kortom, de hier beschreven model is reproduceerbaar, gemakkelijk uit te voeren, en snel en betrouwbaar kan worden vastgesteld. Geteste behandeling opties in dit model verder in groot dier kunnen worden bevestigd modellen19.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs bedanken Christiane Pahrmann voor haar technische bijstand.

D.W. werd gesteund door de Max Kade Foundation. T.D. ontvangen subsidies uit het anders Kröner Fondation (2012_EKES.04) en de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. ontvangen onderzoekssubsidies van de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10-0 Ethilon suture Ethicon 2814G
3 mL Syringe BD Medical 309658
37% HCl Sigma-Aldrich H1758
5-0 prolene suture Ethicon EH7229H
6-0 prolene suture Ethicon 8706H
Acid Fuchsin Sigma-Aldrich F8129-25G Trichrome staining
Antigen retrieval solution Dako S1699
Azophloxin Waldeck 1B-103 Trichrome staining
Bepanthen Eye and Nose ointment Bayer 1578675 Eye ointment
Betadine Solution Betadine Purdue Pharma NDC:67618-152
C57BL/6J Charles River Stock number 000664
Clamp applicator Fine Science Tools 18056-14 JAW DIMS: 4 x 0.75 mm LENGTH: 13 mm
Collagen 3 abcam ab7778 Antibody
DAPI Thermo Fischer D1306
Donkey anti-Goat IgG AF555 Invitrogen A21432 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A21206 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A11055 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF555 Invitrogen A31572 Secondary antibody
Ethanol 70% Th. Geyer 2270
Ethanol 96% Th. Geyer 2295
Ethanol absolute Th. Geyer 2246
FAP abcam ab28246 Antibody
Forceps fine Fine Science Tools 11251-20
Forceps standard Fine Science Tools 11023-10
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 537020
Hair clipper WAHL 8786-451A ARCO SE
Heparin Rotexmedica PZN 3862340 25.000 I.E./mL
High temperature cautery kit Bovie 18010-00
Image-iT FX Signal Enhancer Invitrogen I36933 Blocking solution
Light Green SF Waldeck 1B-211 Trichrome staining
Microsurgical clamp Fine Science Tools 18055-04 Micro-Serrefine - 4mm
MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange Abbott 1012268-06U
Molybdatophosphoric acid hydrate Merck 1.00532.0100 Trichrome staining
NaCl 0,9% B.Braun PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Needle holder Fine Science Tools 12075-14
Novaminsulfon Ratiopharm PZN 03530402 Metamizole
Orange G Waldeck 1B-221 Trichrome staining
Paraffin Leica biosystems REF 39602004
PBS pH 7,4 Gibco 10010023
PFA 4% Electron Microscopy Sciences #157135S
Ponceau S solution Serva Electrophoresis 33427 Trichrome staining
Primary antibody diluent Dako S3022
Prolong Gold Mounting solution Thermo Fischer P36930 Mounting solution for immunofluorescence stained slides
Replaceable Fine Tip Bovie H101
Resorcin-Fuchsin Weigert Waldeck 2E-30 Trichrome staining
Rimadyl Pfizer 400684.00.00 Carprofen
Scissors Fine Science Tools 14028-10
Scissors Vannas-style Fine Science Tools 15000-03
Secondary antibody diluent Dako S0809
Fast acting Adhesive MINIS 3x1g UHU 45370 Cyanoacrylate
Slide Rack Ted Pella 21057
SM22 abcam ab10135 Antibody
SMA abcam ab21027 Antibody
Staining dish Ted Pella 21075
Surgical microscope Leica M651
Tabotamp fibrillar Ethicon 431962 Absorbable hemostat
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
U-100 Insulin syringe BD Medical 324825
Vessel Dilator Fine Science Tools 18603-14
Vitro-Clud Langenbrinck 04-0001
Weigerts iron hematoxylin Kit Merck 1.15973.0002 Trichrome staining
Xylene Th. Geyer 3410

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60, (3), 1-116 (2011).
  2. Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 6, (2), 369-375 (1985).
  3. Greenwald, S. E., Berry, C. L. Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties. J Pathol. 190, (3), 292-299 (2000).
  4. Majesky, M. W., Schwartz, S. M. Smooth muscle diversity in arterial wound repair. Toxicol Pathol. 18, (4 Pt 1), 554-559 (1990).
  5. Owens, G. K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells. Physiol Rev. 75, (3), 487-517 (1995).
  6. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiol Rev. 84, (3), 767-801 (2004).
  7. Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice. Cardiovasc Res. 79, (3), 360-376 (2008).
  8. Karas, S. P., et al. Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis. J Am Coll Cardiol. 20, (2), 467-474 (1992).
  9. Ip, J. H., et al. The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 17, (6 Suppl B), 77B-88B (1991).
  10. Mason, R. G., Read, M. S. Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation. J Biomed Mater Res. 5, (1), 121-128 (1971).
  11. Lafont, A., Faxon, D. Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials? Cardiovasc Res. 39, (1), 50-59 (1998).
  12. Matter, C. M., et al. Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice. Stroke. 37, (10), 2625-2632 (2006).
  13. Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circ Res. 73, (5), 792-796 (1993).
  14. Simon, D. I., et al. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty. J Clin Invest. 105, (3), 293-300 (2000).
  15. Sata, M., et al. A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia. J Mol Cell Cardiol. 32, (11), 2097-2104 (2000).
  16. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. J Clin Invest. 101, (6), 1225-1232 (1998).
  17. Painter, T. A. Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors. Artif Organs. 15, (2), 103-118 (1991).
  18. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. J Vis Exp. (87), e51459 (2014).
  19. Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509, (7502), 641-644 (2014).
Ballon gebaseerde letsel ertoe Myointimal Hyperplasia in de muis abdominale Aorta
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).More

Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter