Summary
Questo protocollo descrive l'uso del modello di attività contrattile cronica di esercizio per osservare gli adattamenti indotti da stimolazione del muscolo scheletrico nell'arto posteriore del ratto.
Abstract
Il muscolo scheletrico è un tessuto altamente adattabile, poichè le proprietà biochimiche e fisiologiche sono notevolmente alterate in risposta all'esercizio cronico. Per studiare i meccanismi di fondo che portano a vari adattamenti muscolari, un numero di protocolli di esercizio come tapis roulant, ruota running e nuoto esercizio è stato utilizzato negli studi sugli animali. Tuttavia, questi modelli di esercitazione richiede un lungo periodo di tempo per raggiungere adattamenti muscolari, che possono anche essere regolamentati da fattori umorali o neurologici, limitando le loro applicazioni nello studiare gli adattamenti indotti da contrazione muscolo-specifico. La stimolazione indiretta bassa frequenza (10 Hz) per indurre l'attività contrattile cronica (CCA) è stata utilizzata come modello alternativo per l'allenamento, come correttamente può portare ad adattamenti mitocondriale muscolare entro 7 giorni, indipendente da fattori sistemici. Questa carta descrive in dettaglio le tecniche chirurgiche necessari per applicare il trattamento di CCA a muscolo scheletrico di ratti, per studi di applicazione diffusa in futuro.
Introduction
Muscolo scheletrico può adattarsi per esercitare attività di formazione attraverso i cambiamenti nella sua bioenergetica e struttura fisica1. Una delle principali alterazioni provocate da allenamento di resistenza è la biogenesi mitocondriale, che può essere valutata da un aumento nell'espressione di componenti mitocondriali (ad es., le unità secondarie del citocromo c ossidasi [COX]), così come l'espressione di il coactivator transcriptional, PGC-1 α2. Un crescente numero di studi hanno indicato che numerosi altri fattori, tra cui fatturato mitocondriale e mitophagy, sono anche importanti per l'adattamento del muscolo. Tuttavia, i meccanismi attraverso i quali esercizio acuto o cronico regolano questi processi in muscolo scheletrico sono ancora poco chiari.
Per delineare le vie che regolano gli adattamenti indotti dall'esercizio muscolare, vari modelli di esercizio sono stati utilizzati comunemente negli studi nei roditori, tra cui tapis roulant, corsa ruota e il nuoto esercizio. Tuttavia, questi protocolli hanno alcune limitazioni, in quanto sono necessarie ~ 4-12 settimane per osservare questi cambiamenti fenotipici3,4,5. Come metodo alternativo sperimentale, bassa frequenza indotta da stimolazione cronica attività contrattile (CCA) è stato effettivamente utilizzato, come può portare ad adattamenti muscolari in un periodo sostanzialmente più corto (cioè, fino a 7 giorni) e suoi effetti sembrano essere paragonabile o addirittura superiore di altri protocolli di esercizio. Inoltre, la presenza di ormonale6, temperatura7ed effetti neurologici8 può rendere difficile capire muscolo-specifiche risposte all'esercizio cronico. Ad esempio, dell'ormone tiroideo9,10 e fattore di crescita insulino-simile (IGF) -111 sono stati identificati per mediare adattamenti indotto dall'allenamento del muscolo, che possono regolare anche altre vie di segnalazione in scheletrico muscolo. In particolare, gli effetti indotti da CCA minimamente sono regolati da fattori sistemici, che permette di concentrare attenzione sulla risposta diretta del muscolo scheletrico all'attività contrattile.
L'unità esterna per CCA fu introdotto da Tyler e Wright12ed è stato sviluppato con modifiche12. In breve, l'unità si compone di tre parti principali: un rivelatore ad infrarossi che può essere attivato e disattivata tramite l'esposizione a luce infrarossa, un generatore di impulsi e un indicatore del polso (Figura 1). Il disegno di circuito dettagliate dell'unità stimolatore è stato descritto in precedenza13. Le caratteristiche dettagliate e specifiche di CCA possono essere trovate maggiore profondità in un numero di revisione articoli14,15,16,17. In breve, il protocollo di stimolazione è progettato per attivare il nervo peroneo comune a bassa frequenza (cioè, 10 Hz), e i muscoli innervati (tibiale anteriore [TA] e muscolo estensore digitorum longus [EDL]) sono costretti a contratto per un lunghezza predeterminata di tempo (ad esempio, 3-6 h). Nel corso del tempo, questo sposta i muscoli di cui sopra ad un fenotipo più aerobico, dimostrato da un aumento della densità capillare18 sia contenuto mitocondriale19,20,21. Pertanto, questo metodo è un modello collaudato di imitare alcuni degli adattamenti formazione resistenza principali all'interno del muscolo scheletrico di ratti.
Questa carta presenta una procedura dettagliata della chirurgia l'impianto dell'elettrodo per indurre CCA in modo che i ricercatori possono applicare questo modello nei loro studi di esercizio. CCA è un eccellente modello per studiare il corso di tempo degli adattamenti muscolari, fornendo così un efficace strumento per l'indagine sui vari eventi molecolari e segnalazione ad entrambi i punti tempo presto e tardi segue l'inizio dell'allenamento fisico.
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Protocol
Tutte le procedure relative agli animali erano esaminate e approvate dal comitato di cura di York University degli animali. All'arrivo presso la struttura animale all'Università di York, tutti i ratti sono stati dati un minimo di cinque giorni per acclimatarsi al loro ambiente prima della procedura chirurgica, con cibo fornito ad libitum. Anche se questo protocollo è stato applicato in precedenza per altre specie15,17,22, la carta corrente si basa sul lavoro pionieristico di Pette e colleghi23 e si concentra sul modello del ratto, in particolare.
1. preparazione dell'unità di attività contrattile cronica
- Utilizzando un voltmetro, controllare il potenziale delle batterie al litio moneta.
Nota: Il potenziale di ogni batteria deve essere 3.0 ± 0,10 V. - Inserire due o tre batterie nello slot dell'unità in modo che il potenziale totale è 6-9 V.
Nota: È a discrezione dei ricercatori a considerare quanto potenziale (6 o 9 V) per mantenere durante la procedura intera sperimentale. Secondo lo studio di progettazione e l'intensità desiderata dello stimolo, 2 o 3 batterie possono essere usate. - Verificare che l'unità stia funzionando correttamente tramite l'indicatore di impulso, di esporre l'unità a 1 impulso emesso da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi.
2. intervento chirurgico di attività contrattile cronica
Nota: Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici prima della procedura chirurgica. Durante e immediatamente dopo l'intervento chirurgico, la temperatura corporea dei topi è mantenuta da un rilievo di riscaldamento. È preferibile eseguire l'intervento chirurgico su un telo chirurgico. Il chirurgo deve indossare guanti chirurgici sterili, nonché un camice da laboratorio pulito. Se necessario, si consiglia di indossare una maschera respiratore monouso.
- Anestetizzare ratti sotto 1-3% isoflurane inalazione con l'ossigeno, che è gestito da un sistema di Vaporizzatore gas. Confermare l'animale è completamente sedata controllando hindlimb pizzico di punta e osservando la frequenza e profondità respiratoria. Applicare il lubrificante oculare sugli occhi per evitare la secchezza. Applicare un'iniezione sottocutanea di Meloxicam (0,5 mg/mL) a 2 mg/kg.
Nota: Si consiglia inoltre di avere un'applicazione multi-modale di analgesia (ad es., Meloxicam più lidocaina) per ridurre al minimo qualsiasi dolore durante e dopo l'intervento chirurgico. - Delicatamente Radere l'arto posteriore sinistro, come pure una striscia intorno al tronco dalla parte posteriore del collo, intorno alle spalle degli arti anteriori e attraverso il torace anteriore. Strofinare delicatamente le zone rasate con iodio e alcol etilico per disinfettare.
- Con l'animale che pone sul suo stomaco, praticare una piccola incisione (~0.5 cm) sul retro del collo al centro della regione rasata (l'area palpabile tra scapole) usando un bisturi (lama n. 10).
- Individuare il nervo peroneo comune.
- Animale sul suo lato destro del rullo e fare un ~ 2-3 cm-lungo taglio nella pelle dell'arto posteriore sinistro. L'area di incisione intorno i gruppi muscolari di coscia superiore che è monumentale tra la fossetta dell'articolazione del ginocchio e la parte posteriore vicino all'origine della coda di destinazione.
Nota: Fare attenzione a non contaminare la prima area di incisione quando si cambia la posizione del corpo. - Utilizzando punte blunt curvo forbici chirurgiche, sezionare la zona sottocutanea ampiamente ~3.5 - 4 cm, che separa la pelle dal muscolo sottostante al fine di rendere una tasca tra la pelle aperta e muscolo sottostante. Aprire la pelle dal tessuto di fondo su tutta la circonferenza dell'incisione (~1.5 cm2).
- Praticare una piccola incisione (meno di 0,5 cm) sul muscolo bicipite femorale con forbici chirurgiche, assicurando che le punte delle forbici sono di taglio basso direttamente attraverso il muscolo.
- Aprire delicatamente la zona del taglio fino a quando i gruppi muscolari interna e il nervo peroneo comune sono visibili (la profondità dei tessuti muscolari esterne (cioè, bicipite femorale) è di circa ~0.5 cm). Utilizzando forcipe, delicatamente tocco/pizzico il nervo visibile e osservare le risposte dei gruppi muscolari di destinazione (ad es., TA muscolo) e dita dei piedi (visibile dorsiflexion) per confermare che il nervo peroneo comune è isolato.
Nota: Questo passaggio deve essere effettuato con estrema cautela per evitare di tagliare o danneggiare il nervo. - Fissare la finestra tirandola aperta con metallo divaricatori tale che la dimensione della finestra è ~1.5 cm2 con il nervo peroneo che si trova al centro della finestra. Utilizzare il piccolo gancio metallico collegato a cinghie e/o elastici che vengono fissate alla superficie del tavolo (o bordo di chirurgia) (Figura 2A).
- Animale sul suo lato destro del rullo e fare un ~ 2-3 cm-lungo taglio nella pelle dell'arto posteriore sinistro. L'area di incisione intorno i gruppi muscolari di coscia superiore che è monumentale tra la fossetta dell'articolazione del ginocchio e la parte posteriore vicino all'origine della coda di destinazione.
- Fissare il cavo a entrambi i lati del nervo.
- Preparazione di ~ 50-60 cm di politetrafluoroetilene (PTFE)-rivestito di filo di acciaio sottile e piegarlo a metà.
Nota: Potrebbe essere utile per esporre PTFA-rivestito filo sotto la luce UV prima dell'intervento. - Agganciare la parte piegata del filo nella fessura di una canna di acciaio inox lungo cm 30. Passare l'asta, insieme con il filo, per via sottocutanea da tasca aperta del hindlimb verso l'area piccola incisione sul retro del collo, in un modello di L-forma fino alla gamba e lungo il centro della schiena.
- Trovare le due estremità del filo presso l'arto posteriore. Spelare i fili dal momento che tutti i fili sono isolati in PTFE. Con attenzione usando un bisturi, spelare le estremità del filo di ~1.5 cm. Se i fili diventano sfilacciati, ritagliale e ri-strip. Avvolgere le estremità dei conduttori spogliato intorno ad un ago 21G smussata (5 volte), rendendo una bobina. Una volta che le bobine siano state effettuate correttamente, rimuovere l'ago da loro.
- Utilizzando una dimensione di seta chirurgica 6-0, fissare ciascuna delle bobine su entrambi i lati del nervo peroneo comune (Figura 2A).
- Fare un nodo alla fine della bobina e si sutura sul lato sinistro del nervo. Assicurarsi che la bobina sia 1.5-2.5 mm dal nervo.
- Per fissare la bobina, applicare due o tre suture supplementari lungo la bobina.
- Ripetere questi passaggi sul lato destro del nervo.
- Applicare 2-3 gocce di soluzione antibiotica (ampicillina in soluzione salina; 132 mg/mL) e quindi con attenzione la finestra (cioè, tessuto del muscolo bicipite femorale) usando la seta di dimensioni 5-0 suturare.
- Preparazione di ~ 50-60 cm di politetrafluoroetilene (PTFE)-rivestito di filo di acciaio sottile e piegarlo a metà.
- Senza bloccare vento slack rimanenti di filo (circa il diametro del dito indice) e spingere la tasca sottocutanea sopra l'incisione suturata del muscolo bicipite femorale (circa sopra l'anca).
- Applicare 2-3 gocce di soluzione antibiotica nuovamente (ampicillina in soluzione salina; 132 mg/mL). Chiudere la pelle aperta di pinzatura.
- Collegare i fili (che fuori dell'area di incisione del collo) per lo stimolatore CCA.
- Collegare prese pin con i fili.
- Tagliare l'anello del filo che esce l'incisione nella parte superiore del collo per creare 2 estremità del filo (questi conducono le bobine suturato ai lati del nervo peroneo).
- Usando un bisturi, spelare le estremità dei fili da ~0.5 cm. tagliare i fili sfilacciati, se presente.
- Lentamente spingere le parti spogliate dei cavi nel foro delle prese pin e utilizzando un saldatore, saldare i fili sulle prese pin.
- Facoltativamente, selezionare la connessione dei cavi.
- Collegare i pin ad un'unità di stimolatore grande benchtop tramite morsetti a coccodrillo.
- Fornire un singolo impulso di 9 V (0,1 ms, 10 Hz) per confermare che TA muscoli contratti e sinistra piede dorsiflexes.
- Passare le estremità dei conduttori collegati pin attraverso il tampone di garza sterile che è ~ 4 x 4 cm.
- Collegare i pin per l'unità di stimolatore CCA.
- Passare i cavi attraverso il foro nella base della casella di stimolatore.
Nota: Questa casella è una camera fatta in casa per l'unità di stimolatore CCA ed è 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13. - Inserire le spine nelle prese di connessione dell'unità di CCA. Inserire delicatamente l'unità CCA nel vano. Utilizzare una virata appiccicosa per fissare l'unità CCA nella parte inferiore della camera.
- Passare i cavi attraverso il foro nella base della casella di stimolatore.
- Utilizzando un nastro atletico o il nastro chirurgico poroso, difficoltà della camera con nastro adesivo intorno il torso rasato. Chiudere il coperchio dell'alloggiamento con tre strati di nastratura e finire avvolgendo un nastro intorno ai lati della finestra di stimolatore per garantire la casella (Figura 2B).
- Collegare prese pin con i fili.
- Verifica se il CCA sta lavorando di esporre l'unità a un singolo impulso di luce infrarossa (spettro di lunghezza d'onda > 770 nm) che viene emesso da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi.
Nota: Se il CCA è correttamente funzionante, i ricercatori sarà in grado di vedere che i muscoli del hindlimb (cioè, TA) sono contraenti in risposta alla luce a infrarossi. - Il ratto di osservare e monitorare la temperatura fino a quando non ha pienamente riacquistato coscienza. Casa in una gabbia di singolo occupante per prevenire qualsiasi danno da altri animali e non lasciare alcun tunnel o oggetti di plastica nella gabbia per il resto dello studio per mitigare il rischio di danni all'apparecchio stimolatore o lesioni all'animale. Alimentazione con una bottiglia di acqua incluso Amoxicillin (0,5 mg/mL).
- Applicare la dose di 1 mg/kg di Meloxicam per via sottocutanea ogni 24 h dopo l'intervento chirurgico, che continua almeno per 72 h.
3. cronica attività contrattile
- Dopo l'intervento chirurgico, consentire almeno 5-7 giorni per un pieno recupero dell'incisione e zone di sutura in/intorno i muscoli scheletrici.
Nota: Durante e dopo la procedura CCA, controllare accuratamente la condizione di ogni animale osservando i loro comportamenti (ad es., mangiare, bere, e/o in movimento). Inoltre, determinare qualsiasi stress grave o effetti negativi verificando un cambiamento di peso corporeo prima e dopo la procedura CCA. - Il giorno di stimolazione di CCA, accendere CCA esponendo l'unità stimolatore ad un singolo impulso di luce infrarossa (lunghezza d'onda > 770 nm) da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi.
- Applicare 3 o 6 h di stimolazione CCA 10 Hz.
Nota: I tempi per la stimolazione è fino al ricercatore. La frequenza di stimolazione non è mai stata alterata in questi esperimenti, e solo molto modesti miglioramenti nell'adattamento mitocondriale sono state osservate estendendo la stimolazione da 3 a 6 ore al giorno, nella nostra esperienza. Se possibile, controllare la stimolazione e l'animale ogni 30-60 min. - Successivamente al periodo CCA desiderato, spegnere l'unità CCA tramite esposizione alla luce a infrarossi (stessa procedura di accensione dell'unità).
- Se l'applicazione di più giorni, ripetere il passo 3.2. 3.4.
- Determinare i tempi di raccolta del tessuto. Ad esempio, raccogliere tessuti 24 h dopo l'inizio del combattimento finale di CCA (cioè, 18 h dopo l'ultima stimolazione di CCA di 6 h), che si svolge sotto l'anestesia, come fatto durante la procedura chirurgica di CCA. Immediatamente dopo aver raccolto tutti i tessuti, eutanasia animali asportando il cuore mentre l'animale è ancora sotto anestesia.
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Representative Results
Abbiamo dimostrato che l'attività contrattile cronica (CCA) è uno strumento efficace per indurre adattamenti favorevoli mitocondriali nel muscolo scheletrico. I ratti sottoposti a 7 giorni di CCA (6 h al giorno) visualizzare rafforzata la biogenesi mitocondriale nel muscolo stimolato rispetto l'arto posteriore non stimolate controlaterale (controllo). Questo aumento della biogenesi mitocondriale è indicato dall'espressione aumentata della proteina di PGC-1 α (Figura 3A), considerato il principale regolatore della biogenesi mitocondriale, insieme con le elevazioni delle altre proteine mitocondriali chiave COX-I e COX-IV, che sono componenti importanti della catena di trasporto degli elettroni. Inoltre, l'attività dell'enzima citocromo c ossidasi (COX), un indicatore utile di contenuto mitocondriale, aumentato circa il 30% dopo 7 giorni di CCA (Figura 3B). Inoltre, abbiamo valutato i cambiamenti nella funzione mitocondriale utilizzando fibre muscolari permeabilized per misurare la capacità respiratoria mitocondriale e trovato che CCA ha provocato un aumento del maximal respiratoria (cioè, stato 3) capacità del muscolo sottoposti a 7 giorni di stimolazione rispetto al muscolo di controllo (Figura 3). Inoltre, entrambe le popolazioni mitocondriale, subsarcolemmali (SS) e intermyofibrillar (FMI), aumentati dopo 7 giorni di CCA (Figura 4A e B), e abbiamo trovato le frazioni di IMF dal muscolo sottoposto a 7 giorni di attività contrattile per essere colore rosso osservabile ulteriori rispetto a quelli derivati dal muscolo del controllo (CON) mediante centrifugazione differenziale, presumibilmente che indica i livelli elevati di mioglobina, EME e altri elementi relativi a ossigeno (Figura 4).
Adattamenti ai sistemi lisosomiale e autofagia possono anche essere determinati da CCA. In particolare, abbiamo osservato un aumento nell'abbondanza della proteina di fattore di trascrizione EB (IL2RG; Figura 5A), il principale regolatore della biogenesi lisosomiale, da CCA affatto tempo punti (cioè, 1, 3 e 7 giorni), così come altri marcatori lysosomal come proteina della membrana lisosomiale-collegata 1 (LAMP1; Figura 5B). È interessante notare che, il nostro studio ha dimostrato che le alterazioni all'autofagia, mitophagy e sistemi lysosomal accadere prima della biogenesi mitocondriale.
Figura 1. Un diagramma schematico Mostra componenti principali di uno stimolatore CCA portatile unità Questa figura è stata modificata da Takahashi et al. 13. IR, infrarossi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2. L'impianto di elettrodi e stimolatore. (A) una finestra per collegare i fili ai due lati del nervo peroneo comune. (B) un'immagine esemplare per dimostrare un corretto assemblaggio del CCA. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3. PGC-1alpha, respirazione mitocondriale e l'attività enzimatica con CCA. (A) CCA induce adattamenti mitocondriali nel muscolo scheletrico, come indicato da un aumento nei livelli della proteina di PGC-1 α. Un'immagine rappresentativa della macchia è mostrata insieme a ß-actina come il controllo di carico. CON si riferisce al controllo, cioè, arto posteriore controlaterale non sottoposti a CCA e piega cambiamento dati sono stati ottenuti normalizzando risultati relativi CON al giorno 1. (B) l'attività di COX e (C) permeabilizzate respirazioni del muscolo erano anche aumentati dopo 7 giorni di CCA. Tutti i dati vengono visualizzati come media ± SEM (N = 6-8). †P < 0,05, effetto di interazione tra CCA e tempo; §P < 0,05, effetto principale della CCA; P < 0,05, differenza significativa vs controllo al giorno 1. Figura 3A e 3B sono stati modificati da Kim e cappuccio19. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4. Prova della biogenesi mitocondriale nel muscolo con CCA. (A e B) Immagini al microscopio elettronico indicano volumi allargate di subsarcolemmale (SS) e di intermyofibrillar mitocondri (FMI) in muscolo scheletrico di ratti esposti a CCA per 7 giorni. Questa immagine è stata modificata da Ljubicic et al. 21e barre della scala indicano 1 µm. (C) un confronto di fractionations mitocondriale muscolare tra controllo (CON) e muscolo stimolato (CCA) dopo 7 giorni di stimolazione di CCA. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5. Il sistema lisosomiale è aumentata di 7 giorni di CCA. Questo è indicato da aumento di abbondanze di proteina in entrambi IL2RG (A) e (B) LAMP1. Risultati sono mostrati come piegare le modifiche normalizzando i dati relativi CON 1 giorno. (C) immagini rappresentative della macchia sono mostrati e GAPDH è un controllo di carico. §P < 0.05, effetto principale di CCA. Tutti i dati vengono visualizzati come media ± SEM (N = 8); ¶P < 0.05, effetto principale del tempo; P < 0,05, differenza significativa contro controllo (CON) al giorno 1. Questa figura è stata modificata da Kim e cappuccio19. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il modello di attività contrattile cronica (CCA) di esercizio, attraverso il muscolo bassa frequenza stimolazione in vivo, è un eccellente modello per studiare gli adattamenti fenotipica del muscolo per esercitare13,24,25 , 26. come dimostrato in precedenti studi20,27, CCA è un efficace strumento mediante il quale i ricercatori possono controllare formazione volumi e frequenze (cioè, il tempo e giorni) e indagare vari biochimici e/o molecolari eventi nel corso di ripetuti attacchi di attività contrattile. Una delle migliori caratteristiche di questo modello è che i muscoli dell'arto posteriore controlaterale sono utilizzati come controllo interno, che contribuisce a ridurre al minimo la variabilità tra gli animali. Inoltre, i nostri numerosi esperimenti oltre un decennio hanno dimostrato che l'unità esterna di CCA non limita ordinaria modelli comportamentali di un animale (ad es., roaming, mangiare e dormire) e consente l'utilizzo di ulteriori trattamenti sperimentali di tali come iniezioni di droga. Così, i ricercatori possono applicare il protocollo CCA nei loro studi di formazione con le proprie modifiche sperimentali.
Questo protocollo CCA ha diverse fasi critiche, anche se tutti i passaggi possono esigere una concentrazione ad alto livello a causa di una natura di chirurgia di sopravvivenza. È particolarmente importante collegare i fili alle posizioni coerenti, e si consiglia vivamente di avere il ricercatore stesso abile a eseguire l'intervento per mantenere la coerenza in landmarking nello stesso punto del nervo, sutura fili alla stessa distanza dalla nervo, ecc. Inoltre, è necessario confermare la sicurezza della taping prima e durante l'applicazione di CCA, perché nastro allentato o usurata può portare a un fallimento della procedura.
Questo modello CCA ha alcune piccole limitazioni. Poiché l'unità di stimolazione di CCA è fissato con nastro adesivo, alcuni animali presentano irritazioni della pelle intorno alla zona di nastratura. Questo potrebbe essere migliorata negli studi futuri attraverso l'uso di una giacca da indossare che dovrebbe sostituire la camera di CCA senza nastratura, tuttavia, non abbiamo avuto successo con tali Giacche. In alternativa, lo stimolatore può essere impiantato nello spazio intraperitoneale per evitare la nastratura procedura28, anche se questa procedura è più invasiva. Inoltre, l'unità descritta stimolatore esterno è progettato per essere controllato tramite l'esposizione ai raggi infrarossi. Tuttavia, se un'unità non riesce a rispondere alla luce infrarossa, ciò potrebbe indicare cambiamenti nella resistenza o sensibilità dell'unità dopo lungo tempo di utilizzo. L'implementazione di un microchip in ultima analisi, può evitare l'uso della luce infrarossa e consentirebbe a tutti i parametri di CCA essere programmato e memorizzati, abilitazione CCA da applicare in modo più controllato e preciso. Tutti i disegni di studio dovrebbero anche considerare l'uso della chirurgia di sham arto controlaterale per escludere eventuali possibili esiti derivanti dalla procedura chirurgica stessa.
Vale la pena di continuare a indagare come CCA può regolare del muscolo massa e fenotipo dopo i periodi di inattività muscolare cronica, o nel contesto di altre malattie muscolari. Come mostrato in recenti studi clinici29,30, CCA può essere applicato anche per esaminare la sua efficacia sui meccanismi di segnalazione anabolizzanti nelle popolazioni di invecchiamento. In conclusione, noi incoraggiamo i ricercatori a prendere vantaggio di utilizzare questo protocollo CCA nei loro studi, per cui possono indagare i vari meccanismi cellulari e molecolari alla base fenotipica adattamenti del muscolo scheletrico esercizio cronico.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Siamo grati a Liam Tyron per la sua lettura esperta del manoscritto. Quest'opera è stata sostenuta da finanziamenti dalle scienze naturali e ingegneria ricerca Consiglio del Canada (NSERC) D. A. cappa. D. A. Hood è anche titolare di un Canada Research Chair in fisiologia cellulare.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sprague Dawley Rat | Charles River | Strain 400 | |
| Chronic contractile activity unit | Home-made | n/a | |
| CCA unit protective box (3.5 x 3.5 x 2.5 cm) | Home-made | n/a | Box should be made of opaque material or covered in an opague tape |
| Coin lithium ion batteries (3V) | Panasonic | CR2016 | |
| Medwire | Leico Industries | 316SS7/44T | |
| Solder pin (socket) | Digi-Key | ED6218-ND | |
| Zonas porous tape | Johnson & Johnson | 5104 | |
| Suture silk (Size 5) | Ethicon | 640G | |
| Suture silk (Size 6) | Ethicon | 706G | |
| Curved blunt scissor (11.5 cm Length) | F.S.T. | 14075-11 | |
| Curved blunt scissor (15 cm Length) | F.S.T. | 14111-15 | |
| Delicate haemostatic forceps (16 cm Length) | Lawton | 06-0230 | |
| Scalpel | Feather | 3 | |
| Curved forceps | F.S.T. | 11052-10 | |
| Stainless-steel rod (30 cm; 7mm diameter) | Home-made | n/a | Rod should have 5 mm slit in one end to hold the wire for tunneling under the skin |
| Clip applying forceps | KLS Martin | 20-916-12 | |
| Staples (clips) | Bbraun | BN507R | |
| Metal hooks/retractor | Home-made | n/a | |
| Povidone-iodine (500 mL) | Rougier | #NPN00172944 | |
| Ampicillin sodium | Novopharm | #DIN00872644 | |
| Metacam | Boehringer | #DIN02240463 | |
| Digital multimeter (voltmeter) | Soar Corporation | ME-501 | |
| LED digital stroboscope | Lutron Electronic Enterprise | DT-2269 |
References
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