Summary
Este protocolo analiza comportamiento navegación de larva de Drosophila en respuesta a la estimulación simultánea de la optogenetic de sus neuronas olfativas. Luz de longitud de onda de 630 nm se usa para activar las neuronas olfativas individuales expresando una rodopsina canal rojo-cambiado de puesto. Movimiento de larvas al mismo tiempo se realiza un seguimiento grabado digitalmente y analizados utilizando el software de medida.
Abstract
La capacidad de navegar hacia fuentes de olor de insectos se basa en la actividad de sus neuronas receptoras olfatorias de primer orden (ORNs). Mientras que se ha generado una cantidad considerable de información sobre respuestas ORN a los aceites, el papel de ORNs específicos en las respuestas del comportamiento de conducción sigue siendo mal entendido. Complicaciones en el análisis de comportamiento se presentan debido a diferentes volatilidades de odorantes que activan las ORNs individuales, múltiples ORNs activados solo olores, y la dificultad en reproducir naturalmente observadas variaciones temporales en estímulos olfativos utilizando métodos convencionales de olor-entrega en el laboratorio. Aquí, describimos un protocolo que analiza la conducta de larvas de Drosophila en respuesta a la estimulación simultánea de la optogenetic de sus ORNs. La tecnología optogenetic utilizada aquí permite la especificidad de la activación de la ORN y control preciso de los patrones temporales de la activación de la ORN. Correspondiente movimiento de larvas se realiza un seguimiento, grabados digitalmente y analizados usando custom software por escrito. Mediante la sustitución de estímulos de olor con estímulos de luz, este método permite un control más preciso de la activación individual de ORN para estudiar su impacto en el comportamiento larval. Nuestro método podría ampliarse aún más para estudiar el impacto de las neuronas de proyección de segundo orden (PNs) además de las neuronas locales (LNs) en comportamiento larval. Este método permitirá así a una disección completa de la función olfativa circuito y complemento de estudios sobre actividades de neurona olfativa cómo traducen en respuestas de comportamiento.
Introduction
Información olfativa en el entorno de una larva de Drosophila es detectada por solamente 21 ORNs funcionalmente diferentes, las actividades de las cuales en última instancia determinar comportamiento larval1,2,3,4. Sin embargo, relativamente poco se sabe acerca de la lógica por la que está codificada información sensorial en las actividades de estos 21 ORNs. Por lo tanto es necesario medir experimentalmente la contribución funcional de cada larva ORN a comportamiento.
Aunque el perfil de la respuesta sensorial del repertorio entero de ORNs larvas de Drosophila se ha estudiado en detalle1,4,5, las contribuciones de ORNs individuales al circuito olfatorio y de tal modo a comportamiento de navegación siguen siendo en gran parte desconocidos. En estudios de comportamiento larval, hasta el momento, dificultades debido a la incapacidad de espacial y temporal activar solo ORNs. Un panel de olores que se activan específicamente 19 de los 21 ORNs larvas de Drosophila fue descrito recientemente1. Cada olor en el panel, en bajas concentraciones, provoca una respuesta fisiológica de su cognado ORN. Sin embargo, en concentraciones más altas que se utilizan normalmente para los ensayos de comportamiento convencional, cada olor provoca respuestas fisiológicas de múltiples ORNs1,5,6. Además, los olores en este panel han variado volatilidades que complican la interpretación de los estudios de comportamiento que dependen de la formación de gradientes de olor estable7,8. Por último, naturalmente que ocurren estímulos de olor tienen un componente temporal que es difícil de reproducir en condiciones de laboratorio. Por lo tanto es importante desarrollar un método que puede medir el comportamiento larval mientras que simultáneamente activar ORNs individuales de una manera espacial y temporal.
Aquí, demostramos un método que tiene ventajas sobre el seguimiento de larvas previamente descrito ensayos1,8. El seguimiento se describe en Gershow et al. emplea válvulas controladas electrónicamente para mantener un gradiente estable de olor en la arena de comportamiento8. Sin embargo, debido a la compleja ingeniería para construir la configuración de estímulos de olor, este método es difícil de replicar en otros laboratorios. Además, siguen sin resolverse los problemas relacionados con el uso de aceites para activar específicamente solo ORNs. El seguimiento se describe en Mateo et al. emplea un sistema más simple de olor, pero el gradiente de olor resultante depende de la volatilidad de la prueba de olor y es inestable para las duraciones largas del ensayo1. Así, mediante la sustitución de estímulos de olor con estímulos de luz, nuestro método tiene las ventajas de especificidad y un control temporal de la activación ORN y no es dependiente en la formación de gradientes de olor de diferentes potencias.
Nuestro método es fácil de configurar y es apropiado para los investigadores interesados en la medición de aspectos de la navegación de larvas de Drosophila . Esta técnica podría adaptarse a otros sistemas de modelo siempre y cuando el investigador es capaz de conducir la expresión de CsChrimson en neuron(s) de su sistema favorito de la elección. CsChrimson es una versión rojo-cambiado de puesto de la rodopsina de la canal. Se activa en longitudes de onda que son invisibles al sistema de phototaxis de la larva. Por lo tanto somos capaces de manipular la actividad de las neuronas con especificidad, confiabilidad y reproducibilidad9. Modificando la costumbre escrita software para tener en cuenta para los cambios de tamaño de los sujetos, este método podría ser fácilmente adaptado para reptantes larvas de otras especies de insectos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. construcción de un estadio de comportamiento y preparación de Hardware para permitir la estimulación Optogenetic en la Arena de comportamiento
- Para construir una arena de comportamiento privado de luz, construir una caja con una dimensión de 89 x 61 x 66 cm3 (35" L x 24" W x 26" H) hecha de plexiglás color negra las hojas de acrílico (espesor 3 mm) (véase Tabla de materiales). Materiales para construir una caja de esa deben estar disponibles en las ferreterías locales. Colocar esta caja en una mesa en la sala de comportamiento (figura 1A).
- Monte una cámara monocromática USB 3.0 CCD equipado con un filtro IR largo-paso de 830 nm y una lente de 8 mm F1.4 C-mount (véase Tabla de materiales) al centro del techo de la caja negra. Lugar dos infrarrojos tiras de LED (véase Tabla de materiales) sobre la mesa para iluminar las larvas en el arena oscuro (figura 1A).
- Para construir la plataforma de LED, obtener una placa de aluminio cuadrada de 22 cm x 22 cm (preferentemente aerosol pintado con un acabado negro mate para eliminar cualquier reflexiones). En el centro de la placa, usando un cortador de metal, corte un agujero lo suficientemente grande como para caber alrededor de la cámara CCD.
- Cubrir la placa metálica con luces de tira de LED rojo (véase Tabla de materiales). Soldar cables de tira de luz LED en serie y pase los cables de la tira en un relé óptico controlado por un microprocesador de 2B de frambuesa Pi (véase Tabla de materiales) (figura 1B y 2).
- Instalar y configurar el sistema operativo Ubuntu Mate/Raspian Jesse/Linux basado en el procesador de frambuesa Pi antes de conectar el relé óptico a las tiras de LED. Adjuntar una fuente de alimentación para alimentar las tiras de LED y el optoacoplador (figura 2) (véase Tabla de materiales). Montaje de la plataforma de LED alrededor de la cámara de CCD (figura 1B).
Nota: Sistema operativo de Ubuntu Mate v16.04 está disponible. Un conjunto de comandos de Python basado en simples puede ser fácilmente adaptado a los patrones del programa de estímulos de luz LED (véase archivo de sintaxis). - Asegúrese de irradiación homogénea en varios puntos en el ámbito del comportamiento. Medir la irradiancia absoluta en la superficie de la arena con la ayuda de un espectrómetro y determinar que ~1.3 W/m2 a lo largo de la superficie de la arena.
Nota: En esta intensidad, no se observaron cambios significativos de temperatura a lo largo de los experimentos. Otro estudio10 utiliza una mayor irradiancia de ~1.9 W/m2 y había observado sin cambios de temperatura a lo largo de los experimentos.
2. preparación de las larvas de Drosophila para análisis de comportamiento
- Mantener las moscas en la comida de mosca estándar (véase Tabla de materiales) a 25 ° C, 50-60% de humedad relativa y un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h.
-
Para expresar el CsChrimson en un solo par de ORNs, cruzar hembras vírgenes desde la línea de UAS-IVS-CsChrimson a los machos de una línea OrX-Gal4 ('X' corresponde a una de 21 receptores de olor larvas (o) genes que se expresan únicamente en cada uno de 21 pares de ORNs)9,11.
- Alternativamente, para expresar el CsChrimson en todas ORNs larvas 21, cruzar hembras vírgenes de un UAS-IVS-CsChrimson línea machos de una línea de Orco-Gal4 ('Orco' es el correceptor que se expresa en todas las 21 ORNs).
- Utilice línea de UAS-IVS-CsChrimson por sí mismo como un control en estos experimentos.
Nota: Las poblaciones de mosca enumeradas aquí están disponibles en el Bloomington Drosophila Stock Center (véase Tabla de materiales).
-
Una vez que las moscas machos y hembras en una cruz se les permite aparearse y poner huevos durante 48 h, transferencia de adultos a un vial nuevo.
- A la superficie de la cubeta de alimentos que contengan huevos, añadir 400 μL de una mezcla que contiene retinal todo-trans-μm 400 (ATR) disuelto en dimetil sulfóxido (DMSO) y 89 mM sacarosa disuelta en agua destilada.
Nota: La pequeña cantidad de sacarosa promueve la alimentación larval de la solución ATR. ATR es un cofactor requerido para regular de CsChrimson expresión9,10. ATR es sensible a la luz. - Una vez que ATR se agrega a los frascos de alimentos que contengan huevos, incubar los frascos en la oscuridad por un adicional 72 h.
Nota: Mientras que este estudio y los dos estudios anteriores no han observado efectos en la conducta larval por ATR de alimentación, se recomienda controlar los efectos de ATR alimentación sometiendo líneas de prueba a la misma cantidad de la mezcla anterior que no contenga ATR.
- A la superficie de la cubeta de alimentos que contengan huevos, añadir 400 μL de una mezcla que contiene retinal todo-trans-μm 400 (ATR) disuelto en dimetil sulfóxido (DMSO) y 89 mM sacarosa disuelta en agua destilada.
- Extracto de larvas de tercer estadio (~ 120 h después de la puesta de huevos) de la superficie del alimento mosca flotando a través de una solución de sacarosa de alta densidad (15%). Usando una P1000 micropipeta separar las larvas flotan en la superficie de la solución de sacarosa en un vaso de vidrio de 1000 mL.
- Lave las larvas 3 – 4 veces intercambiando agua destilada 800 mL en el vaso de vidrio cada vez. Permitir que las larvas a reposar 10 min antes de someterlos a la prueba de comportamiento.
3. ensayo de comportamiento
- Mantener una temperatura constante (entre 22 y 25 ° C) y humedad (entre 50 y 60% HR) en la habitación de comportamiento.
-
Preparar medio reptante larvas vertiendo 150 mL de agarosa fundida (1.5%) en un cuadrado de 22 cm x 22 cm plato de Petri. Una placa de Petri se vierte para cada ensayo de ensayo, ensayos de 8 a 10 por experimento. Permiten agarosa solidificar y enfriar durante 1 – 2 h en los platos de Petri antes de usarlos en el análisis del comportamiento.
- La transferencia de no más de 20 de las larvas de tercer estadio preparadas para el centro del plato de Petri (figura 1C). Cubrir la placa de Petri con su tapa. Coloque el plato Petri en la arena de comportamiento bajo la cámara CCD.
Nota: Dependiendo de la experiencia, ensayos de comportamiento típicamente llevan a cabo 3-5 minutos. Si un olor se utiliza en el ensayo para proporcionar señales de orientación, se ha observado que el gradiente de olor resultante permanece estable durante aproximadamente 5 min1. Tiempos de ensayo más largos no son recomendables. No se han observado efectos deletéreos sobre las larvas debido a la deshidratación o de 630 nm rojo una exposición prolongada en estos momentos.
- La transferencia de no más de 20 de las larvas de tercer estadio preparadas para el centro del plato de Petri (figura 1C). Cubrir la placa de Petri con su tapa. Coloque el plato Petri en la arena de comportamiento bajo la cámara CCD.
- Gire en el 850 nm infrarrojo LED fuente de luz para visualizar las larvas en el video. Iniciar la cámara CCD para grabar movimiento de larvas.
- Utilizando el software asociado con el procesador del Raspberry Pi, programa el procedimiento para administrar patrones adecuados de estimulación de luz roja.
Nota: Un conjunto de comandos de Python basado en simples puede ser fácilmente adaptado a los patrones del programa de estímulos de luz LED (véase archivo de sintaxis).
4. procesamiento de datos y análisis
- Importar el vídeo grabado de cada ensayo a cualquier software disponible de programación como Matlab.
- Obtener coordenadas XY de cada larva en una película como una función del tiempo. En límites de software de seguimiento de la base, 15-20 larvas de tercer estadio pueden ser rastreadas en la película solo1,8.
Nota: Se proporciona un conjunto de simples códigos de Matlab ('Tracklarva') que puede ser fácilmente adaptado a las condiciones apropiadas (véase archivo de sintaxis). Este programa combina todos los ensayos en un experimento y salidas de las coordenadas XY de cada larva para toda la duración del ensayo (ver sintaxis de código a continuación). Alternativamente, uno puede utilizar varios programas basados en código abierto que están libremente disponibles para los investigadores. Por ejemplo JAABA (http://jaaba.sourceforge.net/)12. -
Utilizar las coordenadas XY generadas para trazar trayectorias larvales y más análisis larval locomoción.
- Para análisis de comportamiento, usar estadísticas de navegación como la velocidad, la curvatura de la trayectoria, ángulo de partida, para segmentar trayectorias individuales de larvas en alterna secuencias de carreras y vueltas.
- Carreras se definen como períodos continuos de movimiento hacia adelante. Vueltas separan las ejecuciones. Vueltas se marcan cuando los cambios a los ángulos de orientación de la trayectoria fueron > 45° (véase archivo de sintaxis).
- Calcular los valores promedio de velocidad de ejecución, ejecutar la longitud, dirección ejecución y otros parámetros como sea necesario.
Nota: Se proporciona un conjunto de sintaxis simple para extraer larvas trayectorias 'funciona' y 'para' (véase archivo de sintaxis). Simple Matlab o Excel funciones base pueden aplicarse a los datos extraídos se calcular valores para 'speed run', ' longitud ' etcetera. - Representar datos para cada métrica de comportamiento como media ± SEM.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Para demostrar la especificidad de la activación de la ORN, nuestro método se aplicó con éxito para determinar el impacto de dos diferentes ORN (ORN::7a y ORN::42a) activación (ORNs manifieste su Or7a o Or42a) en el comportamiento larval (figura 3). Consistente con estudios recientes que individuales ORNs larvas son funcionalmente distintos1,10,13, nuestros datos representativos demuestran que cuando ORN::7a expresar CsChrimson fue estimulada por la luz, había un disminución significativa en el funcionamiento largo comparado con animales control. Por el contrario, cuando ORN::42a expresar CsChrimson fue estimulada por la luz, hubo un aumento significativo de largo funcionamiento en comparación con animales de control (figura 3). Los datos colectivos analizados de ~ 100-120 se obtuvieron pistas larvales (n = 8) ensayos realizados para cada genotipo. Las barras de error representan SEM. Mientras que se describe aquí sólo un parámetro de comportamiento individual (longitud de ejecución), observamos que cada pista larvas puede analizarse además para calcular los parámetros para la velocidad, la curvatura de la trayectoria, y cuerpo dobla1,8,13, 14,15. Más parámetros relacionados con direccionalidad como ángulo de dirección, longitud y velocidad hacia y lejos de los olores pueden obtenerse si se proporciona una fuente de olor en un lado de la arena1,8,13.
Para demostrar la capacidad de nuestro método para modificar los patrones temporales de la activación de la ORN, hemos variado nuestro estímulo para alternar entre encendido y apagado de luces. Sometimos las larvas expresando UAS -CsChrimson en ORN::42a a tres diferentes patrones temporales de los estímulos de luz durante el período de las luces ON (0,04 Hz, 1 Hz y constante). Luego medimos cambios en parámetros conductuales que ocurren durante la fase de luces OFF → ON y luces en fase → OFF. Encontramos que para ORN::42a, diferentes patrones temporales del estímulo luz produce diferentes respuestas conductuales (figura 4). Tales cambios no se observaron en las larvas de control que no expresan UAS-CsChrimson en cualquier ORNs. Estos resultados destaca la importancia de entender cómo temporales patrones de activación de ORN contribuyen al comportamiento animal.
Figura 1 : Comportamiento arena y medio reptante larvas. (A) vista de la arena de la caja negra de comportamiento frontal. La puerta de la arena revela una cámara CCD suspendida del techo de la caja. (B) vista inferior de una plataforma de metal que contiene rojo tiras de luz LED utilizadas para estímulos de optogenetic se monta alrededor de la cámara CCD. (C) vista superior del medio reptante larvas utilizado en el ensayo. Antes de registrar el movimiento de larvas, en capas de ~ 20 larvas lavadas se colocan en el centro de una 22 cm x 22 cm plato de Petri con agarosa al 1.5%. La placa de Petri que contienen larvas se coloca en el centro de la arena bajo la cámara y entre dos infrarrojos LED tiras de la luz que se utilizan como fuente de luz para la cámara. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Configuración Optogenetics. Una infografía que muestra el arreglo electrónico para la instalación de optogenetics. Brevemente, luz del LED (630 nm) tiras se conectan en serie y los cables de las tiras son alimentados en un optoacoplador conectado a un microprocesador de 2B frambueso PI. Las tiras de luz LED y el optoacoplador son alimentados por una fuente de alimentación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Impacto de activación luz de ORNs individuales en comportamiento larval. Longitud carrera de larvas expresar CsChrimson en ORN::7a y ORN::42a fueron afectados diferentemente en comparación con el control de larvas en la activación de luz. Cada barra representa RI promedio ± SEM (n = 8). Las larvas cuando se activó la ORN::7a ejecución fue significativamente menor al control. Las larvas cuando se activó la ORN::42a ejecución fue significativamente superior de control. Las barras representan la media ± SEM (n = 8, prueba de t de Student; "*" es p < 0.05, "**" es p < 0.001). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Impacto de los diferentes patrones temporales de la activación de la ORN en comportamiento larval. (A) tres patrones temporales de los estímulos utilizados para activar ORNs. Estímulo a: constante de 1 min luz durante el estímulo de luz de estímulo b: de 0,04 Hz, estímulo c: 1 Hz luz la estimulación durante período de LED en minuto 2. (B) las larvas se sometieron a los tres patrones diferentes de estímulos de luz descritos en el A. Cada punto representa el cambio de comportamiento larval, debajo de cada patrón de estímulos de luz, luz de activación cambia de ON a OFF. Cambio en 'run longitud' (Av. longitud (OFF) - Av. corren largo (a)) se grafica en el eje x. Cambio en 'run speed' (velocidad (OFF) - Av. correr velocidad (ON) Av.) se grafica en el eje y. El gráfico de la izquierda (puntos grises) representa las mediciones de las larvas de control y el gráfico de la derecha (puntos rojos) representa medidas de larvas expresar CsChrimson en ORN::42a. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Archivo suplementario de sintaxis: un conjunto de simples códigos de Matlab ('Tracklarva') que se puede fácilmente adaptar a las condiciones apropiadas. Haga clic aquí para descargar este archivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Aquí, describimos un método que permite la medición de la conducta de larvas de Drosophila en respuesta a la activación de la optogenetic simultánea de neuronas olfativas. Descrito larvas seguimiento métodos1,8 utilizan la tecnología de entrega diferente olor para activar ORNs. Sin embargo, estos métodos no pueden controlar la especificidad o patrones temporales de la activación de la ORN. Nuestro método supera estos déficits mediante estímulos de luz en lugar de estímulos de olor para un control más exacto de la activación de la ORN.
Los materiales necesarios para construir la arena de comportamiento puede obtenerse fácilmente en la ferretería local y requiere un esfuerzo mínimo en Asamblea. La electrónica necesaria para preparar el módulo optogenetics es también fácilmente disponibles y construido. El método descrito aquí utiliza luz roja para activar una rodopsina canal rojo-cambiado de puesto (CsChrimson) expresado en neuronas específicas. El comportamiento larval resultante en respuesta a la correspondiente activación de ORN se registra con una cámara CCD y medido utilizando software escrito a medida que se proporciona aquí. Nuestro método permite a los investigadores a pedir respuestas a varias preguntas que no eran posibles antes de: 1) ¿Cuál es el impacto de patrones de diferentes estímulos olfativos en la habilidad del animal para navegar hacia un olor? ¿2) similares a en el centro y las células del ganglio de OFF-center en la retina mamíferos16, hay ORNs que respondan específicamente a una disminución de estímulos olfativos además de ORNs que responden a un aumento de estímulos olfativos? Por último, nuestro método permite una gran variedad de aplicaciones futuras, incluyendo la medición del impacto de neuronas descendentes en el circuito olfatorio (PNs y LNs) navegación larval.
Si bien hay varias ventajas a nuestro método, reconocemos ciertas limitaciones. No está claro si efectos de concentración observados con olores pueden ser replicados fácilmente usando este sistema. Mientras que nuestra configuración actual no permite esto, el módulo optogenetics podría modificarse fácilmente para dar cabida a los aumentos o disminuciones de la intensidad del estímulo luz. En el futuro, nosotros comprobará para ver si cambio intensidad del estímulo luz imita efectos de la concentración de olores. Técnicas genéticas mosca simple pueden utilizarse para expresar CsChrimson en ambos todos los 21 pares de ORNs (usando Gal4 Orco) o en un solo par de ORNs (mediante Gal4s o individuales). Sin embargo, se necesitarían genética complicada para expresar CsChrimson en 1 < n < 21' las neuronas. Debido a esto, sería difícil de replicar los efectos observados con mezclas de olores donde los componentes individuales de la mezcla de provocan respuestas de más de un acido. A pesar de comportamiento navegación larvas se considera un comportamiento dimensional bajo, reconocemos que nuestro programa de seguimiento de larvas puede mejorarse aún más en el futuro considerando adicionales descriptores de comportamiento basados en la postura animal (p. ej. probabilidad de cabeza gira, cuerpo curvas etc.)8,17. Nuestro estudio se limitó a neuronas sensoriales de primer orden en la larva. Más investigación se requiere antes de que nuestro método puede ser aplicado a las neuronas de proyección de segundo orden y de neuronas locales que están incrustadas en la región del cerebro lóbulo del cerebro18.
En Resumen, nuestro método ofrece la posibilidad de analizar la función de cada Acido en el circuito olfatorio simple y manejable de la larva de Drosophila . Al hacerlo, nuestro método le permitirá desarrollo de modelos computacionales más precisos que describen cómo las señales del olor se traducen en diferentes salidas conductuales.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por fondos de puesta en marcha de la Universidad de Nevada, Reno y por NIGMS del Instituto Nacional de salud bajo la concesión número GM103650 P20.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Video camera to capture larval movement | |||
| CCD Camera | Edmund Optics | 106215 | |
| M52 to M55 Filter Thread Adapter | Edmund Optics | 59-446 | |
| 2" Square Threaded Filter Holder for Imaging Lenses | Edmund Optics | 59-445 | |
| RG-715, 2" Sq. Longpass Filter | Edmund Optics | 46-066 | |
| Electronics for optogenetic setup | |||
| Raspberry Pi 2B | RASPBERRY-PI.org | RPI2-MODB-V1.2 | |
| 3 Channel programmable power supply | newegg.com | 9SIA3C62037092 | |
| 8 Channel optocoupler relay | amazon.com | 6454319 | |
| 630nm Quad-row LED strip lights | environmentallights.com | red3528-450-reel | |
| 850nm LED strips | environmentallights.com | wp-4000K-CC5050-60x2-kit | |
| Software | |||
| Matlab | Mathworks Inc. | ||
| Ubuntu MATE v16.04 | Nubuntu | https://github.com/yslo/nubuntu | |
| Other items | |||
| Plexiglass black acrylic | Home Depot | MC1184848bl | |
| Fly food and other reagents | |||
| Nutrifly fly food | Genesee Scientific | 66-112 | |
| Agarose powder | Genesee Scientific | 20-102 | |
| 22cm X 22cm square petri-dish | VWR Inc. | 25382-327 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | 84097 | |
| All trans-retinal | Sigma-Aldrich | R2500 | |
| Flies | |||
| UAS-IVS-CsChrimson | Bloomington Drosophila Stock Center | 55134 | |
| Orco-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 26818 | |
| Or42a-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 9970 | |
| Or7a-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 23907 |
References
- Mathew, D., et al. Functional diversity among sensory receptors in a Drosophila olfactory circuit. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 2134-2143 (2013).
- Ramaekers, A., et al. Glomerular maps without cellular redundancy at successive levels of the Drosophila larval olfactory circuit. Current biology : CB. 15, 982-992 (2005).
- Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. Molecular, anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Current biology : CB. 15, 1535-1547 (2005).
- Kreher, S. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila larva. Neuron. 46, 445-456 (2005).
- Kreher, S. A., Mathew, D., Kim, J., Carlson, J. R. Translation of sensory input into behavioral output via an olfactory system. Neuron. 59, 110-124 (2008).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Monte, P., et al. Characterization of the larval olfactory response in Drosophila and its genetic basis. Behav Genet. 19, 267-283 (1989).
- Gershow, M., et al. Controlling airborne cues to study small animal navigation. Nature methods. 9, 290-296 (2012).
- Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11, 338-346 (2014).
- Hernandez-Nunez, L., et al. Reverse-correlation analysis of navigation dynamics in Drosophila larva using optogenetics. eLife. 4, (2015).
- Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
- Kabra, M., Robie, A. A., Rivera-Alba, M., Branson, S., Branson, K. JAABA: interactive machine learning for automatic annotation of animal behavior. Nature methods. 10, 64-67 (2013).
- Newquist, G., Novenschi, A., Kohler, D., Mathew, D. Differential contributions of Olfactory Receptor Neurons in a Drosophila olfactory circuit. eNeuro. 3, (2016).
- Schulze, A., et al. Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis. eLife. 4, (2015).
- Tastekin, I., et al. Role of the Subesophageal Zone in Sensorimotor Control of Orientation in Drosophila Larva. Current Biology. 25, 1448-1460 (2015).
- Famiglietti, E. V., Kolb, H. Structural basis for ON-and OFF-center responses in retinal ganglion cells. Science. 194, 193-195 (1976).
- Luo, L., et al. Bidirectional thermotaxis in Caenorhabditis elegans is mediated by distinct sensorimotor strategies driven by the AFD thermosensory neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 2776-2781 (2014).
- Berck, M. E., et al. The wiring diagram of a glomerular olfactory system. eLife. 5, (2016).
